Certificat d’Aptitude Pédagogique de l’Ecole...

Pour l’obtention du

Certificat d’Aptitude Pédagogique de l’Ecole Normale « C.A.P.E.N »

PHYSIQUE - CHIMIE

Présenté par

RAKOTOARIVELO Hantamalala Léa Clarisse

Soutenu le 04 Novembre 2006 devant la Commission d’Examen Président : Monsieur RAZANAMPARANY Bruno Professeur d’Enseignement Supérieur et de Recherche Examinateur : Madame RASOANAIVO RAZAFIZANAKA Albertine Maître de Conférences Rapporteur : Monsieur RASAMOELISENDRA Richard Maître de Conférences

Année 2006

SOMMAIRE

Abréviations et formules chimiques

Liste des figures

Liste des schémas

Liste des tableaux

Introduction 11

Première partie : Généralités 12 I Généralités sur les Araliacées 13

II Répartition géographique des Araliacées dans le monde 13

III Caractères généraux des Araliacées 13

III.1 Le genre Schefflera (ou arbre ombrelle) arboricola 14

III.2 Le genre Cussonia bojeri 14

IV Les Euphorbiacées 14

IV.1 Position systématique de la famille Euphorbiacées 14

IV.2 Généralités de la famille Euphorbiacées 14

IV.3 Répartition des Euphorbiacées 15

IV.4 Uapaca bojeri 15

V Classification phylogénétique du Cussonia bojeri 16

Deuxième partie : Matériels et méthodes 17 I Matériels 18

I.1 Matériel végétal 18

I.1.1 Nom vernaculaire et scientifique 18

I.1.2 Etude ethnobotanique 18

I.1.3 Etude botanique 18

I.1.4 Répartition géographique à Madagascar 19

I.2 Matériels techniques 21

I.2.1 Quelques matériels de laboratoire avec leurs utilisations 21

I.2.2 Matériels pour la filtration 21

I.2.3 Matériels pour la vaporisation 21

I.2.4 Matériels pour l’extraction 21

II Méthodes 23

II.1 Technique d’extraction 23

II.1.1 Extraction liquide-liquide 23

II.1.2 Extraction solide-liquide 23

II.1.2.1 Méthode continue 23

II.1.2.2 Méthode discontinue 24

II.1.3 Distillation 25

II.1.3.1 Distillation sous pression réduite 25

II.1.3.2 Extraction par reflux au bain marie 26

II.2 Screening phytochimique 26

II.2.1 Les alcaloïdes 27

II.2.1.1 Définition 27

II.2.1.2 Localisation 27

II.2.1.3 Propriétés physico-chimiques 27

II.2.1.4 Criblage des alcaloïdes 28

II.2.2 Les flavonoïdes et leucoanthocyanes 29

II.2.2.1 Les leucoanthocyanes 29

II.2.2.2 Les flavonoïdes 29

II.2.2.3 Eléments communs entre les flavonoïdes et leucoanthocyanes 30

II.2.2.4 Criblage des flavonoïdes et leucoanthocyanes 31

II.2.3 Les tanins et les polyphénols 32

II.2.3.1 Tanins hydrolysables 32

II.2.3.2 Tanins condensés (non hydrolysables) 33

II.2.4 Les anthraquinones (Quinones) 34

II.2.4.1 Caractéristiques 34

II.2.4.2 Criblage des anthraquinones 34

II.2.5 Les stérols insaturés et les triterpènes 34

II.2.5.1 Structure 34

II.2.5.2 Criblage des stérols insaturés et triterpènes 35

II.2.6 Les cardénolides et les bufadiénolides 35


II.2.6.2 Criblage des cardénolides et bufadiénolides 35

II.2.7 Les saponines 35


II.2.7.2 Criblage des saponines 36

II.2.8 Les héterosides cyanogénétiques 36


II.2.8.2 Criblage des hétérosides cyanogénétiques 37

II.2.9 Les coumarines 37


II.2.9.2 Criblage des coumarines 38

II.2.10 Les polysaccharides 38


II.2.10.2 Criblage des polysaccharides 39

II.3 Extraction des flavonoïdes 39

II.4 Chromatographie 41

II.4.1 Principe de la chromatographie 41

II.4.2 Chromatographie sur Papier (CP) 41

II.4.3 Chromatographie sur Colonne (CC) 41

II.4.4 Chromatographie en Phase Gazeuse (CPG) 42

II.4.5 Chromatographie sur Couche Mince (CCM) 44

Troisième partie : Résultats et Discussion 46

I Résultats des screening phytochimiques 47

I.1 Résultats des criblages phytochimiques des feuilles 47

I.2 Résultats des criblages phytochimiques des tiges 49

I.3 Comparaison des résultats des criblages phytochimiques 52

II Résultats chromatographiques sur les feuilles et interprétation 53

II.1 Etude des anthocyanes 53

II.2 Etude des aglycones 53

II.3 Etude des monoglycosides 56

II.4 Etude des polyglycosides 57

III Résultats chromatographiques sur les tiges et interprétation 59

III.1 Etude des anthocyanes 59

III.2 Etude des aglycones 59

III.3 Etude des monoglycosides 61

III.4 Etude des polyglycosides 63

Quatrième partie : Propriétés biologiques et pharmacologiques de chaque famille chimique 65

1 Coumarines 66

2 Saponosides (saponines) 66

3 Flavonoïdes 66

4 Tanins 67

5 Alcaloïdes 68

6 Anthocyanosides 69

7 Glucosides anthraquinones (quinones) 69

8 Terpénoïdes 69

9 Glucosides cyanogénétiques 69

10 Stéroïdes 69

11 Glucosides cardiotoniques 69

Education à l’environnement 71

Conclusion 74 Partie expérimentale 76

I Préparation des réactifs des criblages phytochimiques 76

I.1 Préparation du réactif de Dragendorff 76

I.2 Préparation du réactif de Wagner 76

I.3 Préparation du réactif de Mayer 76

I.4 Préparation de la gélatine 76

I.5 Préparation du chlorure de sodium 10 % 76

I.6 Préparation de l’acide chlorhydrique 5% 76

I.7 Préparation de la gélatine salée 76

I.8 Préparation du réactif de Kedde 76

I.9 Préparation du chlorure ferrique 10% 76

I.10 Préparation du réactif de Keller-Killiani 77

I.11 Préparation FeCl3 à 10% dans le MeOH 77

II Préparation de l’extrait hydroalcoolique 77

III Criblage phytochimique 77

III.1 Criblage des alcaloïdes 77

III.2 Criblage des flavonoïdes et des leucoanthocyanes 78

III.3 Criblage des tanins et polyphénols 79

III.4 Criblage des stéroïdes et triterpénoïdes 80

III.5 Criblage des cardénolides et bufadiénolides 81

III.6 Criblage des saponines 81

III.7 Criblage des polysaccharides 81

III.8 Criblage des coumarines 82

III.9 Criblage des hétérosides cyanogénétiques 82

III.10 Criblage des anthraquinones 82

IV Chromatographie 82

V Extraction des flavonoïdes 83

VI Hydrolyse acide 83

Références bibliographiques 85 Lexique 89

Dédicace

Je dédie ce travail à Mes parents, Pour m’avoir soutenue durant toutes mes études et surtout dans le cadre de réalisation

de ce travail. Vous n’avez pas manqué de m’encourager par vos moyens et prières. Vous n’avez pas cessé d’apporter votre soutien aussi bien matériel que moral jusqu’au

bout de mes peines. Que l’accomplissement de cet œuvre constitue à votre égard un témoignage de toute

ma gratitude. Mon oncle, RAJAOARIFERA Jaonirina Théophile, Pour avoir contribué à l’élaboration de cet ouvrage. Votre aide inestimable nous a vraiment encouragée. A mes frères et sœurs, mes deux filles, Vos confiances et vos encouragements m’ont beaucoup aidée.

Remerciements

Nous adressons nos plus vifs remerciements

A Monsieur Bruno RAZANAMPARANY Professeur à la Faculté des Sciences de l’Université d’Antananarivo Enseignant Chercheur à la Faculté des Sciences de l’Université d’Antananarivo et à l’Ecole Normale Supérieure de l’Université de Fianarantsoa.

Pour avoir bien voulu nous faire l’honneur de présider le jury de ce mémoire. La formation que nous avons pu acquérir par vos conseils et remarques lors de la finalisation de ce travail renforce notre bagage scientifique.

Veuillez trouver ici, Monsieur le Président, nos sincères et respectueux hommages.

A Madame Albertine RASOANAIVO RAZAFIZANAKA Maître de conférences à l’Ecole Normale Supérieure de l’Université de Fianarantsoa Enseignant Chercheur à l’Ecole Normale Supérieure et à la Faculté des Sciences de l’Université de Fianarantsoa

Pour avoir bien voulu accepter de siéger parmi les membres du jury. Votre présence ne fait que rehausser la valeur de ce mémoire. Vos observations et vos suggestions seront appréciées comme un complément de nos connaissances et une aide pour nos futures investigations.

Veuillez agréer, l’expression de notre profond respect et nos vifs remerciements.

A Monsieur Richard RASAMOELISENDRA Maître de Conférences à la Faculté des Sciences de l’Université d’Antananarivo. Enseignant Chercheur à la Faculté des Sciences de l’Université d’Antananarivo et à l’Ecole Normale Supérieure de l’Université de Fianarantsoa.

Pour avoir accepté d’être rapporteur de ce mémoire. Vous avez su nous consacrer un temps précieux, nous montrer de la patience et de la tolérance durant l’encadrement de ce travail. Nous avons toujours trouvé auprès de vous non seulement des conseils d’ordre scientifiques mais aussi d’ordre humain. De plus, votre gentillesse et votre habileté à transmettre votre connaissance ont stimulé notre ardeur et notre admiration pour la chimie organique.

Veuillez recevoir ici l’assurance de notre gratitude.

Nous tenons à remercier vivement

- Monsieur le Directeur, tous les enseignants et les personnels administratifs de

l’Ecole Normale Supérieure, Pour avoir dispensé des enseignements, des conseils et des encouragements.

- Madame BELLIOT Marie Dominique

Proviseur du Lycée Français René Cassin de Fianarantsoa et Madame Marthe RAZAFIMALALA,

Pour nous avoir accueillie en stage. L’accueil chaleureux et la confiance que vous nous avez dispensés, les conseils que vous nous avez donnés, la formation scientifique que vous nous avez dispensée sur la base de vos qualités professionnelles et pédagogiques nous ont permis d’effectuer avec dévouement et assurance notre stage jusqu’à terme dans votre établissement. Vous nous avez donné des privilèges sur les travaux de laboratoire. Que vous trouviez dans cet humble travail l’expression de ma plus haute considération.

- Ma famille

Pour la gentillesse et l’affection avec lesquelles vous m’avez accueillie et aidée durant la réalisation de ce mémoire.

- Mes camarades de promotion, les étudiants en cinquième année de l’Ecole Normale Supérieure, Pour avoir formé à plusieurs reprises des vœux pour ma réussite.

- Tous ceux qui de près ou de loin

Pour avoir contribué à l’élaboration de ce travail Profondes reconnaissances et affections.

RAKOTOARIVELO Hantamalala Léa Clarisse

Liste des schémas Schéma n°1 : Mécanisme de la réaction de Bate-Smith 29

Schéma n°2 : Mécanisme de la réaction de Wilstater 32

Schéma n°3 : Mécanisme de la réaction d’hydrolyse de Grignard 37

Schéma n°4 : Chromatogramme des anthocyanes issues des feuilles 53

Schéma n°5 : Chromatogramme des aglycones issus des feuilles avant NH3 54

Schéma n°6 : Chromatogramme des aglycones issus des feuilles après NH3 54

Schéma n°7 : Chromatogramme des monoglycosides issus des feuilles avant NH3 56

Schéma n°8 : Chromatogramme des monoglycosides issus des feuilles après NH3 56

Schéma n°9 : Chromatogramme des polyglycosides issus des feuilles avantNH3 57

Schéma n°10 : Chromatogramme des polyglycosides issus des feuilles après NH3 58

Schéma n°11 : Chromatogramme des anthocyanes issues des tiges 59

Schéma n°12 : Chromatogramme des aglycones issus des tiges avant NH3 60

Schéma n°13 : Chromatogramme des aglycones issus des tiges après NH3 60

Schéma n°14 : Chromatogramme des monoglycosides issus des tiges avant NH3 62

Schéma n°15 : Chromatogramme des monoglycosides issus des tiges après NH3 62

Schéma n°16 : Chromatogramme des polyglycosides issus des tiges avant NH3 63

Schéma n°17 : Chromatogramme des polyglycosides issus des tiges après NH3 64

Liste des figures Figure n° 1 : Répartition géographique des Araliacées 20

Figure n° 2 : Matériels courants de laboratoire 22

Figure n° 3 : Ampoule à décanter 23

Figure n°4 : Extracteur Soxhlet 24

Figure n°5 : Rotavapor ou évaporateur rotatif 25

Figure n°6 : Montage à reflux 26

Figure n°7 : Différents types structuraux d’alcaloïdes 28

Figure n°8 : Types structuraux des flavonoïdes 31

Figure n°9 : Exemples de structure des tanins hydrolysables 33

Figure n°10 : Exemples de structure des tanins condensés 33

Figure n°11 : Exemples d’anthraquinones et structure des quinones 34

Figure n°12 : Exemples de structure de base des stéroïdes et

des terpénoïdes tétracycliques 35

Figure n°13 : Exemples de structure de base des cardénolides et des bufadiénolides 35

Figure n°14 : Exemples de structure des saponines 36

Figure n°15 : Exemples d’hétérosides cyanogénétiques 37

Figure n°16 : Exemples de structure de coumarines 38

Figure n°17 : Exemples de structure de polysaccharides 39

Figure n°18 : Protocole expérimentale d’extraction des flavonoïdes 40

Figure n°19 : Schéma simplifié d’un CPG 43

Figure n°20 : Exemple de calcul de Rf 45

Figure n°21 : Structure probable des composés 4 et 5 55

Liste des tableaux Tableau n°1 : Barèmes utilisés pour les appréciations 47

Tableau n°2 : Criblage des alcaloïdes dans les feuilles 47

Tableau n°3 : Criblage des flavonoïdes et des leucoanthocyanes dans les feuilles 47

Tableau n°4 : Criblage des tanins et des polyphénols dans les feuilles 48

Tableau n°5 : Criblage des anthraquinones dans les feuilles 48

Tableau n°6 : Criblage des stéroïdes et des terpénoïdes dans les feuilles 48

Tableau n°7 : Criblage des cardénolides et des bufadiénolides dans les feuilles 48

Tableau n°8 : Criblage des saponines dans les feuilles 48

Tableau n°9 : Criblage des polysaccharides dans les feuilles 49

Tableau n°10 : Criblage des coumarines dans les feuilles 49

Tableau n°11 : Criblage des hétérosides cyanogénétiques dans les feuilles 49

Tableau n°12 : Criblage des alcaloïdes dans les tiges 49

Tableau n°13 : Criblage des flavonoïdes et des leucoanthocyanes dans les tiges 50

Tableau n°14 : Criblage des tanins et des polyphénols dans les tiges 50

Tableau n°15 : Criblage des anthraquinones dans les tiges 50

Tableau n°16 : Criblage des stéroïdes et des terpénoïdes dans les tiges 50

Tableau n°17 : Criblage des cardénolides et des bufadiénolides dans les tiges 50

Tableau n°18 : Criblage des saponines dans les tiges 51

Tableau n°19 : Criblage des polysaccharides dans les tiges 51

Tableau n°20 : Criblage des coumarines dans les tiges 51

Tableau n°21 : Criblage des hétérosides cyanogénétiques dans les tiges 51

Tableau n°22 : Comparaison des résultats des criblages phytochimiques 52

Tableau n°23 : Rf et couleurs des aglycones issus des feuilles 55

Tableau n°24 : Squelettes flavonoïdiques probables

des aglycones issus des feuilles 55

Tableau n°25 : Rf et couleurs des monoglycosides issus des feuilles 57


des monoglycosides issus des feuilles 57

Tableau n°27 : Rf et couleurs des polyglycosides issus des feuilles 58


des polyglycosides issus des feuilles 58

Tableau n°29 : Rf et couleurs des aglycones issus des tiges 61

Tableau n°30 : Squelettes flavonoïdiques probables des aglycones issus des tiges 61

Tableau n°31 : Rf et couleurs des monoglycosides issus des tiges 63

Tableau n°32 : Squelettes flavonoïdiques probables des monoglycosides issus des tiges 63

Tableau n°33 : Rf et couleurs des polyglycosides issus des tiges 64

Tableau n°34 : Squelettes flavonoïdiques probables des polyglycosides issus des tiges 64

Abréviations et formules chimiques

% : pour cent λ : longueur d’onde °C : degré Celsius AcOEt : acétate d’éthyle AcOH : acide acétique ADN : acide desoxyrybonucléique ARN : acide ribonucléique Bi(NO3) : nitrate de bismuth CC : Chromatographie sur Colonne CCM : Chromatographie sur Couche Mince CH2Cl2 : dichlorométhane CHCl3 : chloroforme cm : centimètre conc. : concentré CPG : Chromatographie en Phase Gazeuse ∆ : à chaud ED : eau distillée Et2O : éther éthylique EtOH : éthanol FeCl3 : trichlorure de fer Fig. : figure g : gramme h : heure H2O : eau H2SO4 : acide sulfurique HCl : acide chlorhydrique HCN : acide cyanhydrique HgCl2 : dichlorure de mercure Hp : hauteur de mousse persistante Inc. : Inconnue KI : iodure de potassium MeOH : méthanol Mg : magnésium ml : millilitre min : minute N : normal N° : numéro Na2SO4 : sulfate de sodium NaCl : chlorure de sodium n-BuOH : butanol normal NH4OH : ammoniaque NH3 : vapeur d’ammoniac

nm : nanomètre PBZT : Parc Botanique et Zoologique de Tsimbazaza pp. : page Rf : référence frontal s : seconde syn : synonyme t : temps UV : Ultra-violet Vol : volume V/V : volume sur volume

11

INTRODUCTION

Les ulcères gastro-duodénaux sont souvent méconnus faute de moyens radiologiques ou endoscopiques appropriés. Aggravés, ils engendrent des douleurs épigastriques, des hémorragies digestives. Des interventions chirurgicales s’imposent. En milieu rural malgache, le tradipraticien local utilise le « tsingila » pour soigner les ulcères gastro-duodénaux, appelés communément maladie d’estomac et son efficacité n’est plus à démontrer. Cussonia bojeri, est le nom scientifique de « tsingila », une plante médicinale endémique de Madagascar. Parmi les très nombreuses substances élaborées, seules les principes actifs des drogues sont douées d’une activité pharmacologique et par suite responsable de l’emploi en thérapeutique. Les principes actifs se trouvent dans les grandes familles chimiques des substances naturelles. Par curiosité, nous avons choisi cette plante pour l’étudier dans le cadre de notre mémoire de CAPEN.

Notre travail, intitulé : « Contribution à l’étude de Cussonia bojeri (Araliacées)»

comporte quatre parties :

• la première partie traite le point bibliographique, • la seconde partie porte sur les matériels et méthodes que nous avons utilisés • la troisième partie montre les résultats de notre travail sur les feuilles et les

tiges de cette plante, • et la dernière partie donne une éducation à l’environnement. après avoir

présenté les propriétés biologiques de chaque famille chimique rencontrée dans cette plante.

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GENERALITES

I Généralités sur les Araliacées [37]

Araliacées est une famille de plantes dicotylédones. Auparavant, on admettait que cette famille comprenait 400 espèces réparties en 49 genres qui sont : Anakasia, Apiopétalum, Aralia, Arthtrophyllum, Astrotricha, Boninofatsia, Brassaiopsis, Cephalaralia, Cheirodondron, Cromapanase, Cuphocarpus, Cussonia, Delarbrea, Dendropanax, Eleutherococus, Latsia, Gamblea, Gastonia, Harmasiopanax, Hedera, Hetéropanax, Kalopanax, Mackinlaya, Macropanax, Megalopanax, Merailliopanax, Meryta, Motherwellia, Munroiodendron, Myodocarpus, Oplopanax, Oreopanax, Osmoxylon, Panax, Pentapanax, Polyscias, Pseudopanax, Pseudosciadum, Reynoldsia, Schefflera, Sciadodendrom, Seemannaralia, Senopanax, Stilbocarpa, Tetrapanax, Tetraplasndra, Trevesia, Woodbrunia.

Des années plus tard, des botanistes ont mis en évidence que cette famille comprend

environ 620 espèces réparties en 84 genres. La flore malgache en comprend de nombreuses espèces toutes endémiques dont 45 ont

été décrites. Le travail de Hutchinson en 1967, réintroduit le genre Néocussonia: Néocussonia

niyriantha, Néocussonia rriyantha, Néocossonia niyriantha, Néocussonia Huthc, Néocussonia bojeri ou Cussonia bojeri, qui est endémique de Madagascar. Trois espèces malgaches appartenaient à ce genre dont l'une au genre Schefflera et les autres au genre Cussonia.

En fait, la systématique des Araliacées malgaches est loin d'être éclaircie, de plus la classification interne à la famille a été plusieurs fois remaniée. II Répartitions géographiques des Araliacées dans le monde [37]

La famille Araliacées, localisée spécialement dans l'Indomalaya et l'Amérique

tropicale, peut aussi être rencontrée dans les zones subtropicales et les zones tropicales et parfois dans les zones tempérées, principalement dans les pays suivants : Europe sauf les régions méditerranéennes ; Asie tempérée : Chine, Japon, ex URSS ; Inde, Pakistan ; Birmanie ;Thailand, Laos, Vietnam, Cambodge, Indochine; Indomalaisie, Indonésie, Philippines, Malaisie, Brunei, Papouasie, Nouvelle-Guinée, Iles Salomon ; Iles du Pacifique y compris la Nouvelle Calédonie, Samoa, Hawaii et Fidji ; Australie ; Nouvelle Zélande ; Afrique tropicale ; Madagascar et les îles de l'Océan Indien: Comores, Mascareignes ; Afrique du Sud: au dessous du Tropique du cancer ; Amérique du Nord: au nord du Mexique ; Mexique et Amérique Centrale ; Caraïbes ; Amériques du Sud Tropicale ; Le sud du Brésil ; Amérique du Sud tempérée: comprenant l'Argentine, le Chili, l'Uruguay, et le Sud du Paraguay. III Caractères généraux des Araliacées [36] Ce sont des arbres ou arbrisseaux parfois grimpant. Les fleurs femelles ou unisexuées possèdent des calices adhérant à l'ovaire à bord entier denté ou adhérant à un nombre indéfini de pétales valvaires ou légèrement imbriqués. Les feuilles sont alternes ou rarement opposées, simples ou composées, stipulées à pétioles engainants. Son étamine est en nombre égal à celui des pétales, insérées avec ceux sur les bords du disque plus ou moins épais à un ou un grand nombre de loges uniovulées.

14

Les styles sont aussi en nombre égal à celui des loges, parfois soudées entre eux, les stigmates sont simples. La fructification est généralement bacciforme, charnue, conservant au sommet les traces du calice à noyau distinct avec des graines à albumen corné. III.1 Le genre Scefflera (ou arbre ombrelle) arboricola

Il fait partie de la famille Araliacées. Il est localisé à Taiwan, Australie, Nouvelle-Guinée.

Le genre Schefflera possède des feuilles composées palmées qui peuvent être vertes ou panachées.

Dans ce genre, l'espèce connue est l'arboricola caractérisée par : - Exposition : très claire pour les espèces panachées, et de claire à mi-ombragée pour les autres - Taille : les extrémités de la plante favorisent la ramification La multiplication se fait par bouturage des rameaux. La maladie de cette espèce est surtout les cochenilles en atmosphère trop chaude ou trop sèche. Il est à remarquer que le genre Schefflera renferme des substances irritantes pour la peau et la muqueuse. III.2 Le genre Cussonia bojeri

C'est une plante endémique à Madagascar - Habitat : plateaux du centre et pentes occidentales - Floraison: saison humide - Description : Ce sont des arbustes à bois clair

• Appareil végétatif : plantes ligneuses à nombreux rejets et nombreuses ramifications, écorce grise claire, feuilles alternes caduques, ovaire à deux carpelles ou plus, infère

• Appareil reproducteur: fleurs petites à calices soudés de 5 pétales et 5 étamines La fructification est la même que chez les ombellifères IV Les Euphorbiacées IV.1 Position systématique de la famille Euphorbiacées [39]*

La famille Euphorbiacées appartient à la classe des phanérogames (angiospermes), sous-classe des dicotylédone

IV.2 Généralités de la famille Euphorbiacées

Elle présente de ressemblance plus ou moins notable avec la famille des Araliacées. Elle se présente sous forme d'arbrisseaux ou arbres parfois charnus contenant un latex corrosif, veineux.

Les feuilles sont ordinairement simples, alternées, parfois réduites ou nulles, (Euphorbes) ou rarement des composés penninerves ou pal minerves stipulés.

15

Les stipules peuvent être en épines ou glanduleuses avec pétioles portant parfois des glandes.

Les fleurs sont unisexuées, le plus souvent réguliers d'une structure très variable: dioïque, en grappe, en épis ou en panicules, les unes ayant une corolle et un calice, les autres n'ayant qu'un périanthe simple quelque fois réduit à des écailles, d'autres encore dépourvues de l'un et l’autre composant uniquement d'une seule étamine insérée à l'aisselle d'une très petite bractée ou de plusieurs réunies dans un involucre monologué surmonté de trois styles simples ou divisés Il existe des espèces qui présentent un périanthe à plusieurs divisions, étamine en nombre égal ou double ou indéfini, distinctes ou soudées entre elles. Dans les fleurs femelles, on observe un ovaire formé ordinairement de trois coques soudées qui se séparent à la maturité. IV.3 Répartition des Euphorbiacées [22, 39]

Les Euphorbiacées se trouvent : - dans les régions tropicales et tempérées - dans les zones des déforestations, rochers, "tanety", - sur les bordures Ouest des hauts plateaux de Madagascar au dessus de 800m.

Famille de plantes non signalées à la Réunion et Maurice. Il existe plusieurs répartitions de la famille Euphorbiacées, mais les travaux les plus complets sont aussi les plus anciens et datent tous de plus d'un siècle. Ces répartitions sont complétées par celles établies plus récemment par Hutchison et maintenant, on compte plus de 300 genres à 10000 espèces. 59 genres à Madagascar et aux Comores dont 10 endémiques, environ 700 espèces dont 670 endémiques. Citons quelques espèces et genres de cette famille : - Euphorbia splendens Bojeri (section, Tithymalus), fanorimena - Euphorbia Thymifolia Linné (Jean Robert I) - Euphorbia Hirta Linné (Jean Robert II) - Claoxylon bakerianum Baillon - Croton sp - Capéronia sp IV.4 Uapaca bojeri

C‘est un genre parmi ceux de la famille des Euphorbiacées. Il a des caractères très proches du Cussonia bojeri.

Son nom vernaculaire malgache est : tapia et celui du français Tapie. La floraison a lieu du mars au septembre. Sa maturité est très lente et que malgré sa

floraison très avancée, sa fructification tarde jusqu’en octobre. Il se présente comme des arbres plus petits de 3 à 5m (rarement de 10 à 12m de haut) à tronc rapidement divisé en rameaux courts et nombreux, d’où l’aspect caractéristique de la plante, écorce ligneuse et crevassée. Cet arbre est à feuillage dense, aspect de boule poussant sur les « tanety » en peuplement serré qui rappelle les forêts de chêne-liège méditerranéennes Les feuilles de cet arbre sont luisantes, alternes, en spirale serrée dressées en particulier au sommet de la tige (touffe caractéristique) à limbe simple, entier, spatulé vert foncé dessus, plus clair dessous, épaissie en coriace pétiole très court à nervure principale blanche, saillante n’atteignant pas le sommet et nervures secondaires en réseau

16

Quant à son appareil reproducteur, chaque fleur comprend : un calice en coupe de cinq pétales lobés, cinq étamines opposées aux sépales, anthères à lobes à déhiscence en fente. Son inflorescence est unisexuée bractées ovales et concaves portée par un pédoncule droit de 3 à 4cm V Classification phylogénétique du Cussonia bojeri

Les plantes sont groupées en deux grandes catégories : • les cryptogames : ce sont des plantes sans fleurs ni graines. Exemples : algues,

champignons, • les spermaphytes : ce sont des plantes à fleurs et à graines. Ils se subdivisent encore en

deux : � les gymnospermes qui regroupent les plantes à ovules nues � et les angiospermes qui sont classées en :

- monocotylédones : feuilles à nervures parallèles - dicotylédones : feuilles à nervures partant des nervures centrales

La classification phylogénétique du Cussonia bojeri est donnée ci-dessous Règne : végétal Embranchement : spermaphytes Sous-embranchement : angiospermes Classe : dicotylédones Sous-classe : magnoliopsida Division : magnoliophyta Ordre : apiales Famille : Araliacées Genre : Cussonia Espèce : bojeri.

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MATERIELS ET METHODES

I Matériels I.1.Matériél végétal

La plante a été récoltée à Ambatofinandrahana. La première récolte, destinée à identifier son nom scientifique, a été effectuée le mois de novembre 2005. L’identification a été faite par des botanistes du Parc Botanique et Zoologique de Tsimbazaza à Antananarivo , le 03 février 2006. La deuxième récolte, destinée à l’étude phytochimique de la plante, a été effectuée le 08 mars 2006 de 16h à 18h. I.1.1 Nom vernaculaire et scientifique

La plante porte des noms vernaculaires différents suivant les régions : - dans la région de Betsileo et de Bezanozano, elle s’appelle « Tsingila ».

Ce nom vient de « hila » branler sur sa base, tantôt d’un côté tantôt de l’autre. Au sens figuré : il signifie être anxieux, hésitant.

- dans la région des Hova, elle porte le nom vernaculaire Voatsilambato ou Hazongoaika.

L’identification de la plante révèle qu’il s’agit de Cussonia bojeri (Araliacées). I.1.2 Etude ethnobotanique

• La décoction de Cussonia bojeri à partir des feuilles est administrée contre les

diarrhées profuses et l’ulcère d’estomac. Il s’agit de faire bouillir dans l’eau, des feuilles, pendant 15 à 20 minutes. La

posologie est de 2 tasses par jour. • La décoction à partir du mélange des feuilles de Cussonia bojeri, du

« Ahipotsy » (Helichrysum indutum Humbert, famille des composés), du Rambiazina (Helichrysum gymnocéphalum Humbert, famille des composées), du « Aposa » (Acalyphareticula Muller d’Argovie, famille des euphorbiacées), est utilisée contre l’albumine.

• La décoction à partir du mélange des feuilles de Cussonia bojeri du « sindahoro » (Sida rhombifolia L., Malvacées), est utilisée contre l’épilepsie.

• Les feuilles écrasées servent à préparer un emplâtre qu’on prétend souverain contre l’acné juvénile I.1.3 Etude botanique

C’est un arbuste à bois clair, à grande extension et repousses faciles, conquérant et bien adaptée au régime des feux de brousses.

Concernant son appareil végétatif, Cussonia bojeri est une plante à ligneuse à nombreux rejets et à nombreuses ramifications. Son écorce a une couleur grise claire, ses jeunes rameaux argentées, ses feuilles sont grandes alternes à base de pétioles embrassant

19

allongés à pennées* divisées souvent dilatées en gaines de trois folioles lancéolées elliptiques, caduques densément implantées au sommet des rameaux, trilobées et typiques. Son inflorescence est en ombelles rayonnantes de 10 à 20 fleurs petites à calices soudées de 05 pétales et de 5 étamines, à ovaire infère à deux carpelles ou plus.

Cette espèce ressemble extérieurement à Uapaca bojeri qui se trouve à l’ouest de Madagascar. Ce dernier possède aussi des feuilles trilobées et des tiges gris clair. Seuls, ils diffèrent par la morphologie de leurs appareils reproducteur.

Uapaca bojeri a une inflorescence unisexuée axillaire tandis que le Cussonia bojeri a une inflorescence en ombelles rayonnantes La forme de leurs feuilles permet de discerner les deux genres : - forme elliptique pour Cussonia bojeri - forme plus ou moins arrondie pour Uapaca bojeri La photo 1 représente Cussonia bojeri I.1.4 Répartition géographique à Madagascar Cussonia bojeri se trouve sur les plateaux du centre et les pentes occidentales de Madagascar. La figure 1 montre la répartition géographique des Araliacées à Madagascar

Photo 1 : Cussonia bojeri

20

Figure 1 : Répartition géographique des Araliacées à Madagascar

21

I.2 Matériels techniques I.2.1 Quelques matériels de laboratoire avec leurs utilisations Il est important pour des chimistes de bien connaître le matériel dont ils disposent ainsi que les caractéristiques des matériaux utilisés au laboratoire. Sans prétendre à l’exhaustivité, il s’agit ici de donner une liste de quelques matériels de laboratoire avec leurs utilisations. I.2.1.1 Matériels pour la filtration La filtration est l’opération qui consiste à séparer les particules solides qui se trouvent dans un liquide. Les matériels suivants sont les plus fréquemment employés :

- entonnoir - papier filtre - coton - entonnoir Büchner

I.2.1.2 Matériels pour la vaporisation La vaporisation est la principale méthode de séparation des constituants d’un liquide. Elle est effectuée soit à l’air libre à température constante soit par élévation de température sous pression ordinaire ou réduite. La vaporisation se fait à l’aide des matériels suivants :

- cristallisoir - bain marie - évaporateur rotatif - réchaud électrique

I.2.1.2 Matériels pour l’extraction L’isolement d’une substance, naturelle ou synthétique nécessite souvent une extraction avec un solvant. Ces opérations se terminent toujours par une décantation. Les matériels suivants sont généralement les plus utilisés :

- ampoule à décanter - extracteur de Soxhlet

Certains matériels courants de laboratoire ont été reportés dans la figure 2

22

Éprouvette graduée burette fiole jaugée fiole à vide

erlenmeyer bécher ballon chauffe-ballon

ampoule à décanter pipettes entonnoirs

Figure 2 : Matériels courants de laboratoire

23

II Méthodes II.1 Technique d’extraction [1], [10], [11] Plusieurs méthodes peuvent être utilisées pour extraire les constituants chimiques contenus dans une plante avant de contribuer à son étude. Quelques unes seront citées et expliquées ci-dessous. II.1.1 Extraction liquide - liquide L’extraction liquide-liquide consiste à faire passer une substance d’un solvant, dont elle est souvent difficile à séparer, à un autre, dont elle sera facilement isolable. Cette opération, réalisée habituellement par agitation, est possible à condition que les deux solvants soient très peu ou pas miscibles entre eux. Dans le cas général, un mélange d'eau et d'un solvant organique est utilisé. Le solvant organique extrait les produits apolaires et les produits moyennement polaires selon sa polarité. L'eau extrait les produits polaires. Les deux phases liquides non miscibles, de densité différente se séparent par décantation. Cette extraction est réalisée à l'aide d'une ampoule à décanter représentée par la figure 3.

Figure 3 : une ampoule à décanter II.1.2 Extraction solide-liquide II.1.2.1 Méthode continue

Les méthodes habituelles mettent en jeu la percolation (lixiviation) ou l’entraînement à la vapeur.

La percolation consiste à faire passer lentement un solvant à travers une couche de substance pulvérisée, habituellement contenue dans une cartouche de papier épais et poreux.

L’extracteur de Soxhlet est un appareil conçu pour l’extraction continue solide-liquide. Son avantage est que le solvant condensé s’accumule dans un réservoir à siphon, ce qui augmente la durée du contact entre le solvant et le produit à extraire. Quand le solvant atteint

24

un certain niveau, il amorce le siphon et retourne dans le ballon en entraînant la substance dissoute.

La durée de l’extraction est variable selon la rapidité avec lequel le produit diffuse dans le solvant. Le schéma d’un extracteur Soxhlet est donné par la figure 4.

Figure 4 : Extracteur de Soxhlet II.1.2.2 Méthode discontinue

La macération est un procédé discontinu pour l’extraction solide-liquide. Elle consiste à laisser tremper le solide dans un solvant à température ambiante, chaud ou à l’ébullition, pour en extraire les constituants solubles.

Après filtration, le résidu peut être remis dans le récipient d’extraction avec une nouvelle portion de solvant. La quantité de solvant nécessaire est environ dix à vingt fois la masse d’échantillon traité.

Cette méthode présente l’avantage d’être rapide, surtout avec les solvants à l’ébullition, mais le processus d’extraction n’est pas toujours très efficace.

25

II.1.3 Distillation La distillation est la principale méthode de séparation des constituants d’un mélange liquide II.1.3.1 Distillation sous pressions réduite Pour réaliser rapidement une concentration, il est plus commode de remplacer l’appareil de distillation simple sous pression ordinaire, par un évaporateur rotatif. Un évaporateur rotatif présente les avantages suivants :

- commodité de mise en service - distillation rapide - possibilité de distiller de grandes quantités dans un ballon d’évaporation de capacité

réduite. - pas de surchauffe du résidu - possibilité d’évaporer « à sec ».

La figure 5 montre un évaporateur rotatif.

Figure 5 : Rotavapor ou évaporateur rotatif

Cette méthode est utilisée pour séparer rapidement l'extrait du solvant. Le mécanisme se déroule de la manière suivante: sous l'action de la chaleur, les molécules d'un corps pur à l'état liquide sont animés d'un mouvement incessant. Une fois qu'elles se trouvent au voisinage de la surface libre, elles ont la possibilité de s'échapper et de passer à l'état gazeux. Cette tendance des molécules est due à la tension de vapeur. Plus la tension de vapeur d'un composé est forte, plus il est volatil (éther, alcool, chloroforme…)

26

II.1.3.2 Extraction par reflux au bain-marie Pour ce genre d'extraction, les chimistes utilisent généralement le méthanol ou l'éthanol comme solvant de première extraction parce que ces solvants entraînent presque toute la famille chimique. Ici le matériel et le solvant sont placés dans un ballon surmonté d'un réfrigérant à boules. Le tout est placé ensuite dans un bain-marie La figure 6 suivante présente le montage à reflux.

Figure 6 : Montage à reflux

II.2 Screening phytochimique

Pour pouvoir exploiter les vertus médicinales, les propriétés chimiques et l'intérêt économique de la plante, une méthode de détection classique appelée" Screening ou criblage " phytochimique est utilisée Le Screening phytochimique est un moyen permettant de déceler qualitativement les différentes familles chimiques susceptibles d'être présentes dans une plante telles: les alcaloïdes; les flavonoïdes et leucoanthocyanes, les tanins et polyphénols, les anthraquinones, les stéroïdes, les hétérosides, les cardénolides et les bufadiénolides, les saponines, les hétérosides cyanogénétiques, les polysaccharides, les coumarines [2], [4] Cette méthode est basée sur des réactions colorimétries et/ou par précipitation [4]. Ce sont des réactions sélectives relativement simples, rapides pour un minimum d'équipements.

27

II.2.1 Les alcaloïdes [2], [4], [5], [6]

II.2.1.1 Définitions

Les alcaloïdes sont des composés organiques d'origine naturelle le plus souvent végétale, azotés, plus ou moins basiques, de distribution restreinte et douée à faible dose, de propriétés pharmacologiques marquées [7].

Ils sont déterminés par des réactions de précipitation. Ce sont essentiellement des composés présents chez les angiospermes surtout dans

certaines familles : Lauracées, Lognacées… Des familles importantes comme les Rosacées n'en renferment pas ou pratiquement

pas. D'autres n'en élaborent que très peu. C'est le cas des Composées.

II.2.1.2 Localisation. Les alcaloïdes existent sous forme de combinaison soluble chez les végétaux, par

exemple à l'état de sel: malates, citrates, benzoates, isobutyrates…, plus spécifiquement aconitates, quinates, méconates.

Ils sont localisés dans les téguments de la graine, assises externes des écorces des tiges et des racines, épidermes et couches sous épidermiques des feuilles. En d'autres termes, ils sont principalement localisés dans les tissus périphériques.

II.2.1.3 Propriétés physico-chimiques

Les alcaloïdes ont une masse moléculaire variant de 100 à 900. Exemples : coniine C8H17N, M = 127, vincristine C46H56N4O10, M = 824. Si quelques bases non oxygénées (par exemple la nicotine..) sont liquides à température ambiante (ordinaire). Les alcaloïdes sont normalement des solides cristallisables rarement colorés. Les bases cristallisées donnent des points de fusion nets, sans presque doués de pouvoir rotatoire. En règle générale, les alcaloïdes sont très peu solubles dans l'eau, mais solubles dans les solvants organiques apolaires ou peu polaires et dans les alcools de titre élevé. Ils forment des sels acides minéraux. La salification stabilise la molécule. Commercialement, ils sont disponibles sous forme de sels. La basicité des alcaloïdes est très variable. Cette propriété étant étroitement fonction de la disponibilité du doublet libre de l'azote. Des groupes électro-attracteurs adjacents à l'azote diminuent la basicité et inversement. C'est le cas des carbonyles des amides. La colchicine et la propérine sont des composés pratiquement neutres. Le système hétérocyclique de base peut lui même être de basicité variable: chez la pyridine à 6 électrons π, mais aussi chez la quinoléine ou l'isoquinoléine le doublet de l'azote est disponible et la basicité est nette

On peut classer les alcaloïdes selon qu'ils sont acycliques, monocycliques, bicycliques.

Les principaux types structuraux d’alcaloïdes sont montrés par la figure 7.

28

Monocycliques

N

H

N

H

NN

H

N

Pyrrolidine Pipéridine Pyridine Imidazole

Bicycliques

N N N

N

HN

NN

Indolizidine Pyrrolizidine Quinolizidine

Indole Quinoléine Isoquinoléine Tropane

O

N

NNO

N

Purine Acyclique

N N

N

Spermidine

Figure 7 : Différents types structuraux d’alcaloïdes Il existe aussi des alcaloïdes terpéniques et stéroïdiques

II.2.1.4 Criblage des alcaloïdes [4]

29

i- Le réactif de Dragendorff qui est le tetraiodobismithate de potassium permet de déceler la présence des alcaloïdes par l’apparition d’un précipité qui va de orange à rouge ii- En présence d’alcaloïdes, le réactif de Wagner donne un précipité brun. Ce réactif est l’iodo-iodure iii- le réactif de Mayer (mélange de chlorure mercurique II et de potassium dans l’eau distillée) peut affirmer la présence des alcaloïdes dans l’extrait en faisant apparaître un précipité blanc jaunâtre II.2.2 Les flavonoïdes et leucoanthocyanes

II.2.2.1 Les leucoanthocyanes Les leucoanthocyanes virent au rouge par l’action de l’acide chlorhydrique concentré à

chaud. La réaction correspondante illustrée par l’exemple du pelargonidol est représentée par le schéma 1.

OH

OH

OHOH

HO O

OH

OH

HO OHCl

∆

OH

OH

OH

HO O

HOH

OHH

+

- H2O

OH

OH

HO O

OH

OH

OH

HO O

O

OH

OH

OH

HO

H H

..- H

O+

énol

cétoneénol

Schéma 1 : Mécanisme de la réaction de Bate-Smith II.2.2.2 Les flavonoïdes Les flavonoïdes sont très répandus chez les végétaux. Ce sont des composés à

enchaînement C6-C3-C6. Cependant, ils n’ont pas d’action directe sur la croissance et la reproduction de la

plante. Ils n’entrent pas non plus dans le métabolisme général, c’est à dire dans la synthèse des acides aminés, des glucides et des protéines.

Ce sont aussi des « guide à nectar motif visibles par les insectes en UV. Ils attirent et guident les insectes pollinisateurs favorisant ainsi la reproduction de l’espèce.

Mais ils protègent les végétaux contre les champignons, les insectes et les rayonnements nocifs

Sous forme d’hétérosides solubles, les flavonoïdes sont largement distribués dans le règne végétal. Chez les fougères et les gymnospermes, ils sont présents mais leur variété structurale est faible, par contre, ils sont très largement représentés chez les angiospermes où leur diversité structurale est maximale.

Ils sont quasiment absents chez les algues mais apparaissent chez les Bryophytes.

30

Les flavonoïdes s’accumulent dans le suc vacuolaire et sont synthétisés au niveau des plastides cytoplasmiques.

Ils peuvent aussi exister dans d’autres organes : dans le mésophile, l’épiderme des feuilles, la cuticule épidermique des fruits, épines, tiges, écorces. Ils sont généralement abondants dans les organes jeunes.

II.2.2.3 Elément commun entre les flavonoïdes et leucoanthocyanes L’élément commun de ces composés est d’être rattaché à un noyau de base qui est le

2-phénylchromone. Ce dernier s’applique à des structures très diverses. • 2-phénylchromone ; flavones, flavonols, flavanones et formes dimères

(biflavonoïdes) • 2-phénylchromanes ou flavanes : flavan-3-ol (catéchol et flavan-3,4-diols • flavylium : anthocyanes • chalcones : formes isomères « ouvertes des flavanones • aurones, homologues des flavones à hétérocycles pentagonal (2-benzylidène

coumaranones) Les différents types structuraux des flavonoïdes sont rapportés dans la figure 8.

31

O

3

2

4OH

HO

56

7

82'

3'4'

5'6'

OO

O

O

O

O O

O

O

OOH

OHOH

O

OHOH

O

Flavane Flavanone Flavone

Flavanol Dihydroflavonol Flavonol

+

Anthocyanidol

O

OH

Chalcone Dihydrochalcone

OCH

Aurone

O

OH

O

O

O

O

Isoflavone Isoflavanone

OH

Flavan-3,4-diol

βα

OH

HO

6'5'

4'

3'2

34

56

OH2'

O

O

4OH

HO

56

7

823 2'

3'

4'5'

6'

OH

HO

45

6

7O

C2 C1

3

2' 3'

4'

5'6'

Figure 8 : Types structuraux des flavonoïdes II.2.2.4 Criblage des flavonoïdes et des leucoanthocyanes [4]

Ils sont mis en évidence dans les extraits de plante respectivement par les tests de Wilstater ou le test à cyanidine et celui de Bate-Smith. Le mécanisme de la réaction, à l’exemple de Kaempférol est représenté par le schéma 2 suivant.

32

O

OH

OH

OH

HO

O

HCl / Mg

O

OH

OH

OH

HO

OH

O

OH

OH

OH

HO

OH

OH

OH

HO

HCl

- H2O

O

H H

O

Schéma 2 : Mécanisme de la réaction de Wilstater (Mise en évidence des flavonoïdes)

II.2.3 Les tanins et les polyphénols [2], [6], [12]

Les tanins sont des composés phénoliques, hydrosolubles de masse moléculaire élevée (masse comprise entre 500 et 3000) qui présentent la propriété de précipiter les alcaloïdes, la gélatine et d’autres protéines à côté des réactions classiques.

Leur saveur est astringente. On peut classer les tanins en deux grandes catégories : les tanins hydrolysables et les

tanins non hydrolysables (ou condensés) différents par leur structure et par leur origine biogénétique.

II.2.3.1 Tanins hydrolysables

Ce sont des esters de glucose (sucre ou de composés apparentés) et d’acides

phénoliques comme l’acide gallique ou l’acide éllagique. Les tanins sont hydrolysés en milieu acide ou par voie enzymatique. Ces tanins susmentionnés sont caractéristiques des dicotylédones. Quelques exemples de structures sont donnés par la figure 9.

OHOH

OHHOOC

Acide gallique

OO

O

HO OH

O

HO

Acide éllagique

33

CO

CO O

OCH2 O

HO OH

HO

HOHO

HO

OH

OH

O

O

O

OH

Figure 9 : Acide gallique, acide éllagique ; exemples de structure des tanins hydrolysables II.2.3.2 Tanins condensés (non hydrolysables)

Les tanins non hydrolysables ou tanins vrais » sont des polymères d’unités

flavanniques les plus souvent liés entre elles par des liaisons C4 – C8. Ils sont résistants à l’hydrolyse. Comme, tous les phénols, ils réagissent avec le perchlorure de fer. Les tanins peuvent être précipités par la gélatine ou par le molybdate d’ammonium. Les tanins vrais ou proanthocyanidols condensés sont des polymères de flavan-3-ol appelés aussi tanins catéchiques. Ils se dissolvent dans l’eau sous forme de solutions colloïdales, dans les alcools et l’acétone mais leur solubilité varie selon le degré de polymérisation. La figure 10 montre quelques exemples de structure

O

OH

OH

OH

OH

HO O

OH

OH

OH

OH

HO

Catéchol Epicatéchol

O

OH

OH

OH

OH

HO

O

OH

OH

OH

OH

HO

O

O

OH

OH

OH

OH

HO

n

4

8

Tanins condensés (n = 0 à 18)

Figure 10 : Catéchol et Epicatéchol, exemple de tanins condensés.

34

II.2.3.3 Criblage des tanins et des poly phénols [4] En présence du chlorure ferrique FeCl3, les tanins et les polyphénols précipitent la gélatine en donnant des complexes colorés : les tanins vrais donnent une coloration bleu verte ou brune, tandis que les tanins hydrolysables virent en bleu noir dans la même condition. II.2.4 Les Anthraquinones (Quinones) [2], [5], [6], [13], [21]

II.2.4.1 Caractéristiques Les anthraquinones sont caractérisées par la présence des composés phénoliques plus

ou moins oxydés, rattachés à l’anthracène. Elles peuvent être sous forme libre ou hétérosidique. Elles sont généralement localisées dans les champignons, les lichens et très abondantes chez les Rubiacées, Fabacées, Polygonacées, Solanacées [5]. Des exemples de structure sont illustrés par la figure 11.

O

O O

OO

11 12

2 2

3 3 34 4 4

O

5 5

5

6 6

6

7

8

p-benzoquinone o-benzoquinone p (1,4) - naphtaquinone

O CH2OHO

OOH OH

Me

3- O - [ E-3-hydroxyméthylbut-2-ényl]-énodine

Figure 11 : Exemple d’Anthraquinones et structures des quinones II.2.4.2 Criblage des anthraquinones [4]

Par le test de Börntrager, qui se fait en milieu alcalin, tel que l’ammoniac, la présence des anthraquinones dans l’extrait est mise en évidence par l’apparition de la coloration rouge. II.2.5 Les stérols insaturés et les triterpènes [2] II.2.5.1 Structure

Les triterpènes sont des composés en C30, ayant une structure polycyclique

habituellement tétra ou pentacyclique. Les stéroïdes sont des dérivés de triterpènes tetracycliques qui ont perdu, au minimum

trois méthyles. Ce processus est suivi de la formation d’une fonction alcool.

35

Mais l’unité structurale est forte car les composés qui diffèrent par les propriétés des stérols, des saponosides des ecdystéroïdes des glucosides cardiotoniques ou des alcaloïdes stéroïdiques ont tous le même squelette de base. La figure 12 montre ce squelette de base.

1122

33 44

29 28

5566

77

8899

1010

1919

12121111

18

1813

13

3015

16

17

2021 22

23

24

25

26

27 27

26

25

24

23

2221 20

17

16

151414

Stéroïdes Triterpène tetracyclique Figure 12 Structure de base des stéroïdes et des triterpènes tetracycliques

II.2.5.2 Criblage des stérols insaturés et des triterpènes [4]

Les stéroïdes diffèrent des triterpènes par un test de coloration et de fluorescence

II.2.6 Les cardénolides et les bufadiénolides [2] II.2.6.1 Structure

Les cardénolides et les bufadiénolides sont classés parmi les hétérosides utilisés dans

le traitement des maladies cardiaques. Leurs molécules comportent un cycle lactonique α-β insaturés fixés sur le C17 et une

génine stéroïdique. La figure 13 montre ce cycle lactonique sur le C17

OH

OHHO

OO

17

OHHO

17 OO

Ulzarigénine Scillarénine Cardénolide [12],[14] Bufadiénolide [12],[14]

Figure 13 : exemple de structure de base des cardénolides et des bufadiénolides

II.2.6.2 Criblage des cardénolides et des bufadiénolides [4]

Ils sont mis en évidence par les tests de Bradget-Kedde et de Keller-Killiani

II.2.7 Les saponines [9] II.2.7.1 Structure

36

Les saponines sont des hétérosides stéroïdiques ou triterpéniques caractérisés par leurs

propriétés tensioactives. Ils se dissolvent dans l'eau en formant une solution moussante sous agitation. Ceci est

dû à la présence d'une partie hydrophile (ose) et d'une partie hydrophobe (génine) des saponines.

Les saponines sont très répandues chez les Caryophyllacées, Fabacées. Toutes les plantes appartenant à ces trois familles sont des plantes à saponosides (sapo

= savon) et ont des propriétés détergentes. Un exemple de structure de saponine est illustré par la figure 14.

Hédergine-3-O-[β-D-glucopyranosyl-(1→2)][β-D-glucopyranosyl-(1→6]-β-D-galactopyranoside

Figure 14 : Exemple de structure de saponine

II.2.7.2 Criblage des saponines Les saponines donnent une mousse importante et persistante en présence de l’eau.

Ceci est mis en profit tout au long du criblage II.2.8 Hétérosides cyanogénétiques [2], [5], [15], [16] II.2.8.1 Structure La cyanogénèse est la faculté que possèdent certains végétaux de produire de l'acide cyanhydrique.

O

OH

OH

HO

HO

HO

HO

HO

HO

OO

O

O

O

COOH

CH2OH

OH

OH

1

1

1

2

2

3

12

17

18

28

236

glucose

galactose

glucose H

37

Si l'on excepte les cyanolipides des Sapindacées, les substances cyanogènes végétales sont toujours des hétérosides de 2-hydroxynitriles : les hétérosides cyanogénétiques. Trois éléments peuvent être sujets à des variations comme le montre la figure 15.

- le sucre - les radicaux R1 et R2 - et la chiralité du carbone

Figure 15 : Exemples d'hétérosides cyanogénétiques

II.2.8.2 Criblage des hétérosides cyanogénétiques [4]

Le test d’hydrolyse de Grignard permet d’identifier les hétérosides cyanogénétiques dans un extrait. Par ce processus, les hétérosides libèrent du sucre. Et par l’intermédiaire de l’acide cyanhydrique HCN, le picrate de sodium de couleur jaune déposé sur le papier filtre vire en rouge. Le mécanisme d’hydrolyse est représenté par le schéma 3.

C

O oseR2

R1 C N

C

OR2

R1C N

H+ ose

C

R2

R1

C N+ HO

intermédiare cyanhydriquese décomposant spontanément

Schéma 3 : Mécanisme d’hydrolyse de Grignard

II.2.9 Les coumarines II.2.9.1 Structure

Les coumarines tirent leur nom de « coumaron", nom vernaculaire de la fève tonka

(Dipteryx Odorata wild, Fabiacées) d'où fut isolé en 1820 la coumarine.

C

OOse

C N

CO

Ose

C N

C

O

C N

R1

R2

H3C

H3C

Prunasoside

Linamaroside

H

38

Près d'un millier de coumarines ont été décrites et les plus simples d'entre elles sont largement distribuées dans tout le règne végétal.

Certaines familles d'Angiospermes élaborent des structures très variées : Fabiacées, Astéracées et surtout Apiacées et Rutacées chez lesquelles sont rencontrées les structures les plus complexes. La figure 16 montre un exemple de structure de coumarine.

O OHO

OGlc

1

2

345

6

7 8

Esculoside

Figure 16 : Exemple de coumarine II.2.9.2 Criblage des coumarines [4]

Les coumarines hydroxylés possèdent des fluorescences bleues ou bleu vertes sous une lumière ultraviolette. Ces fluorescences suivent à leur caractérisation en chromatographie sur papier. II.2. 10 Les polysaccharides II.2.10.1 Structure

Les polysaccharides sont arbitrairement définis comme des polymères naturels de haut poids moléculaire résultant de la condensation d’unités osidiques élémentaires.

Chaque ose est lié à son voisin par l’intermédiaire d’une liaison O-glycosidique formée par l’élimination d’une molécule d’eau entre l’hydroxyle hémiacétalique en C1 d’un ose et d’un hydroxyle d’une autre molécule osidique.

Ils sont responsables de la rigidité des parois cellulaires. Ils peuvent protéger les tissus contre la dessiccation du fait de leur pouvoir hydrophile. On peut subdiviser les polysaccharides en plusieurs classes :

- Les polysaccharides formées exclusivement par des oses, - Les polysaccharides ramifiées avec des lipides ou des glycolipidiques, - Les glycoprotéines et protéoglycones dans lesquels certains oses partant des groupes

aminés sont liées à des protéines - Les acides nucléiques ADN et ARN - Les polysaccharides liées entre elles par des phosphorodiesters, - Les acides téichiques. La figure 17 montre un exemple de structure de polyssacharide.

39

OO

O

CH3

O

O

-O3S

-O3S

SO3-

O

CH3

CH3

O

O

O

(1→2) - α,-L-fructose-4-sulfate

Figure 17 : Exemple de structure de polysaccharide II.2.10.2 Criblage des polysaccharides [4]

En présence d’une quantité suffisante d’alcool, les polysaccharides se précipitent. II.3 Extraction des flavonoïdes [6], [19], [20]

Généralement, les hétérosides sont hydrolysables et solubles dans les alcools. Cependant, un certain nombre d’entre eux ont une solubilité peu remarquée (rutoside, héspéridoside).

Les aglycones sont solubles dans les solvants organiques. Les aglycones ayant un caractère phénolique seront solubles dans les solutions aqueuses d’hydroxyde alcalin.

Souvent, l’extraction se fait par des solvants de polarité croissante, une première extraction par un solvant apolaire entraîne les graisses, les stérols et les pigments. Il est à remarquer que des aglycones perméthylés peuvent être extraites à ce stade

Une deuxième extraction par un solvant un peu plus polaire (ex : un solvant chloré ou acétate d’éthyle) permet de récupérer les aglycones libres peu polaires.

L’extraction des aglycones polyhydroxylés et la plupart des hétérosides s’effectuent en faisant augmenter la polarité du solvant (acétone, méthanol, eau et leur mélange) Enfin les hétérosides oligosidiques et les dérivés flavoniques seront entraînés par l’extraction avec l’eau bouillante. Le protocole expérimental est donné par la figure 18.

40

Figure 18 : Protocole expérimental

Matériel végétal

1) EtOH 80% : 72 h 2) Filtration 3) Evaporation jusqu’à avoir une

solution sirupeuse 4) Ajout de H2O bouillant 5) Refroidissement

Solution hydroalcoolique

Et2O

Phase éthérée Phase aqueuse

AcOEt

Phase acétate Phase aqueuse

n-BuOH

Phase butanolique Phase aqueuse

- aglycones - acides phénoliques

│ monoglycosides

│ polyglycosides

41

II.4 Chromatographie II.4.1 Principe de la chromatographie

La chromatographie est une méthode physique de séparation basée sur les différences

d’affinité des substances à analyser à l’égard de deux phases, l’une stationnaire ou fixe, l’autre mobile.

Selon la technique chromatographique mise en jeu, la séparation des composants entraînés par la phase mobile résulte soit de l’adsorption et de leur désorption successives sur la phase stationnaire, soit de leur solubilité différente dans chaque phase.

Les méthodes chromatographiques peuvent être classées d’après la nature des phases utilisées ou celles des phénomènes mis en œuvre dans la séparation. II.4.2 Chromatographie sur Papier CP [1]

Le principe de la chromatographie sur papier repose sur des phénomènes de partage. Elle est fondée sur la différence de solubilité des substances à séparer dans deux fluides partiellement miscibles : l’un, liquide retenu sur un support inerte, constitue la phase stationnaire ; l’autre en déplacement constitue la phase mobile.

La phase mobile est le plus souvent un solvant organique et l’eau ; la phase stationnaire est constituée par l’eau elle-même, adsorbée sur la cellulose du papier.

Le facteur principal déterminant la retenue du soluté par la phase stationnaire ou son déplacement avec la phase mobile est la solubilité. Elle dépend de son coefficient de partage entre chaque phase.

Si Ce et Cs représentent les concentrations molaires respectives d’un composé dans l’eau et dans le solvant, le rapport Ce/Cs est constant à une température donnée.

Cs

CeK =

La constante K est appelée coefficient de partage. La chromatographie sur papier est employée principalement pour l’analyse de

composés très polaires tels les flavonoïdes. Dans notre travail nous avons utilisé le papier WHATMAN n°4 conçu pour cet usage.

II.4.3 Chromatographie sur Colonne (CC) [1], [3] La chromatographie sur colonne est une technique fondée principalement sur des phénomènes d’adsorption. La phase stationnaire est un adsorbant et la séparation est basée sur l’adsorption sélective des composants du mélange à la surface du solide. Elle consiste en la formation de liaisons entre les molécules d’un composé et celles de la substance adsorbante. La chromatographie sur colonne peut être une méthode préparative ; elle permet en effet la séparation des constituants d’un mélange et leur isolement, à partir d’échantillons dont la masse peut atteindre plusieurs grammes. La phase solide, le plus souvent l’alumine ou la silice, remplit une colonne de longueur et de section variables ; l’échantillon, en solution concentrée, est déposé au sommet de la colonne et la séparation des composés résulte de l’écoulement continu d’un éluant, traversant la colonne par gravité ou sous l’effet d’une faible pression. Dans la technique classique, l’éluant est un solvant unique qui sépare les constituants, lors de leur migration vers le bas de la colonne. Un raffinement de cette technique consiste à

42

accroître progressivement la polarité de l’éluant de façon à, accélérer le déplacement des composés. L’opération la plus délicate en chromatographie sur colonne est son remplissage qui doit être le plus homogène possible et totalement exempt de toute bulle d’air. Le remplissage de la colonne avec l’adsorbant peut s’effectuer selon deux méthodes :

Remplissage par voie sèche

Dans cette méthode, la colonne est remplie au deux tiers du solvant et l’adsorbant en

poudre est ajouté en portions successives dans la colonne, à l’aide d’un entonnoir. Pendant l’addition, on frappe continuellement sur les parois pour obtenir un tassement maximal.

Ce tassement est complété par l’introduction des petites quantités de phase mobile qui pénètrent dans les espaces intertitiels et par écoulement assurant la répartition homogène de l’ensemble. L’excès de la phase mobile s’élimine à l’extrémité de la colonne mais il faut toujours maintenir une certaine quantité de liquide au-dessus de la surface de la phase stationnaire afin d’éviter la dessiccation et sa fissuration.

Remplissage par voie humide

La phase stationnaire est mise en suspension dans un très petit volume de la phase mobile et laissée sous agitation magnétique jusqu’à avoir un mélange homogène. Ce mélange doit former une bouillie suffisamment fluide pour couler facilement. L’ensemble est ensuite versé dans la colonne. Lorsque tout l’adsorbant est introduit, on laisse décanter jusqu’à ce que le liquide qui surnage soit limpide. II.4.4 Chromatographie en Phase Gazeuse (CPG) [1], [23], |24], [25], [27], 28], [29]

C’est une méthode de séparation des composés gazeux vaporisables par chauffage sans provoquer leur destruction. Elle utilise une colonne, traversée par tous les constituants du mélange à analyser. Elle permet d’obtenir sur ce dernier des informations qualitatives et quantitatives sur sa composition. De plus, elle s’est relevée la plus efficace pour l’analyse des huiles essentielles. Elle présente les deux performances suivantes :

- Une grande sensibilité : ce qui permet de détecter tous les composants de l’essence, même ceux qui y sont présents à l’état de trace

- Un grand pouvoir de séparation grâce à l’utilisation des colonnes capillaires, et à la programmation de la température

La CPG est une chromatographie d’élution, car les substances parcourent la totalité de la colonne et sont détectées à la sortie. L’appareillage comprend schématiquement cinq parties. Ceci est représenté par la figure 19.

43

Figure 19 : Schéma simplifié d’un chromatographe à gaz

(1) Source de gaz

Le gaz conservé dans des bouteilles métalliques sous forte pression est introduit après passage dans des détendeurs dans le système chromatographique sous des pressions allant de 1 à 4 bars. Des régulateurs permettront de contrôler et de choisir la vitesse désirée. Cette vitesse varie selon le diamètre des colonnes : colonne de ¼ de pouce 50-70 ml/min, colonne de 1/8 de pouce 25 à 30 ml/ min.

(2) Chambre d’injection

La chambre d’injection a un volume et une géométrie soigneusement étudiés. Elle doit être maintenue à des températures, relativement élevées, supérieure à celles de la colonne, sans entraîner la décomposition des substances à chromatographier. La chambre d’injection possède une double fonction :

- provoquer la volatilisation instantanée de l’échantillon introduit, - assurer le mélange homogène de la vapeur ainsi fermée et du gaz vecteur.

(3) Le Four

Le four est destiné à recevoir les colonnes et à les porter à la température désirée qui peut être ajustée au degré pré. Il est équipé d’un dispositif de programmation qui permet d’augmenter progressivement la température en fonction du temps, améliorant ainsi de manière très efficace les séparations.

(4) La colonne

Cette colonne est un tube étroit destiné à contenir la phase stationnaire, élément important dont dépend la séparation.

44

Pour les colonnes à phase stationnaire liquide, on distingue les colonnes de type classique dans lesquelles la phase stationnaire est fixée sur une phase support solide (chromatograhie en colonne remplie) et les colonnes capillaires où la phase stationnaire est le plus souvent déposée sur la paroi elle-même.

(5) Détecteur

Le détecteur est placé à l’extrémité des colonnes. Il décèle la présence des substances dans le gaz vecteur au fur et à mesure de leur élution. Ces substances modifient une propriété physique ou parfois chimique de ce gaz et ces variations sont transformées par le détecteur en signaux électriques. Ces signaux sont amplifiés et transcrits sous forme graphique par l’enregistreur. Les tracés obtenus correspondent à la mesure de variation de concentrations. En principe, le nombre de pics recensés correspondra au nombre de constituants présents dans l’échantillon. II.4.5 Chromatographie sur Couche Mince (CCM) [3],[32], [33]

La chromatographie sur couche mince (CCM) repose principalement sur des phénomènes d’adsorption. La phase mobile est un solvant ou un mélange de solvants qui progressent par capillarité le long d’une phase stationnaire fixée sur une plaque de verre ou sur une feuille semi-rigide de matière plastique ou d’aluminium. Après que l’échantillon ait été déposé sur la phase stationnaire, les substances migrent à une vitesse qui dépend de leur nature et celle du solvant.

La chromatographie sur couche mince est également la technique habituelle employée pour rechercher le meilleur solvant, avant d’entreprendre une séparation par chromatographie sur colonne.

L’échantillon est mis en solution dans un solvant volatil, qui n’est pas nécessairement le même que l’éluant ; généralement on emploie le dichlorométhane ou le trichlorométhane.

La solution est déposée en un point de la plaque situé à environ 1 cm de la partie inférieure.

Lorsque la position du front de solvant arrive à environ 1 cm de l’extrémité supérieure, la plaque est retirée de la cuve. Le niveau atteint par le solvant est marqué par un trait fin, puis la plaque est séchée à l’air libre ou à l’aide d’un séchoir.

Lorsque les composants de l’échantillon analysé sont colorés, leur séparation est facilement observable sur la plaque. Dans le cas contraire, on doit rendre les taches visibles par un procédé de révélation soit en exposant la plaque à une source de radiation UV soit en pulvérisant la plaque par un réactif approprié.

Le comportement d’un constituant dans un système chromatographique déterminé est défini à l’aide de sa référence frontale notée Rf

D

dRf =

Avec d : distance parcourue par la substance D : distance parcourue par le front de l’éluant

La figure 20 montre le calcul de Rf d’un composé.

45

Figure 20 : Exemple de calcul du Rf

Cette référence frontale est propre à chaque constituant dans un système d’éluant donné pour une phase stationnaire donnée L’observation des taches indique la présence et le nombre de constituants.

47

RÉSULTATS ET DISCUSSION I Résultats des Screening phytochimique

Les barèmes utilisés pour l'appréciation des résultats sont inscrits dans le tableau 1 ci-dessous. Notons que c'est une appréciation semi quantitative

Tableau 1 : barèmes utilisés pour les appréciations

Notation Précipitation Coloration Indice de mousse - Négatif Néant 0 à 2 cm + Faible Faible 2 à 4 cm

+ + Abondante Franche 4 à 5 cm + + + Forte Intense Supérieure à 5cm

I.1 Résultats des criblages phytochimiques des feuilles

Les résultats des tests sur l'extrait hydroalcoolique des feuilles sont consignés dans les tableaux ci-après. I.1.1 Criblage des alcaloïdes

Tableau 2 : Criblage des alcaloïdes dans les feuilles

Tests Réactifs Observations Résultats Dragendorff Bi (NO3) / KI Précipité + + + Mayer HgCl2 /KI Précipité + + + Wagner Hg / KI Précipité + + + Test préliminaire NaCl + HCl Précipité + + + Test de confirmation NH4OH + CHCl3

HCl, Na2SO4 Précipité + + +

I.1.2 Criblage des flavonoïdes et des leucoanthocyanes

Tableau 3 : Criblage des flavonoïdes et des leucoanthocyanes dans les feuilles

Tests Réactifs Observations Résultats Test de Wilstater Mg + HCl Coloration rouge Flavones + + Test de Wilstater modifié

Mg + HCl + alcool isoamilique

Coloration rouge Flavones + +

Test de Bate Smith HCl à chaud Coloration rouge Leucoanthocyanes + + HCl à froid Coloration rouge Anthocyanes + +

48

I.1.3 Criblages des Tanins et polyphénols

Tableau 4 : Criblage des tanins et des polyphénols dans les feuilles

Tests Réactifs Observations Résultats Gélatine Eau + NaCl + gélatine Pas de précipité Polyphénols - Gélatine salée Eau + NaCl + gélatine salée Précipité Tanins + + FeCl3 Eau + NaCl + FeCl3 dans

MeOH Coloration bleu vert Tanins condensés + +

I.1.4 Criblages des anthraquinones

Tableau 5 : Criblage des anthraquinones dans les feuilles

Tests Réactifs Observations Résultats Test de Börntrager H2O + benzène +

NH4OH Phase alcaline incolore

-

I.1.5 Criblages des stéroïdes et terpénoïdes

Tableau 6 : Criblage des stéroïdes et des terpénoïdes dans les feuilles

Tests Réactifs Observations Résultats CHCl3 + Na2SO4

anhydre + antimoine Fluorescence jaune Stéroïdes + +

Test de Liebermann Burshard

+ anhydride acétique + H2SO4 concentré

Coloration pourpre Triterpénoïdes + +

Test de Salcowski + H2SO4 Anneau rouge Stérols insaturés + + I.1.6 Criblage des cardénolides et bufadiénolides

Tableau 7 : Criblage des cardénolides et des bufadiénolides dans les feuilles

Tests Réactifs Observations Résultats Bradjet Kedde + acide picrique Pas d'anneau rouge Stérols lactoniques - Keller Killiani + FeCl3 10% +

CH3COOH Anneau de séparation de couleur pourpre

Desoxy-2-sucre + +

I.1.7 Criblages des saponines

Tableau 8 : Criblage des saponines dans les feuilles

Tests Réactifs Observations Résultats Test de mousse

Poudre + eau A t = 0 : Hp = 2cm A t = 30' : Hp = 0

-

49

Hp : hauteur des mousses persistantes t : temps en minutes I.1.8 Criblage des polysaccharides

Tableau 9 : Criblage des polysaccharides dans les feuilles

Tests Réactifs Observations Résultats Test de précipitation Poudre + eau + alcool

éthylique précipité + + +

I.1.9 Criblage des coumarines

Tableau 10 : Criblage des coumarines dans les feuilles

Tests Réactifs Observations Résultats NH4OH Coloration jaune autour de

la tache +

I.1.10 Criblage des hétérosides cyanogénétiques

Tableau 11 : Criblage des hétérosides cyanogénétiques dans les feuilles

Tests Réactifs Observations Résultats CHCl3 + Whatman n°1

trempé de picrate de sodium

Pas de changement de couleur (persistance de la couleur jaune

-

I.2 Résultats des criblages phytochimiques des tiges Les résultats des tests sur l'extrait hydroalcoolique des tiges sont consignés dans les tableaux ci-après. I.2.1 Criblage des alcaloïdes

Tableau 12 : Criblage des alcaloïdes dans les tiges

Tests Réactifs Observations Résultats Dragendorff Bi (NO3) / KI Précipité + + + Mayer HgCl2 /KI Précipité + + + Wagner Hg/ KI Précipité + + + Test préliminaire NaCl + HCl Précipité + + + Test de confirmation NH4OH + CHCl3

HCl, Na2SO4 Précipité + + +

50

I.2.2 Criblage des flavonoïdes et des leucoanthocyanes

Tableau 13 : Criblage des flavonoïdes et des leucoanthocyanes dans les tiges

Tests Réactifs Observations Résultats Test de Wilstater Mg + HCl Coloration rouge Flavones + + Test de Wilstater modifié

Mg + HCl + alcool isoamilique

Coloration rouge Flavones + +

Test de Bate Smith HCl à Chaud Coloration rouge Leucoanthocyanes + + HCl à froid Coloration rouge Anthocyanes + + I.2.3 Criblages des Tanins et des polyphénols Tableau 14 : Criblage des tanins et des polyphénols dans les tiges

Tests Réactifs Observations Résultats Gélatine Eau + NaCl + gélatine Pas de précipité Polyphénols - Gélatine salée Eau + NaCl + gélatine salée précipité Tanins + + FeCl3 Eau + NaCl + FeCl3 dans

MeOH Coloration noire bleuâtre

Tanins hydrolysables + +

I.2.4 Criblages des anthraquinones

Tableau 15 : Criblage des anthraquinones dans les tiges

Tests Réactifs Observations Résultats Test de Börntrager H2O + benzène +

NH4OH Phase alcaline incolore

-

I.2.5 Criblages des stéroïdes et des terpénoïdes

Tableau 16 : Criblage des stéroîdes et des terpénoïdes dans les tiges

Tests Réactifs Observations Résultats CHCl3 + Na2SO4

anhydre + antimoine Fluorescence jaune stéroïdes + +

Test de Liebermann Burshard

+ anhydride acétique + H2SO4 concentré

Coloration pourpre triterpénoïdes + +

Test de Salcowski + H2SO4 Anneau rouge Stérols insaturés + + I.2.6 Criblage des cardénolides et des bufadiénolides

Tableau 17 : Criblage des cardénolides et des bufadiénolides dans les tiges

Tests Réactifs Observations Résultats Bradjet Kedde + acide picrique Pas d'anneau rouge Stérols lactoniques - Keller Killiani + FeCl3 10% +

CH3COOH Anneau de séparation de couleur pourpre

Desoxy-2-sucre + +

51

I.2.7 Criblages des saponines

Tableau 18 : Criblage des saponines dans les tiges

Tests Réactifs Observations Résultats Test de mousse Poudre + eau A t = 0 : Hp = 2 cm

A t = 30' : Hp = 0,4cm -

Hp : hauteur des mousses persistantes t : temps en minutes I.2.8 Criblage des polysaccharides

Tableau 19 : Criblage des polysaccharides dans les tiges

Tests Réactifs Observations Résultats Test de précipitation Poudre + eau + alcool

éthylique Précipité + + +

I.2.9 Criblage des coumarines

Tableau 20 : Criblage des coumarines dans les tiges

Tests Réactifs Observations Résultats NH4OH Coloration jaune

autour de la tache +

I.2.10 Criblage des hétérosides cyanogénétiques

Tableau 21 : Criblage des hétérosides cyanogénétiques dans les tiges

Tests Réactifs Observations Résultats CHCl3 + Whatman

n°1 trempé de picrate de sodium

Pas de changement de couleur (persistance de la couleur jaune

-

I.3. Comparaison des résultats des criblages phytochimiques sur les feuilles et les tiges Les résultats des divers criblages sont résumés dans le tableau 22.

52

Tableau n°22 : Comparaison des résultats des criblages phytochimiques

Familles chimiques Feuilles Tiges

Alcaloïdes + + + + Flavonoïdes + + + + Leucoanthocyanes + + + + Anthocyanes + + + + Tanins Tanins condensés + + -

Tanins hydrolysables - + + Polyphénols - - Stéroïdes Stérols insaturés + + + +

Stéroïdes lactoniques - - Desoxy-2-sucre + + + +

Quinones - - Saponosides - - Polysaccharides + + + + + + Coumarines + + + + Terpénoïdes + + + + + + La différence entre les deux réside sur les groupes des tanins. Les feuilles contiennent des tanins condensés alors que les tiges contiennent des tanins hydrolysables En plus, on constate que la plante renferme plus de 70 % de familles chimiques.

53

II Résultats chromatographiques sur les feuilles et interprétation II.1 Etude des anthocyanes II.1.1 Résultat Le schéma n°4 représente les résultats obtenus.

Schéma n°4 : Chromatogramme des anthocyanes issues des feuilles

II.1.2 Interprétation D’après P.LEBRETON et all [18], ceci ne pourrait être que la cyanidine. Son Rf = 0,52 et sa couleur rouge vérifient les données de la littérature. En effet la cyanidine a une couleur rouge et un Rf = 0,50. Les feuilles de cussonia bojery contient donc de la leucocyanidine qui par hydrolyse donne la cyanidine.

OHO

OHOH

OHOHOH

HO

OHOH

OH

OH

O+

H2O / H+

Leucocyanidine Cyanidine II.2 Etude des aglycones II.2.1 Résultat Le schéma n°5 représente les résultats obtenus.

F4 H : extrait butanolique de l’extrait hydrolysé issu des feuilles Système : CP, Whatman n°3 Solvant : Forestal : AcOH, H2O, HCl : 60/20/6 Sous UV : λ = 365 nm

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Schéma n° 5 : Chromatogramme des aglycones issus des feuilles Avant la révélation à NH3

Le schéma n° 6 représente les résultats obtenus après révélation du chromatogramme à NH3.

Schéma n° 6 : Chromatogramme des aglycones issus des feuilles Après la révélation à NH3

II.2.2 Interprétation Les taches observées sous UV (λ = 365 nm) de la phase éthérée de l’extrait hydrolysée et non hydrolysé ne sont pas identiques. Il existe deux taches supplémentaires sur l’extrait hydrolysé. Ceci montre que les feuilles contiennent deux hétérosides O-glycosylés. Par ailleurs, selon Mabry et all [39], la couleur des taches avant et après révélation à l’ammoniac permet d’avancer une première hypothèse de structure de ces aglycones. Le tableau n°23 montre la couleur des taches avant et après vaporisation à l’ammoniac.

F2 : extrait éthéré des feuilles, non hydrolysé F2 H : extrait éthéré des feuilles, hydrolysé Système : CP, Whatman n°3, AcOH 60% Sous UV : λ = 365 nm

F2 : extrait éthéré des feuilles, non hydrolysé F2 H : extrait éthéré des feuilles, hydrolysé Système : CP, Whatman n°3, AcOH 60% Sous UV : λ = 365 nm

55

Tableau n°23 : Rf et couleurs des aglycones

Extrait N° des taches Couleurs des taches sous UV : λ = 365 nm

Rf

Sans NH3 Après NH3 F2 1 Jaune Jaune 0,90

2 Violet noir Jaune 0,80 3 Bleu Jaune vert 0,72

F2 H 1 Jaune Jaune 0,90 2 Violet noir Jaune 0,80 3 Bleu Jaune vert 0,72 4 Violet noir Jaune 0,51 5 Jaune jaune 0,33

Selon Mabry, on pourrait attribuer à ces composés, les structures données dans le tableau n° 24.

Tableau n°24 : squelettes flavonoïdiques probables des aglycones

N° des taches Squelettes flavonoïdiques probables

1 et 5 Flavonols avec OH ou sans OH libre en 5 Aurones sans OH libre en 4’ Flavanones sans OH en 5

2 et 4 Flavones avec OH en 5 et 4’ Flavanones avec OH en 5 ou Chalcones sans OH en 4’

3 Flavones et Flavanones sans OH en 5 Eu égard ce tableau, et en comparant d’une part la couleur des taches et d’autre part les valeurs de Rf à celles données par la littérature. Nous pouvons avancer que le composé 4 pourrait être la lutéoline et le composé 5 pourrait être la quercétine. La figure n°21 donne la structure probable du composé 4 et 5 issus de l’extrait éthéré après hydrolyse.

O

OOH

OH

OH

HO O

OOH

OH

OH

HO

OH

Composé 4: Lutéoline Composé 5: Quercétine

Figure n° 21 : Structure probable des composés 4 et 5

56

II.3 Etude des monoglycosides II.3.1 Résultat Le schéma n°7 représente les résultats obtenus.

Schéma n°7 : Chromatogramme des monoglycosides issus des feuilles Avant la révélation à NH3

Le schéma n°8 représente les résultats obtenus après révélation du chromatogramme à NH3

Schéma n° 8 : Chromatogramme des monoglycosides après révélation à NH3 II.3.2 Interprétation Selon Mabry et all [39], la couleur des taches avant et après révélation à l’ammoniac permet d’avancer une première hypothèse de structure de ces monoglycosides. Le tableau n°25 montre la couleur des taches avant et après vaporisation à l’ammoniac.

F3 : extrait acétate issu des feuilles Système : CP, Whatman n°3, AcOH 15 % Sous UV : λ = 365 nm Avant la révélation à NH3

F3 : extrait acétate issu des feuilles Système : CP, Whatman n°3, AcOH 15 % Sous UV : λ = 365 nm Après la révélation à NH3

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Tableau n° 25 : Rf et couleurs des monoglycosides issus des feuilles


Rf


2 Violet noir Jaune 0,45 3 Jaune Jaune 0,37 4 Bleu Bleu 0,25 5 Violet noir Violet noir 0,10

Selon Mabry, on pourrait attribuer à ces composés, les structures données dans le tableau n°26

Tableau n° 26 : Squelettes flavonoïdiques probables des monoglycosides



2 Flavones avec OH en 5 et 4’ Flavanones avec OH en 5 ou Chalcones sans OH en 4’

4 Flavanones avec OH en 7 et 8 Isoflavones sans OH libre en 5

5 Flavones ou flavanols avec OH en 5 et substitué en 4’ Chalcones avec OH en 2’,6’, sans OH libre en 2 ou 4

II.4 Etude des polyglycosides II.4.1 Résultat Le schéma n° 9 représente les résultats obtenus.

Schéma n° 9 : Chromatogramme des polyglycosides issus des feuilles Avant la révélation à NH3

F4 : extrait butanolique issu des feuilles Système : CP, Whatman n°3, AcOH 15 % Sous UV : λ = 365 nm Avant la révélation à NH3

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Le schéma n°10 représente les résultats obtenus après révélation du chromatogramme à NH3.

Schéma n°10 : Chromatogramme des polyglycosides après révélation à NH3 II.4.2 Interprétation Selon Mabry et all [18], la couleur des taches avant et après révélation à l’ammoniac permet d’avancer une première hypothèse de structure de ces polyglycosides. Le tableau n°27 montre la couleur des taches avant et après vaporisation à l’ammoniac.

Tableau n°27 : Rf et couleurs des polyglycosides


Rf

Sans NH3 Après NH3 F4 1 Violet noir Violet noir 0,56

2 Violet noir Jaune 0,45 3 Jaune Jaune 0,37

Selon Mabry, on pourrait attribuer à ces composés, les structures données dans le tableau n°28.

Tableau n° 28 : Squelettes flavonoïdiques probables des polyglycosides




3 Flavonols avec OH ou sans OH libre en 5 Aurones sans OH libre en 4’ Flavanones sans OH en 5

F4 : extrait butanolique issu des feuilles Système : CP, Whatman n°3, AcOH 15 % Sous UV : λ = 365 nm Après la révélation à NH3

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III Résultats chromatographiques sur les tiges et interprétation III.1 Etude des anthocyanes III.1.1 Résultat Le schéma n°11 représente les résultats obtenus

Schéma n°11 : Chromatogramme des anthocyanes issues des tiges

III.1.2 Interprétation D’après P.LEBRETON et all [18], ceci ne pourrait être que la Pélargonidine. Son Rf = 0,68 et sa couleur rouge vérifient les données de la littérature. Les tiges de cussonia bojery contient donc de la leucopélargonidine qui par hydrolyse donne la pélargonidine.

O

OH

OH

HO

OH

OH

O

OH

OH

HO

OH

+H2O / H+

Leucopélargonidine Pélargonidine III.2 Etude des aglycones III.2.1 Résultat Le schéma n°12 représente les résultats obtenus.

T4 H : extrait butanolique de l’extrait hydrolysé issu des tiges Système : CP,Whatman n°3 Solvant : Forestal : AcOH, H2O, HCl : 60/20/6 Sous UV : λ = 365 nm

60

Schéma n° 12 : Chromatogramme des aglycones issus des tiges Avant la révélation à NH3


Schéma n°13 : Chromatogramme des aglycones issus des tiges Après la révélation à NH3

III.2.2 Interprétation Les taches observées sous UV (λ = 365 nm) de la phase éthérée de l’extrait hydrolysé et non hydrolysé sont identiques. Ceci montre que les tiges ne contiennent pas des hétérosides O-glycosylés. Par ailleurs, selon Mabry et all [39], la couleur des taches avant et après révélation à l’ammoniac permet d’avancer une première hypothèse de structure de ces aglycones. Le tableau n°29 montre la couleur des taches avant et après vaporisation à l’ammoniac.

T2 : extrait éthéré des tiges, non hydrolysé T2 H : extrait éthéré des tiges, hydrolysé Système : CP,Whatman n°3, AcOH 60% Sous UV : λ = 365 nm

T2 : extrait éthéré des tiges, non hydrolysé T2 H : extrait éthéré des tiges, hydrolysé Système : CP,Whatman n°3, AcOH 60% Sous UV : λ = 365 nm

61

Tableau n°29 : Rf et couleurs des aglycones issus des tiges


Rf

Sans NH3 Après NH3 T2 et T2 H

1 Jaune Jaune 0,90 2 Violet noir Jaune 0,80 3 Bleu Jaune vert 0,72 4 Violet noir Violet noir 0,90 5 Jaune Jaune 0,80 6 Violet noir Violet noir 0,72


Tableau n°30 : Squelettes flavonoïdiques probables des aglycones issus des tiges




3 Flavones et Flavanones sans OH en 5 4 et 6 Flavones ou flavanols avec OH en 5 et substitué en 4’

Chalcones avec OH en 2’,6’, sans OH libre en 2 ou 4 Ce tableau montre que les tiges renferment deux aglycones natifs de plus que les feuilles ; les composés 2 et 6 ne sont pas observés dans les feuilles. III.3 Etude des monoglycosides III.3.1 Résultat Le schéma n°14 représente les résultats obtenus.

62

Schéma n°14 : Chromatogramme des monoglycosides issus des tiges Avant la révélation à NH3

Le schéma n°15 représente les résultats obtenus après révélation du chromatogramme à NH3

Schéma n°15 : Chromatogramme des monoglycosides après révélation à NH3 II.3.2 Interprétation Selon Mabry et all [39], la couleur des taches avant et après révélation à l’ammoniac permet d’avancer une première hypothèse de structure de ces monoglycosides. Le tableau n°31 montre la couleur des taches avant et après vaporisation à l’ammoniac.

T3 : extrait acétate issu des tiges Système : CP, Whatman n°3, AcOH 15 % Sous UV : λ = 365 nm Avant la révélation à NH3

T3 : extrait acétate issu des tiges Système : CP, Whatman n°3, AcOH 15 % Sous UV : λ = 365 nm Après la révélation à NH3

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Tableau n° 31 : Rf et couleurs des monoglycosides


Rf

Sans NH3 Après NH3 T3 1 Bleu Jaune vert 0,64

2 Jaune Jaune 0,57 3 Violet noir Jaune 0,43 4 Bleu Bleu 0,29 5 Violet noir Violet noir 0,10


Tableau n°32 : Squelettes flavonoïdiques probables des monoglycosides


1 Flavones et Flavanones sans OH en 5 2 Flavonols avec OH ou sans OH libre en 5

Aurones sans OH libre en 4’ Flavanones sans OH en 5


4 Isoflavones sans OH libre en 5 Flavanones sans OH en 7 et 8


III.4 Etude des polyglycosides III.4.1 Résultat Le schéma n°16 représente les résultats obtenus.

Schéma n°16 : Chromatogramme des polyglycosides issus des tiges

T4 : extrait butanolique issu des tiges Système : CP, Whatman n°3, AcOH 15 % Sous UV : λ = 365 nm Avant la révélation à NH3

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Avant la révélation à NH3


Schéma n°17 : Chromatogramme des polyglycosides après révélation à NH3 III.4.2 Interprétation Selon Mabry et all [39], la couleur des taches avant et après révélation à l’ammoniac permet d’avancer une première hypothèse de structure de ces polyglycosides. Le tableau n°33 montre la couleur des taches avant et après vaporisation à l’ammoniac.

Tableau n°33 : Rf et couleurs des polyglycosides


Rf


2 Bleu Bleu 0,63 3 Violet noir Jaune 0,43

Selon Mabry, on pourrait attribuer à ces composés, les structures données dans le tableau n° 34.

Tableau n° 34 : Squelettes flavonoïdiques probables des polyglycosides


1 Flavonols avec OH ou sans OH libre en 5 Aurones sans OH libre en 4’ Flavanones sans OH en 5

2 Isoflavones sans OH libre en 5 Flavanones sans OH en 7 et 8


T4 : extrait butanolique issu des tiges Système : CP, Whatman n°3, AcOH 15 % Sous UV : λ = 365 nm Après la révélation à NH3

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Propriétés biologiques et pharmacologiques de chaque famille chimique

1- Coumarines

Ils sont connus sous le nom de glucosides lactoniques. Les coumarines et les drogues

qui les renferment sont des aromatisants. Leur génine donne l’odeur typique du foin. Ils possèdent des propriétés anticoagulantes (ex : le dicoumarol préparé actuellement par synthèse et utilisé en thérapeutique), antispasmodiques, antibiotiques.

Certaines fucoumarines ont des photos sensibilisantes (1) et sont responsables des phénomènes d’allergie ou de dermatose (2) chez la personne manipulant des plantes qui les renferment.

Mais en dehors de ses propriétés physiologiques, les coumarines ont un autre intérêt en pharmacologie et elles font partie des diverses préparations pharmaceutiques contre les varices, les hémorroïdes. Elles servent à la caractérisation des diverses drogues.

2- Saponosides (saponines) Ils sont généralement des dérivés terpéniques. Ils sont toxiques pour les animaux à

sang froid surtout pour les poissons. Ils ont une toxicité faible chez les mammifères par voie orale, mais plus marquée par voie parentale in vitro, ils produisent des hémolyses (destruction des globules rouges).

Leurs actions les plus importantes sont : • antimicrobiennes anti-fongiques (3) hémolytiques (généralement attribués à

leurs interactions avec le cholestérol de la membrane érythrocytaire) • diurétiques (qui augmentent la sécrétion urinaire) • cicatrisantes et analgésiques (4) • expectorantes (5) : qui fluidifient les sécrétions de mucosités • antibactériennes • anticancéreux (les drogues à saponosides sont utilisés à usage externe par les

tradipraticiens pour soigner le cancer).

3- Flavonoïdes Leur génine est formé par la flavone et ses dérivés. Ils constituent un groupe très vaste de substances chimiques dont la propriété commune est de renforcer les parois capillaires. De plus, leurs génines sont solubles dans les solvants organiques apolaires.

(1) sensible à la lumière (2) maladie de la peau (3) contre les champignons (4) qui supprime la douleur (5) expulsion buccale des substances qui encombrent les voies respiratoires, les branches

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Les pigments flavoniques, atoxiques pour l’homme ont des propriétés physiologiques

très intéressantes. Ils sont fréquemment diurétiques, antispasmodiques (1), antitumorales, antibactériens, hémostatiques et vermifuges.

Certaines drogues sont utilisées pour l’extraction industrielle des flavonoïdes : le rutoside (ou rutine), les citroflavonoïdes totaux, …

Signalons, que la rutine possédant des propriétés vitaminiques P est l’un des glucosides flavonoïdiques les plus actifs. On la trouve dans l’orange. Les principales activités sur les domaines thérapeutiques sont :

• augmentation de la résistance et diminution de la perméabilité des capillaires

sanguins • manifestation de la fragilité capillaire : purpuras vasculaire, prévention des accidents

hémorragique des hypertendus, des diabétiques • maladies veineuses : « vienotoniques et vasculoprotecteurs » • gynécologie et obstétriques : métrorragies (3) à la contraception par dispositif intra-

utérin • ophtalmologie : rétinopathie, hyperhémies conjoncturiviales, trouble liée à la

circulation rétinienne ou/et choroïdienne en association avec d’autres traitements • proctologie : traitement des signes fonctionnels liés à la crise hémorroïdaire. Certaines isoflavones sont douée des propriétés oestrogènes. 4- Tanins Ce sont des composés phénoliques qui font coaguler la gélatine et d’autres protéines.

Ils se dissolvent dans l’eau sous forme de dissolution colloïdale mais leur solubilité sépend selon le degré de polymérisation (4), ils sont solubles dans les alcools et l’acétone. Comme tous les phénols, ils réagissent avec le perchlorure de fer.

Les applications des drogues à tanins sont restreintes et découlent de leurs propriétés astringentes (5) à l’extérieur et antidiarrhéiques à l’usage interne. Ils sont aussi hémostatiques antiseptiques et tonifiants. Ils sèchent et tannent la peau et les muqueuses, rendent les couches superficielles moins perméables et protègent les couches sous-jacentes. C’est ainsi qu’ils favorisent la résolution des processus inflammatoires et la cicatrisation.

Il s’ajoute une action vasoconstrictrice des petits vaisseaux, d’où l’emploi contre les hémorroïdes et les blessures superficielles.

(1) contre la contraction musculaire involontaire (2) qui arrête l’hémorragie (3) hémorragie utérine (4) réaction chimique consistant en l’union des molécules d’un même composé en une autre molécule plus

grosse (5) qui resserre les tissus vivants

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Quelques tanins s’opposent à la mutagénécité de certains cancérigènes et la transplantation des tumeurs.

Précipitant les protéines, les tanins exercent un effet antimicrobien, antifongique et précipitant les alcaloïdes, ils peuvent servir d’antidote en cas d’intoxication.

Il est à noter que les tanins sont amers et âpres. 5- Les alcaloïdes Les alcaloïdes sont des substances azotées très complexes à la réaction alcaline et qui

même à petites doses, produisent des grands effets sur tout l’organisme à cause de son action physiologique notable. Beaucoup sont responsables de la toxicité des drogues qui les renferment. Leurs activités : anesthésies, tumeurs, maladies parasitaires et cardiovasculaires.

Les substances très actives peuvent guérir de très graves maladies mais peuvent également intoxiquer, si on ne les emploie pas correctement.

Citons par exemple : • la colchicine du colchique ou safran sauvage qui combat de manière spectaculaire les

symptômes d’une attaque de goutte • excitant de sympathique sympathomimétique : hordénine • excitant de parasympathique : pilocarpine, ésérine,… • paralysant et parasympathique : atropine, ganglioplégique, nicotine Voici quelques plantes qui renferment des alcaloïdes avec leurs actions sur le corps

humain.

Plantes alcaloïdes actions Avoine Avénine Tonification Cacaoyer Théobromine Stimulant, diurétique Café Caféine Stimulant, excitant Coca Cocaïne Excitant Douce-amère Cobalamine Sédative, narcotique Pervenche Vincamine Vasodilatatrice Tabac Nicotine Stimulant, dépressif Thé Caféine (théine) Stimulant, excitant

La plupart des composés biologiquement actifs sont de nature alcaloïde (antibiotique,

pénicilline, hypotonique (1), phénobarbital) et parmi ces alcaloïdes il y a des : - anesthésiques locaux : cocaïne - curarisants - antispasmodiques - antifibrilants : quinidine - antipaludiques : quinine - antitumorales (1) qui provoque le sommeil

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Néanmoins pour l’usage, il faut respecter les doses et les indications car les alcaloïdes ne se trouvent pas dans les mêmes pourcentages d’où pour certains d’entre eux, il faut un contrôle de spécialiste

6- Anthocyanosides Ce sont des colorants dont sa présence peut aider à la caractérisation des certains

drogues et de leur préparation. Elles possèdent des propriétés vitaminiques P, utilisés pour les infections des vaisseaux capillaires. Ils agissent comme antiseptiques, anti-inflammatoires.

7- Les glucosides anthraquinones (quinones) A l’état naturel, les quinones sont inactives. Par l’action de certaines enzymes produits

par les bactéries intestinales, la génine se libère et ils deviennent des substances biologiquement très actives. Parmi les benzo- et naphtoquinones, beaucoup sont antimicrobiens. Ce sont aussi des fongicides, parfois vermifuges. La vitamine K1 ou phylloquinone est un retard de coagulation sanguine. Les anthraquinones sont :

- purgatifs : qui stimule l’évacuation des excréments - digestive : cholérétique et cholagogue Les anthraquinones sont en général contre-indiqués dans les cas suivants : grossesse,

période de menstruation, hémorroïde, … 8- Terpenoïdes Les drogues qui contiennent des composés terpéniques ont des propriétés

pharmacodynamiques très variées. Certains sont irritants de la peau et des muqueuses alors que d’autres ont au contraire

des propriétés anti-inflammatoires. On y trouve des antiseptiques et des stupéfiants. 9- Les glucosides cyanogénétiques Leur génine est l’acide cyanhydrique. Ils ont une action sédative ou antispasmodique

(calmant) 10- Les stéroïdes Les génines des groupes de la cardénolide et de la bufadiénolide ont une grande

activité physiologique. Cependant, l’activité cardiotonique des génines des cardénolides est beaucoup moins forte que celle des hétérosides correspondants. Par contre, les génines des bufadiénolides sont très actives.

11- Les glucosides cardiotoniques Leur génine est formé par un cyclopentanoperhydrophenantère. Les sucres qui les

constituent sont les glucoses, les galactoses et les autres pentoses. Leur action consiste à augmenter la force contractile du cœur et à réguler le rythme

cardiaque.

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Education à l’environnement

Comment peut-on s’intéresser aux plantes médicinales à l’époque moderne et en cet

âge de technologie avancée ? La réponse est sans équivoque. La dépendance de l’homme par rapport à la nature est immense, ne serait-ce parce

qu’il est lui-même une partie de cette nature même du début à la fin, il se montre peu circonspect.

Cette dépendance peut avoir diverses formes. Dans la première période de son existence, l’homme considérait cette dépendance comme la volonté des dieux. Il ne comprenait pas grand-chose à ce qui se passait autour de lui. L’ignorance engendra la superstition et ouvrit en grand les portes aux croyances erronées, à la peur et aussi à l’humilité. Tout acte humain était subordonné à cela, même la prévention des maladies. L’effort pour trouver un moyen d’y parvenir, n’était pas seulement un instinct mais un raisonnement rationnel sur la manière de se protéger et d’assurer sa vie sur la terre. Ceci servit de base à la guérison et aux premières connaissances en matière de guérison. Mais où l’homme peut-il procurer des remèdes ? Seulement dans la nature dans son environnement d’abord.

Pour cette raison indéniablement marquée donc, il faut protéger la nature d’une manière faroucheuse. Ça ne veut pas dire que cette dernière doit être considérée comme une chose contemplative ; mais comme une chose avec laquelle, on peut assouvir toutes nos avidités. C’est seulement sur son exploitation qu’il faut prendre tant de précaution : par exemple, la cueillette doit suivre quelques règles particulières :

- il est nécessaire d’avoir une connaissance de plantes médicinales que l’on souhaite récolter

- les plantes dangereuses et celles qui par leur ressemblance peuvent aisément être confondues avec elles, ne doivent pas être récoltées par des enfants

- il ne faut jamais cueillir tous les spécimens d’une certaine espèce dans un endroit donné car il faut en laisser suffisamment pour assurer la reproduction et la multiplication de l’espèce « Une cueillette aveugle enrichit le père mais appauvrit le fils »

- il faut ramasser des plantes saines et manifestement intactes mais ne jamais cueillir des plantes malades ou infestées d’insectes nuisibles. Il ne faut pas récolter les plantes recouvertes de boues et de poussières

- les plantes ne doivent pas être récoltées quand elles sont couvertes de rosées, ou de pluie, ni de la fraîcheur du soir lorsque l’humidité tombe

Ensuite, nous savons bien que les plantes médicinales constituent un groupe numériquement vaste de plantes économiquement importantes. Outre leur utilisation comme remèdes directs, on les emploie aussi dans les industries pharmaceutique, alimentaire, des cosmétiques et des parfums.

Normalement, si l’on se refère au cas de Madagascar, elle devrait être un pays riche, vu son potentiel végétal très diversifié voire l’endémicité de certaines espèces. Visons jusqu’à nos jours, elle possède des forêts primaires.

Pour tenir stable au pays lui-même des fins productives, il faut : - arrêter les feux de brousse et les tavy - bien sauvegarder les parcs nationaux et les aires protégées parce qu’ils conservent

les flores et les faunes propres au pays - cultiver des plantes médicinales souvent à grande échelle dans le but de la

fabrication des médicaments puisque ce n’est que dans des cas exceptionnels que la demande peut être satisfaite par une cueillette dans la nature

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- organiser et superviser la récolte à des fins commerciales pour protéger les autres espèces car il y en a celle qui pousse à l’état sauvage mais elle contient des substances thérapeutiques actives convenables pour traiter les maladies.

Enfin, il faut éduquer toutes les générations humaines à comprendre l’interdépendance

de chaque élément de la nature. En raison qu’il est parfaitement bon de vivre avec la nature harmonieuse, saine et équilibrée. Sinon on va mourir avec les désastres, résultats de notre volonté, parce que sans ambiguïté, l’homme lui-même pourrait être un protecteur de l’environnement s’il le veut plutôt que destructeur insouciant.

Il faut surtout protéger Madagascar pour maintenir sa richesse en flore de crainte qu’elle ne soit une île rouge.

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CONCLUSION

Le présent travail a porté sur l’étude de Cussonia bojeri, plante

endémique de Madagascar, récoltée à Ambatofinandrahana. Cette plante est réputée pour guérir la maladie de l’estomac.

Les Screening phytochymiques de cette plante montrent qu’elle

renferme plus de 70 % des grandes familles chimiques des substances naturelles.

Les grandes familles chimiques tels que les alcaloïdes, les

flavonoïdes, les leucoanthocyanes, les anthocyanes, les tanins, les stéroïdes, les polysaccharides, les coumarines et les terpénoïdes sont tous présentes dans cette plante. La différence entre les feuilles et les tiges réside sur les groupes des tanins rencontrés.

- les feuilles contiennent des tanins condensés - alors que les tiges contiennent des tanins hydrolysables

Par ailleurs, l’étude chromatographique des flavonoïdes révèle

l’existence : - de treize (13) types de flavonoïdes au moins dans les feuilles - et de quatorze (14) types de flavonoïdes au moins dans les tiges

En outre, l’étude des anthocyanes signale la présence de : - la leucocyanidine dans les feuilles - et la leucopélargonidine dans les tiges Enfin, ce travail nous a permis de se familiariser sur les différentes

méthodes et techniques d’extraction et de séparation dans le domaine de la chimie de substances naturelles.

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PARTIE EXPERIMENTALE

I Préparation des réactifs du criblage phytochimique

I.1. Préparation du réactif de Dragendorff (modifié selon Munier) Solution A : on pèse 0,85g de sous nitrate de bismuth (Bi) et 10g d’acide tartrique dans 15 ml d’eau distillée. Solution B : on dissout 8g d’iodure de potassium KI dans 20ml d’eau distillée. I.2. Préparation du réactif de Wagner On pèse 1g de KI (iodure de potassium) et 0,635g d’iode. On les mélange dans un erlenmeyer de 250ml tout en ajoutant 100ml d’eau distillée. On agite jusqu’à dissolution complète. I.3. Préparation du réactif de Mayer Dans 47ml d’eau distillée, on dissout 0,675g de chlorure mercurique HgCl2, puis on y ajoute 2.5g d’iodure de potassium. On agite bien jusqu’à dissolution complète puis on met de l’eau distillée pour compléter à 50ml le volume total. I.4. Préparation de la gélatine On met en suspension 1g de gélatine dans 100ml d’ED. I.5. Préparation de chlorure de sodium (NaCl) à 10% On dissout dans 10 ml d’eau distillée 1g de NaCl. I.6. Préparation de l’acide chlorhydrique à 5% On dissout 0,5 ml d’HCl dans 10 ml d’eau distillée. I.7. Préparation de la gélatine salée On mélange un volume de la solution de la gélatine à un volume égal de la solution de chlorure de sodium à 10%. I.8. Préparation du réactif de Kedde On dissout 2 g d’acide 3,4-dinitrobenzoïque dans 100 ml de méthanol. Puis, on prépare une solution de potasse en dissolvant 5,6 g de potasse dans 10 ml d’eau distillée. Pulvérisation : Au moment de l’emploi, on mélange à volume égal la solution d’acide et de la

potasse. I.9. Préparation du chlorure ferrique à 10%

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On dissout 1g de FeCl3 dans 10ml d’eau distillée. I.10. Préparation du réactif de Keller-Killiani On dissout 10 g de chlorure ferrique (FeCl3) dans 100 ml d’eau. Au moment de l’emploi, on mélange 0,3 ml de la solution de chlorure ferrique ainsi préparée précédemment dans 50 ml d’acide acétique CH3COOH glacial. On prélève 3 ml du mélange pour le test de Keller-Killiani. I.11. Préparation du chlorure ferrique 10% dans le méthanol On dissout 1g de FeCl3 dans 10 ml de MeOH en agitant et en chauffant sur bain-marie jusqu’à dissolution complète.

II Préparation de l’extrait hydroalcoolique

On fait subir à 50 g de poudre végétale l’extraction par reflux dans un bain-marie bouillant. La poudre est placée dans un ballon de 500 ml avec 200 ml d’éthanol 80% (160 ml de EtOH + 40 ml d’eau distillée) pendant une heure. Après refroidissement, sous courant d’eau froide, le contenu du ballon est filtré à l’aide d’un entonnoir de Büchner. Le ballon est lavé avec 50 ml d’éthanol 80% et les solutions alcooliques sont rassemblées. On mesure le volume de la solution alcoolique. Le calcul de la masse volumique de l’extrait servira à la réalisation des divers tests phytochimiques.

Ex : Dans notre cas : - 50 g de tiges donnent après extraction 110 cm3 de solution hydroalcoolique - 50 g de feuilles donnent 70 cm3 de solution hydroalcoolique après extraction

III Criblage phytochimique

III.1 Criblage des alcaloïdes III.1.1. Macération chlorhydrique Environ 5 g de plante sèche sont macérées dans l’acide chlorhydrique 5% pendant 15 minutes puis filtrés sur coton. Le filtrat est divisé dans 4 tubes à essais. Une quantité du réactif correspondant est ajouté au contenu de chaque tube où l’on effectue le test. III.1.2. Test tube n°01 : témoin tube n°02 : + quelques gouttes de réactifs de Wagner tube n°03 : + quelques gouttes de réactifs de Mayer tube n°06 : + quelques gouttes de réactifs de Dragendorff La présence des alcaloïdes est indiquée par l’apparition des précipités dans chaque tube.

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III.1.3 Test préliminaire A partir de la solution hydroalcoolique, un volume équivalent à 25g de drogues est placé dans un cristallisoir puis évaporée jusqu’à obtention d’un résidu de consistance sirupeuse. On ajoute 10ml de solution d’acide chlorhydrique (HCl) 2N et on agite à l’aide d’une baguette de verre tout en chauffant dans un bain-marie bouillant pendant 5minutes. Après refroidissement à température ambiante, on ajoute 0,5g de NaCl (chlorure de sodium) pour le relargage. On agite et on filtre. Le précipité est lavé avec un volume suffisant de HCl 2N. On partage la solution acide dans quatre tubes à essais et on refait le test comme précédemment. Si dans les deux cas précédents, les tests sont positifs, il est nécessaire de recourir au test de confirmation pour déterminer les types d’alcaloïdes présents dans la plante. III.1.4 Test de confirmation Un volume équivalent à 4g de plante est évaporé au bain-marie jusqu’à élimination d’alcool dans un cristallisoir. On ajoute 5 ml d’une solution de HCl 5% et on chauffe dans un bain-marie tout en agitant avec une baguette de verre pendant 5 minutes. Après addition d’ammoniaque 50% jusqu’à pH = 7, on extrait trois fois avec environ 20 ml de chloroforme au total. Les solutions chloroformiques sont évaporés à sec dans un cristallisoir après lavage à l’eau une seule fois et séchage sur Na2SO4 anhydre. On reprend ensuite le résidu avec HCl 5% et on divise la solution dans 4 tubes à essais et on précède le test comme précédemment. On note s’il y a précipitation, floculation ou trouble. III.1.5 Test des ammoniums quaternaires et des N-oxydes Les ammoniums quaternaires et les N-oxydes éventuellement présents se trouvent dans la phase alcaline suivante. On prend un certain volume de cette phase aqueuse et on acidifie par HCl 2N puis on le teste directement comme précédemment. On observe toujours les changements éventuels III.2 Criblage des flavonoïdes et des leucoanthocyanes Evaporer une solution équivalente à 3 g de plante dans un cristallisoir au bain-marie. On élimine les pigments à l’éther de pétrole après refroidissement. On dissout ensuite le résidu avec 30 ml d’éthanol à 80 % puis on filtre. On verse respectivement 3 ml du filtrat dans 5 tubes à essais :

tube n° 01 : témoin tube n° 02 : test de Wilstater : + 5 ml de HCl concentré et quelques

tournures de magnésium Interprétation Si après 10 minutes la coloration est

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• rouge : présence des flavones • rouge à rouge pourpre : présence des flavonols • rouge violacée : présence des flavones et flavonols

tube n°3 : test de Wilstater modifié

+ 0,5 ml de HCl concentré et quelques tournures de magnésium. Après dissolution du magnésium, on ajoute 1 ml d’alcool isoamilique. Il se forme deux phases. Interprétation Si après 10 min, la phase inférieure est

• Pourpre : présence des flavonols • Rouge : présence des flavones

tube n°04: test de Bate-Smith

+ 0,5ml de HCl concentré chauffé au bain marie pendant 30 minutes. On laisse refroidir Interprétation Si la coloration est rouge violacée, on est en présence des leucoanthocyanes

tube n°05 + 0,5 ml de HCl à froid Interprétation L’apparition de coloration rouge indique la présence des anthocyanes dans la plante

III.3 Criblage des tanins et polyphénols

On évapore à une solution équivalente de 5 g de plante dans un cristallisoir au bain-marie. On ajoute 10 ml d’eau distillée au résidu. Après chauffage et agitation, on ajoute 4 gouttes de NaCl à 10 % et on filtre. On repartit dans 4 tubes à essais :

Tube n°01 témoin Tube n°02

+ 5 gouttes de gélatine 1 % Interprétation L’apparition des précipités indique l’apparition des polyphénols On est en présence des tanins s’il y a des précipités

Tube n°3 + 5 gouttes de gélatine salée

Interprétation On est en présence des tanins s’il y a des précipités

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Tube n°04

+ 5 gouttes de FeCl3 10% dans le méthanol Interprétation Si la coloration est :

• Bleu-verte : présence des tanins condensés (catéchiques ou flavan-3-ol) et leucoanthocyanes ou flavan-3,4-diols)

• Noir bleuâtre : présence des tanins hydrolysables (gallique ou éllagique)

• Incolore : absence des tanins Remarque Une réaction négative à la gélatine salée accompagnée d’une coloration verte ou bleu-noire avec FeCl3 signifie qu’on est en présence d’autres types de composés phénoliques.

III.4 Criblage des stéroïdes et triterpénoïdes On évapore complètement la solution équivalente à 5g de plante dans un cristallisoir au bain-marie. Après refroidissement, on ajoute 5 ml d’éther de pétrole pour enlever les pigments puis on filtre. On répète cette opération jusqu’à élimination des pigments. On additionne ensuite 10 ml de chloroforme et on agite pendant 10 minutes. On filtre et on répartit le filtrat dans 6 tubes à essais après décantation et séchage sur le sulfate de sodium anhydre.

Tube n°01 : témoin Tube n°02

+ 3 gouttes de solution saturée d’antimoine Interprétation S’il y a apparition de fluorescence :

• Bleue : présence de triterpènes • Jaune : présence de stéroïdes

Tube n°03: test de Liebermann Burschard

+ 4 gouttes d’anhydride acétique et 5 gouttes de H2SO4 concentré à l’aide d’une pipette pasteur Interprétation Si la coloration est :

• Pourpre : la présence de triterpénoïdes est confirmée • Violet ou bleu-vert : la présence des stéroïdes est confirmée

Tube n°04 : test de Salkowski On incline le tube à 45° puis on verse lentement 1 ml de H2SO4 concentré

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Interprétation Si l’anneau de séparation est rouge, la plante renferme des stéroïdes insaturés III.5 Criblage des cardénolides et des bufadiénolides

Tube n°05: test de Bradget-Kedde

+ quelques grains d’acide picrique à l’aide d’une spatule Interprétation Si la coloration obtenue est rouge, on est en présence des stéroïdes lactoniques

• Test de Kedde

Au centre d’un papier filtre, on place 0,2 ml d’extrait hydroalcoolique et on effectue une chromatographie circulaire avec le chloroforme CHCl3. Après séchage à l’étuve, on pulvérise le papier avec le réactif de Kedde puis on sèche de nouveau à l’air chaud Interprétation si la couleur vire au pourpre, on a des lactones insaturées

Tube n°06 + quelques gouttes de FeCl3 à 10 % et quelques gouttes d’acide acétique glacial Interprétation La formation d’un anneau de séparation de coloration pourpre caractérise la présence de desoxy-sucre III.6 Criblage des saponines On introduit dans un tube à essai 1g de poudre de plante sèche. Après, on ajoute 10 ml d’eau distillée puis on agite vigoureusement pendant 30 secondes Interprétation On note l’abaissement de la hauteur de la mousse. Si cette dernière atteint une hauteur supérieure ou égale à 3 cm, la plante renferme des saponines III.7 Criblage des polysaccharides On prépare un décocté avec 5g de poudre puis on filtre. On prend 1 ml de filtrat et on ajoute trois volumes d’éthanol Interprétation La formation des précipités indique la présence des polysaccharides

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III.8 Criblage des coumarines On prépare un papier imbibé de NH4OH, après on le plonge dans une cuve chromatographique préalablement saturée par ce solvant. Un dépôt de l’extrait hydroalcoolique est fait sur ce papier. On l’examine ensuite sous lumière U.V de longueur d’onde λ = 365 nm Interprétation L’apparition des fluorescences jaunes autour du dépôt signifie la présence des coumarines dans la plante. Remarque On observe la fluorescence avant et après séchage III.9 Criblage des hétérosides cyanogénétiques

• Test de Grignard (test de l’acide picrique) 2,5 g de drogue végétale sèches et broyées sont introduites dans un erlen rodé et humectées d’ED. On ajoute 0,5 ml de CHCl3. Une bande de papier filtre Whatman n°01 préalablement trempé dans une solution fraîchement préparée de picrate de sodium (5g de Na2CO3, 0,5g d’acide picrique et 100ml d’eau distillée) est placée juste au-dessus de la drogue et pliée sur le bord de l’erlen rodé. Le récipient est ensuite bouché et chauffé à 35°C pendant 3heures tout en observant le changement éventuel de la coloration du papier-filtre. Interprétation Les hétérosides cyanogénétiques provoquent un virage de la couleur de ce dernier, du jaune au rouge III.10 Criblage des anthraquinones Une solution hydroalcoolique équivalente à 5g de plante est évaporée à sec dans un cristallisoir au bain-marie. On redissout le résidu dans 30ml d’eau distillée puis on filtre. Le filtrat est ensuite placé dans une petite ampoule à décanter puis extrait au Benzène. On ajoute à un certain volume de la solution benzénique recueillie 5ml de NH4OH 50 % puis on agite. Interprétation On observe le changement de la coloration de la phase alcaline (phase inférieure). Si la coloration est rouge violacée, on est en présence d’anthraquinones. IV Chromatographie On a utilisé le papier Whatman n°03 pour la chromatographie sur papier. Ce papier a un faible taux d’impuretés et dont les caractères physiques sont uniformes.

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L’échantillon est dissout dans du méthanol pour donner une solution à environ 1% Deux ou trois dépôts sont requis et on doit laisser évaporer le solvant entre chacun d’eux Pour les anthocyanes, deux dépôts de 5 cm de largeur par 15 et 30 additions successives d’extrait sont effectués. Le chromatogramme est développé par le solvant Forestal (acide acétique, eau, HCl concentré : 30-10-3). On observe en UV-visible λ = 365nm et on compare les résultats avec la littérature On a utilisé comme éluant l’acide acide acétique 60% pour étudier les aglycones et celui de 15% pour étudier les hétérosides V Extraction des flavonoïdes On met 50g de poudre de plante sèche dans un bocal. On ajoute 300ml d’éthanol à 80%. On agite le mélange pendant 24h à l’aide d’un agitateur magnétique ou mécanique. En cas de défaut de ce dernier, on fait passer le mélange par la macération pendant 72h Tel est notre cas. On a dû laisser reposer notre mélange pendant 3 jours et 3 nuits (samedi 15 avril 2006 14h45 au mardi 18 avril 2006 à 15h. On filtre sur Büchner et la solution hydroalcoolique obtenue est évaporée à l’aide d’un rotavapor jusqu’à avoir l’obtention d’une solution de persistance sirupeuse. On ajoute 100ml d’eau bouillante et on laisse refroidir pour avoir l’extrait aqueux. On garde une certaine quantité de cet extrait et le reste subit par la suite une extraction avec l’éther à l’aide d’une ampoule à décanter. La phase supérieure constitue la phase éthérée contenant les aglycones et les acides phénoliques. L’extraction de la phase aqueuse avec l’acétate d’éthyle permet de récupérer dans la phase acétate (phase supérieure) les monoglycosides. On récupère encore la phase inférieure de cette extraction. Celle ci est enfin extraite avec le n-butanol pour en tirer les polyglycosides VI Hydrolyse acide On place dans 150 ml de HCl 2N froid dans un erlen de 500 ml, 3g de matériel végétal broyé, traité éventuellement au préalable par le chloroforme anhydre. Après quelques minutes de contact par imbibition de l’échantillon, l’erlen est porté pendant 40 minutes au bain-marie bouillant. On agite toutes les cinq minutes par insufflation modérée d’air. Après refroidissement, on l’extrait à 3 reprises par 150 ml d’éther sans séparation du matériel végétal pour avoir les fractions flavones-flavonols. La phase aqueuse résiduelle est soutirée puis extraite à 3 reprises par 25 ml de n-butanol, C’est la fraction anthocyanes. La chromatographie sur papier est effectuée avec un papier Whatman n°03. L’extrait butanolique a été fait en premier à cause de l’instabilité chimique des anthocyanes Par extraction répétée avec le HCl 2N dans une petite ampoule à décanter, la solution butanolique devient de plus en plus concentrée. On fait plusieurs extractions jusqu’à ce que l’on ait un volume de 2ml, car là les anthocyanes restent très forts Deux dépôts de 5cm de largeur par 15 et 30 additions successives d’extrait sont effectués sur le papier Whatman n° 03 sous ventilation froide. Le chromatogramme est développé par le solvant Forestal (acide acétique, eau, HCl concentré : 30-10-3). On observe en lumière visible λ = 365 nm et on compare les résultats avec la littérature. On a utilisé comme éluant l’acide acétique 60% pour étudier les aglycones et celui de 15% pour étudier les hétérosides.

Cussonia bojeri SEEM. (Araliaceae) is an endemic plant distributed in central and eastern of Madagascar. Its leaves are used in Malagasy folk medicine to treat acne, diarrhea, stomach ulcers, and syphilis. A decoction of the leaves isused as an antispasmodic.1) Previous phytochemical investigations isolated flavonoids from this species.2) In a continuation of our investigations of endemic Malagasy medicinal plants to search for novel biologically active compounds, we have isolated a new ent-kaurane glycoside (4) along with four known compounds (1—3, 5) from the leaves of the plant. Compound 1 has been reported to show significant activity against HIV replication in H9 lymphocyte cells with an EC50 value of 0.8 mg/ml.3) This paper reports the structural elucidation of 4. Results and Discussion Repeated column chromatography of the water-soluble fraction from the methanol extract of the dried leaves of C.bojeri SEEM. yielded 16 b,17-dihydroxy-kauran-19-oic acid (1), b-D-glucopyranosyl 16 b,17-dihydroxy-(2)-kauran-19-oate (2),3) paniculoside IV (3),4) b-D-glucopyranosyl 17-hydroxy-ent-kauran-19-oate-16-O- b-D-glucopyranoside (4), and rutin (5).5) The structures of compounds (1—3, 5) have been determined by comparison of their spectral data with the reported data. These ent-kaurane compounds (1—4) have been isolated from this plant for the first time. Compound 4 was obtained as white amorphous powder having [ a]D 21 248.3° (c50.18, pyridine). Its molecular formula was determined to be C32H52O14 by negative high resolution (HR)-FAB-MS (m/z: [M2H]2 obsd. 659.3318, calcd. 659.3278). The presence of an anomeric proton signal at d 4.99 (J57.8 Hz) and an anomeric signal showing a typical chemical shift of an ester linked b-glucopyranosyl at d 6.21 (J58.0 Hz) in the 1H-NMR spectrum suggested that two different types of glucosidic linkage were present in the molecule. The 13C-NMR and distortionless enhancement by polarization transfer (DEPT) spectra exhibited 32 carbon signals, 12 of which could be assigned to those of sugar units and the ∗ To whom correspondence should be addressed. e-mail: [email protected] © 2002 Pharmaceutical Society of Japan

A New ent-Kaurane Diterpenoid Glycoside from the Leaves of Cussonia bojeri, a Malagasy Endemic Plant Liva HARINANTENAINA , Ryoji KASAI, and Kazuo YAMASAKI * Division of Medicinal Chemistry, Graduate School of Biomedical Sciences, Hiroshima University; 1–2–3 Kasumi, Minamiku, Hiroshima 734–8551, Japan. Received March 1, 2002; accepted May 16, 2002 A new ent-kaurane diterpene glycoside, b-D-glucopyranosyl 17-hydroxy-ent-kauran-19-oate-16-O- b-D-glucopyranoside (4) was isolated from the dried leaves of Cussonia bojeri SEEM., together with four known compounds identified as 16 b,17-dihydroxy-kauran-19-oic acid (1), b-D-glucopyranosyl 16 b,17-dihydroxy-(2)-kauran- 19-oate (2), paniculoside IV (3), and rutin (5). The structure of 4 was deduced on the basis of chemical and spectroscopic evidence. Key words Cussonia bojeri; Araliaceae; ent-kaurane; diterpenoid glycoside Table 1. 1H- and 13C-NMR Spectral Data for Compounds 3 and 4 in Pyridine- d5 ( d in ppm, 400 MHz and 100 MHz, Respectively) Bojeri S EEM de Cussonia (Araliaceae) est une plante endémique distribué dans la partie centrale et orientale de Madagascar. Ses feuilles sont employés dans la médecine traditionnelle malgache pour traiter l'acné, lesdiarrhée, lesulcères d'estomac, et le syphilis. Une décoction des feuilles est utilisée en tant qu'antispasmodique. 1) des investigations phytochimiques antérieures ont permis d'isoler des flavonoïdes de cette espèce. 2) dans une suite de nos investigations sur les plantes médicinales endémiques malgaches pour rechercher des nouveaux composés biologiquement actifs , nous avons isolé un nouveau oto-rhino - le glycoside de kaurane (4) avec quatre composés connus (1 —3 5) des feuilles de cette plante . On a rapporté que le composé 1 montre l'activité significative contre la réplique d'HIV en cellules du lymphocyte H9 avec Valeur de la EC 50 de 0,8 m g/ml. 3) cet article rapporte le structural élucidation de 4 Résultats et discussion Chromatographie sur colonne répétée de l'hydrosoluble la fraction de l'extrait de méthanol du sec part du C. bojeri S EEM 16 rapportés b acide 17-dihydroxy-kauran-19-oic (1), b - D - glucopyranosyl 16 b 17-dihydroxy-(2 -kauran-19- oate (2), 3) paniculoside IV (3), 4) b - D - glucopyranosyl 17-hydroxy- - kauran-19-oate-16- O - b oto-rhino - D - glucopyranoside (4), et rutine (5). 5) les structures des composés (1 —3 5) ont été déterminé par la comparaison de leurs données spectrales avec rapporté données. Ces oto-rhino - composés de kaurane (1 —4) ont été d'isolement dans cette usine pour la première fois. Le composé 4 a été obtenu en tant que poudre amorphe blanche avoir [ a ] D 21 2 48.3° (c 5 0,18, pyridine). Sa formule moléculaire a été déterminé à être C 32 H 52 O 14 par haute résolution négative (HR)-fab-ms (m / z [ M 2 H ] obsd 2. 659,3318, calcd. 659,3278). La présence d'un signal anomérique de proton à d 4,99 (J 5 7,8 hertz) et un signal anomérique montrant un typique le décalage chimique d'un ester a lié b - glucopyranosyl à d 6,21 (J 5 8,0 hertz) dans le 1 spectre de H-nmr a suggéré cela deux différents les types de tringlerie glucosidique étaient présents dans la molécule. Les 13 C-nmr et le perfectionnement distortionless par polarisation transférez les spectres (département) a exhibé 32 signaux de carbone, 12 dont pourrait être assigné à ceux des unités de sucre et ∗ À qui la correspondance devrait être E-mail adressé: société pharmaceutique du © 2002 de [email protected] du Japon

Un nouveau oto-rhino - le glycoside de diterpénoïde de Kaurane du part de Cussonia bojeri une plante endémique malgache Liva H ARINANTENAINA Ryoji K ASAI et Kazuo Y AMASAKI * Division de la chimie médicinale, école graduée des sciences biomédicales, université d'Hiroshima; 1 –2 – 3 Kasumi, Minamiku, Hiroshima 734 –8551, Japon. Reçu Mars 1, 2002; admis mai 16, 2002 Un nouveau - glycoside de diterpène de kaurane, b - D oto-rhino - glucopyranosyl 17-hydroxy- oto-rhino - kauran-19-oate-16- O - b - D - glucopyranoside (4) a été isolé dans sec part du bojeri S EEM de Cussonia , ainsi que quatre composés connus identifié en tant que 16 b 17-dihydroxy-kauran-19-oic acide (1), b - D - glucopyranosyl 16 b -kauran- 17-dihydroxy-(2 19-oate (2), paniculoside IV (3), et rutine (5). La structure de 4 a été déduite sur la base de chimique et de spectroscopique évidence. Bojeri de Cussonia de mots clés Araliaceae; oto-rhino - kaurane; glycoside de diterpénoïde Tableau 1. 1 13 de C-nmr spectrales données de h et pour les composés 3 et 4 en pyridine d 5 (d dans la page par minute, 400 MHz et 100 MHz, respectivement)

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LEXIQUE

Analgésique : qui supprime la douleur Angiosperme : plante arborescente dont les ovules sont à nu comme le pin Angiospermes : plante phanérogame dont les ovules sont protégés par un ovaire

clos Antispasmodique : médicament destiné à combattre l’état spasmodique, c'est-à-dire les contractures, crampes et convulsions Astringente : qui resserre les tissus vivants Bacciforme : qui ressemble à une baie (fruit charnu à pépins) Bractée : petite feuille simple fixée au pédoncule floral Cholagogue : se dit des médicaments qui provoquent l’excrétion biliaire Cholérétique : se dit des médicaments qui augmentent la sécrétion biliaire Décoction : action de faire bouillir une substance pour en extraire les principes

actifs solubles Dermatose : maladie de la peau Drogue : partie séchée de la plante, feuilles, fleurs, fruits, racines (c’est un langage pharmaceutique) Expectorant : expulsion buccale des substances qui encombre les voies respiratoires Fongicide : qui tue les champignons Gastro-duodénaux : inflammation simultanée de l’estomac et du duodénum Génine : partie de la molécule non osidique Hémostatique : qui arrête l’hémorragie Hydrophile : qui absorbe de l’eau Hyperhémie : congestion locale obtenue par un moyen physique Hypnotique : qui provoque le sommeil Hypotonique : se dit d’une solution dont la pression osmotique est inférieure à celle d’une autre solution Involuère : ensemble des bractées, d’organes foliacées rapprochés autour de la base d’une fleur ou d’une inflorescence spécialement d’une ombelle ou d’une capitule Macération : opération qui consiste à laisser séjourner dans un liquide une

substance pour l’accommoder, la conserver Métrorragie : hémorragie utérine Narcotique : se dit des substances qui produisent l’assouplissement Obturer : boucher une cavité Panachée : composée d’éléments divers Pennées : disposées comme les barbes d’une plume Percolation : circulation de l’eau à travers un milieu poreux Phanérogame : plante à fleurs et à graines Polymérisation : réaction chimique consistant à l’union des molécules d’un même

composé en une molécule plus grosse Photosensibilisation : sensible à la lumière Sédatif : qui modère l’action d’un organe Siphon : tube en forme d’U renversé pour transvaser les liquides d’un niveau à un autre plus bas, en enlevant d’abord au-dessus du niveau le plus haut

Nom : RAKOTOARIVELO Prénoms : Hantamalala Léa Clarisse Mémoire de recherche pour l’obtention du Certificat d’Aptitude Pédagogique de l’Ecole Normale « C.A.P.EN » Option : Physique-Chimie Titre : Contribution à l’étude phytochimique de Cussonia bojeri (Araliacées)

Résumé

Le présent travail a porté sur l’étude de Cussonia bojeri, une plante endémique de Madagascar, récoltée à Ambatofinandrahana. Cette plante est réputée pour guérir la maladie de l’estomac. Les Screening phytochymiques montrent qu’elle renferme plus de 70 % des grandes familles chimiques des substances naturelles : alcaloïdes, flavonoïdes, leucoanthocyanes, anthocyanes, tanins, stéroïdes, polysaccharides, coumarines et terpénoïdes. La différence entre les feuilles et les tiges réside sur les groupes des tanins rencontrés :

- les feuilles contiennent des tanins condensés - alors que les tiges contiennent des tanins hydrolysables

Par ailleurs, l’étude chromatographique des flavonoïdes révèle l’existence : - de treize (13) types de flavonoïdes au moins dans les feuilles - et de quatorze (14) types de flavonoïdes au moins dans les tiges

En outre, l’étude des anthocyanes signale la présence : - de la leucocyanidine dans les feuilles - et de la leucopélargonidine dans les tiges

Mots clés : Cussonia bojeri (Araliacées), Screening phytochimique, flavonoïdes, leucocyanidine, leucopélargonidine, maladie d’estomac.

Abstract

This work concerned the study of Cussonia bojeri, an endemic plant of Madagascar, collected at Ambatofinandrahana. This plant is famous to cure the disease of the stomach. Screening phytochemical shows that it contains more than 70 % of the great chemical families of the natural substances such as : alkaloids, flavonoids, leucoanthocyans, anthocyans, tanins, steroids, polysaccharids, coumarins and terpénoids. The difference between the sheets and the stems resides on the groups of the tanins met :

- the sheets contain condensed tanins, - whereas the stems contain hydrolysable tanins .

In addition, the chromatographic study of the flavonoids reveals the existence of: - thirteen (13) types of flavonoids at least in the sheets - and fourteen (14) types of flavonoides at least in the stems

Moreover, the study of the anthocyans announces the presence of : - the leucocyanidin in the sheets, - and the leucopelargonidin in the stems.

Key words: Cussonia bojeri (Araliacées), Phytochemical Screening, flavonoids, leucocyanidin, leucopélargonidin, disease of stomach. Encadreur: Monsieur RASAMOELISENDRA Richard Maître de Conférences

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