Comment diagnostiquer les pathologiesrespiratoires chez les ruminants ?

LABORATOIRES D’ANALYSES POUR LA SANTÉ PUBLIQUE

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Outils de diagnostic TERANA

Les maladies respiratoires représentent une pathologie majeure chez les jeunes ruminants.

Ces affections sont essentiellement des broncho-pneumopathies contagieuses

d’origine infectieuse, touchant de nombreux individus d’un même lot. Elles surviennent chaque année

durant la saison froide et humide, généralement de décembre à mars

avec un impact économique considérable (mortalité, coût de traitement et des vaccins,

retard de croissance).

Bactéries

Chez tous les ruminants• Pasteurelles : Pasteurella multo-

cida, Mannheimia haemolytica et Histophilus somni se retrouvent dans les voies respiratoires supérieures des ruminants en bonne santé. Suite à un stress ou une infection virale, ils peuvent coloniser les poumons et s’y développer.

• Mycoplasmes : l’incidence des infec-tions respiratoires à mycoplasmes est grandissante. Mycoplasma bovis est résistant à beaucoup d’antibiotiques et induit un risque de rechutes après un traitement.

• Autres bactéries : on peut retrou-ver de manière anecdotique d’autres bactéries (Trueperella pyogenes, Streptococcus pneumoniae… etc.).Virus

Chez les bovins• BRSV : le virus respiratoire syncitial

bovin est un paramyxovirus. Il est considéré comme l’un des virus les plus pathogènes auquel le bovin est très sensible. Il détruit les cellules en les fusionnant. La durée d’incubation est de 2 à 10 jours. C’est un agent fréquent de BPIE (Broncho-pneumo-nie infectieuse enzootique).

• Pi3 : Il s’agit également d’un paramyxovirus. Il ne provoque que des infections subcliniques ou

relativement bénignes, mais le principal risque est qu’il « prépare le terrain » aux infections bactériennes.

• BVD : le rôle du BVD dans les pathologies respiratoires ne fait pas consensus. Il semblerait qu’il provoque une baisse des défenses immunitaires permettant le dévelop-pement d’un autre agent pathogène.

• Autres virus : on peut retrouver de manière anecdotique d’autres virus (IBR, Coronavirus, Adénovirus, Influenza D…etc.).

Quels sont les principaux agents ?

Lésions de Mannheimia haemolytica chez la chèvre (Terana, 2016)

Lésions de Pasteurella multocida chez le veau (Terana, 2019)

Lésions de Bibersteinia trehalosi chez l’agneau (Terana, 2018)

Quelle est la situation épidémiologique ?

Agents pathogènes

Taux

de

posi

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9,50 %

6,01 %

6,25 % 2,10 %4,20 %

12,50 %

31,25 %

43,75 %

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4,11 %

0 %

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2 %

4 %

6 %

8 %

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Pasteurellamultocida

Manheimiahaemolytica

Autrespasteurelles

Histophilusomnis

Trueperellapyogène

Taux de positivité des agents pathogènes respiratoires isolés chez le bovin en bactériologie

Agentspathogènes

Taux

de

posi

tivité 26,31 %

28,50 %

35,30 %

0 %

5 %

10 %

15 %

20 %

25 %

30 %

35 %

40 %

2016 2017 2018

Année

Facteurs de risque (bâtiment, alimentation, statutimmunitaire, gestion de l’élevage, relation mère/veau)

Augmentation de charge bactérienne, virale ou parasitaire…etc.

Atteinte collective Atteinte individuelle

Déclanchement des symptômes respiratoires dans l’élevage

Diagnostic et thérapeutique individuels Mono-factorielle et peu sévère multifactorielle et Très sévère

Intervention rapide

Prélèvements en moins de 48h

Protocole de soins/vaccinationseule (jeunes bovins)

Taux

de

posi

tivité

Diagnostic étiologique et instauration rapide de traitement

Correction et lutte contreles facteurs déclenchants

Pi3RsvInflenza-DM. haemolyticaPasteurella multocidaHistophilus SomniMycoplasma bovis

SI ÉCHEC

Agents pathogènes

Taux

de

posi

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6,25 % 2,10 %4,20 %

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Pasteurellamultocida

Manheimiahaemolytica

Autrespasteurelles

Histophilusomnis

Trueperellapyogène

Taux de positivité des agents pathogènes respiratoires isolés chez le bovin en bactériologie

Agentspathogènes

Taux

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2016 2017 2018

Année

Facteurs de risque (bâtiment, alimentation, statutimmunitaire, gestion de l’élevage, relation mère/veau)

Augmentation de charge bactérienne, virale ou parasitaire…etc.

Atteinte collective Atteinte individuelle

Déclanchement des symptômes respiratoires dans l’élevage

Diagnostic et thérapeutique individuels Mono-factorielle et peu sévère multifactorielle et Très sévère

Intervention rapide

Prélèvements en moins de 48h

Protocole de soins/vaccinationseule (jeunes bovins)

Taux

de

posi

tivité

Diagnostic étiologique et instauration rapide de traitement

Correction et lutte contreles facteurs déclenchants

Pi3RsvInflenza-DM. haemolyticaPasteurella multocidaHistophilus SomniMycoplasma bovis

SI ÉCHEC

Agents pathogènes

Taux

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Histophilusomnis

Trueperellapyogène

Taux de positivité des agents pathogènes respiratoires isolés chez le bovin en bactériologie

Agentspathogènes

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Année

Facteurs de risque (bâtiment, alimentation, statutimmunitaire, gestion de l’élevage, relation mère/veau)

Augmentation de charge bactérienne, virale ou parasitaire…etc.

Atteinte collective Atteinte individuelle

Déclanchement des symptômes respiratoires dans l’élevage

Diagnostic et thérapeutique individuels Mono-factorielle et peu sévère multifactorielle et Très sévère

Intervention rapide

Prélèvements en moins de 48h

Protocole de soins/vaccinationseule (jeunes bovins)

Taux

de

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Diagnostic étiologique et instauration rapide de traitement

Correction et lutte contreles facteurs déclenchants

Pi3RsvInflenza-DM. haemolyticaPasteurella multocidaHistophilus SomniMycoplasma bovis

SI ÉCHEC

Agents pathogènes

Taux

de

posi

tivité

9,50 %

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6,25 % 2,10 %4,20 %

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Pasteurellamultocida

Manheimiahaemolytica

Autrespasteurelles

Histophilusomnis

Trueperellapyogène

Taux de positivité des agents pathogènes respiratoires isolés chez le bovin en bactériologie

Agentspathogènes

Taux

de

posi

tivité 26,31 %

28,50 %

35,30 %

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35 %

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2016 2017 2018

Année

Facteurs de risque (bâtiment, alimentation, statutimmunitaire, gestion de l’élevage, relation mère/veau)

Augmentation de charge bactérienne, virale ou parasitaire…etc.

Atteinte collective Atteinte individuelle

Déclanchement des symptômes respiratoires dans l’élevage

Diagnostic et thérapeutique individuels Mono-factorielle et peu sévère multifactorielle et Très sévère

Intervention rapide

Prélèvements en moins de 48h

Protocole de soins/vaccinationseule (jeunes bovins)

Taux

de

posi

tivité

Diagnostic étiologique et instauration rapide de traitement

Correction et lutte contreles facteurs déclenchants

Pi3RsvInflenza-DM. haemolyticaPasteurella multocidaHistophilus SomniMycoplasma bovis

SI ÉCHEC

Figure 2 : Le taux de positivité des mycoplasmes en bactériologie chez le bovin 2016, 2017, 2018 (Stat Terana, 2018).

Figure 1 : Taux de positivité des agents pathogènes isolés par technique PCR au sein de TERANA au cours de l’année 2018 (Stat Terana, 2018).

Figure 3 : Le suivi des pathologies respiratoires chez les ruminants.

Quelle démarchediagnostique suivre ?

Taux de positivité des agents pathogènes respiratoires chez le bovin Taux de positivité des mycoplasmes en bactériologie chez le bovin

Quelles techniques utiliser ?

PCR Multiplex

Depuis 2016, plus de 23 000 analyses ont été effectuées au sein des labora-toires TERANA pour le diagnostic des maladies respiratoires chez le bovin.

La sérologie est un moyen de diagnos-tic peu utile car le prélèvement est réali-sé tardivement et le diagnostic est donc retardé.

La culture bactérienne est une tech-nique de diagnostic qui permet de réaliser un antibiogramme et de donner une meilleure valeur prédictive pour

le traitement. En revanche, elle a des contraintes liées à la nature de prélè-vements, au mode de conservation de l’échantillon et aux résultats tardifs.

La biologie moléculaire est le seul moyen qui permet un diagnostic précoce des pathologies respiratoires sans contraintes liées aux contaminants externes ou à la méthode de prélève-ment (Diagnostic précoce= diagnostic direct= utilisation de la RT-PCR).

TERANA met à votre disposition un nouvel outil de diagnostic incluant les pathogènes respiratoires les plus impor-tants, avec un résultat rapide et fiable. Il s’agit des PCR multiplex.

Deux kits respiratoires sont disponibles au laboratoire TERANA :

Kit 7 pathogènes respiratoires • PCR permettant de détecter à par-

tir d’un même échantillon 7 agents pathogènes majeurs des affec-tions respiratoires chez le bovin (Mycoplasma bovis, Histophi-lus somni, Pasteurella multocida, Mannheimia haemolytica, Corona-virus, Bovine Respiratory Synticial Virus, Bovine Para-influenza 3).

Kit 2 pathogènes respiratoires • PCR permettant de détecter les virus

respiratoires les plus pathogènes chez le bovin (Bovine Respiratory Synti-cial Virus, Bovine Para-influenza 3).

Remarque : les prélèvements adaptés sont les ENP, ATT, LBA et poumons (analyse individuelle uniquement).

Avantages• Rapidité

• Bonne fiabilité des résultats

• Très bonne sensibilité

• Très bonne exclusivité (pas de réactions croisées)

Limites • Ne détecte que les pathogènes

ciblés (demander une bactériologie en cas de suspicion d’autres agents pathogènes spécifiques).

• Ne permet pas de réaliser un antibio-gramme pour Pasteurella multocida et Mannheimia haemolytica (pas de nouvelle résistance décrite).

Kits respiratoires Agents ciblés Tarifs

2019 HT

Kit 7 pathogènes

Mycoplasma bovis, Histophilus somni, Pasteurella multocida, Mannheimia haemolytica , Coronavirus, BRSV, Pi3

96,00 €

Kit 2 pathogènes

Bovine Respiratory Synticial Virus (BRSV), Bovine Para-influenza 3 (BPi3) 52,60 €

Kits respiratoires disponibles au laboratoire TERANA.

Voir annexe 1 et 2 pour la nature

et la conservation des prélèvements.

Quels prélèvements réaliser ?Moment crucial de prélèvement Le pic de la température rectale at-teint les 40 °C en moins de deux jours après le début d’apparition des pre-miers signes cliniques. Cette phase

d’hyperthermie correspond au mo-ment crucial de prélèvement (GTV, 2010). Les lésions définitives s’instal-leront d’autant plus que la tempéra-ture baisse.

ANNEXES

Annexe 1 : Nature et techniques de prélèvements utilisés pour le diagnostic des pathologies respiratoires chez les ru-

minants (Terana, 2018) (GTV, 2010).

Nature de prélèvement

Méthode de réalisation Intérêts Limites

Ecouvillonnage nasopharyngé profond (ENP)

L’écouvillon est frotté jus-qu’à la rosée sanguine par un mouvement de va-et-vient en direction des méats dorsaux, pendant une dizaine de secondes

Simplicité et rapidité

Contention minimale

Matériel peu couteux

Poolage possible de plusieurs prélèvements

Utilisation possible de kits rapides de diagnostic pour le BRSV

Contamination par la flore des voies respiratoires superficielles limitant l’intérêt de la bactériologie

Prélèvement de l’arbre respiratoire superficiel uni-quement

Délai d’acheminement au laboratoire doit être très court (< 12h)

En bactériologie, chez le bovin l’écouvillon nasal ne semble pas être un prélèvement de valeur pour la recherche de M. bovis au niveau individuel

Aspiration trans-trachéale (ATT) et Lavage broncho-alvéolaire (LBA)

ATT : Introduire un cathé-ter stérile dans la trachée, qui permet d’injecter du sérum physiologique, puis de récolter du liquide. LBA : Insérer une sonde naso-trachéale dans le méat ventral des cavités nasales jusqu’à la trachée puis injecter du sérum physiologique et ré-aspirer

Simplicité et rapidité Contention aisée sur le veau Poolage possible de plusieurs prélèvements Faible contamination du pré-lèvement par la flore environ-nementale (Intérêt en bacté-riologie) Prélèvement profond chez le jeune veau Prélèvement de meilleure qualité pour la recherche des virus respiratoires, notam-ment le BRSV

Coût du cathéter Faible volume récolté (2 à 5 ml pour l’ATT) Délai d’acheminement au laboratoire doit être très court (<12h)

Poumons

le prélèvement comporte de préférence un lobe présentant à la fois une zone lésée et non lésée pour la recherche virale et bactériologique, dont les mycoplasmes

Facilité de prélèvement après l’autopsie Permet l’isolement des germes respiratoires profonds

Contamination environnementale à l’autopsie (ferme) et parfois problème de fausse déglutition limitant l’intérêt en bactériologie Délai d’acheminement doit être court (<24h)

Ecouvillon oculaire (mycoplasme)

Ecouvillon sur la cornée et la conjonctive

Simplicité et rapidité Pas de contraintes liées à l’en-vironnement

L’acheminement doit être rapide au laboratoire (< 24h)

Sang (Intérêt en sérologie)

Prélèvements sanguins Simplicité et rapidité Nécessite la contention de l’animal

Annexe 2 : Conservation des échantillons en fonction de la technique utilisée pour le diagnostic des pathologies respiratoires

chez les ruminants (Terana, 2018).

Agents recherchés Technique d’analyse Matrice d’intérêt Matériel recommandé Conservation

BRSV Pi3 Coronavirus Pasteurella multocida Mannheimia hae-molytica Histophilus somni Mycoplasma bovis BVD

RT-PCR en temps réel

ENP

Ecouvillon stérile de 20 cm : Le manche sera de préfé-rence en matière plastique La cytobrosse est préférable à l’embout en coton pour récupérer d’avantage des cellules respiratoires

Conservation à 5°C±3 pendant 24h maximum, et à <-16°C au-delà. ATT

LBA Tube sec stérile + Tube EDTA si possible.

Poumons Rate (uniquement BVD)

Flacon stérile

Ecouvillon ocu-laire (mycoplasme)

Ecouvillon stérile, la tige doit être en matière plas-tique (écouvillon sec)

Sang total (uniquement BVD, animaux < 6 mois)

Tube EDTA

Coagulation puis con-servation à 5°C±3. Sérum

(uniquement BVD, animaux > 6 mois)

Tube sec

IBR BRSV Pi3 BVD Adénovirus Mycoplasma bovis

ELISA (indirect, compéti-tion, SDW)

Sérum (individuel, mélange)

Tube sec Coagulation puis con-servation à (5°C±3)

Pasteurella multocida Mannheimia hae-molytica Histophilus somni Autres bactéries

Bactériologie classique aérobie. Isolement et identifica-tion avec éventuel anti-biogramme.

ENP, ATT, LBA, poumons

Idem que la RT-PCR L’acheminement au laboratoire doit être très rapide (< 24h) La congélation est dé-conseillée lors de la recherche des Pasteu-rellaceae

Mycoplasmes

Bactériologie avec mise en culture. Confirmation et identifi-cation sous traitée au LNR Vigimyc.

ENP, ATT, LBA, poumons

Idem que la RT-PCR

Ecouvillon ocu-laire (mycoplasme)

Ecouvillon stérile, la tige doit être en matière plas-tique (écouvillon Amies charbon) sur animal non traité

Terana Cantal100 rue de l’Egalité15013 Aurillac Cedex04 71 45 58 80cantal@labo-terana.frContact : Johnny Poirierjohnny.poirier@labo-terana.fr

Terana Loire7 avenue Louis LépineZ.I de Vaure - CS 8020742605 Montbrison cedex04 77 58 28 05loire@labo-terana.frContact : Stéphane Aulagnonstephane.aulagnon@labo-terana.fr

Terana Haute-Loire16 rue de Vienne CS 7008143009 Le Puy en Velay Cedex04 71 05 76 76hauteloire@labo-terana.frContact : Guillaume Chevalierguillaume.chevalier@labo-terana.fr

Terana Puy-de-DômeSite de Marmilhat20, rue Aimé Rudel - BP 4263370 Lempdes04 73 90 10 41puydedome@labo-terana.frContact : Hélène Roqueshelene.roques@labo-terana.fr

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