Manual de Laboratorio: Química Analítica...
72
1 Manual de Laboratorio: Química Analítica IV CARRERA: Química Industrial PLAN 2013 Autores: Pablo Hernández Matamoros Martha Angélica Villegas González Julio César Botello Pozos Alma Luisa Revilla Vázquez UNIVERSIDAD NACIONAL AUTONOMA DE MEXICO Facultad de Estudios Superiores Cuautitlán Sección de Química Analítica Vigencia: Semestre 2016-I
Transcript of Manual de Laboratorio: Química Analítica...
1
Manual de Laboratorio: Química Analítica IV
CARRERA:
Química Industrial PLAN 2013
Autores: Pablo Hernández Matamoros Martha Angélica Villegas González Julio César Botello Pozos Alma Luisa Revilla Vázquez
UNIVERSIDAD NACIONAL AUTONOMA DE MEXICO Facultad de Estudios Superiores Cuautitlán
Sección de Química Analítica
Vigencia: Semestre 2016-I
2
PRESENTACIÓN DEL MANUAL
El manual presenta una serie de prácticas relacionadas con los diferentes métodos de
separación que se utilizan tanto para el tratamiento de muestras como para el análisis de
muestras diversas y también incluye el diseño y desarrollo de un proyecto experimental.
Dichas prácticas y proyecto tienen como objetivo el complementar la parte teórica del
curso apoyando de manera constante con conceptos e información de los mismos temas.
Se pretende mediante el empleo de este manual optimizar tiempo y esfuerzo al
encontrarse en él información necesaria para apoyar al estudiante en la realización de la
parte experimental conforme a la infraestructura propia del laboratorio.
El presente manual está estructurado en base al programa de la asignatura en tres
bloques:
1) Métodos de separación de inorgánicos.
a. Reparto simple
b. Reparto en medio amortiguado
c. Intercambio Iónico
2) Métodos de separación instrumental
a. Cromatografía de Gases
b. Cromatografía de Líquidos de Alta Eficiencia
c. Electroforesis Capilar
d. Tratamiento de muestras
3) Proyecto.
Al final del curso y para cumplir el objetivo de la asignatura, el alumno debe de
enfrentarse a la realización y justificación de las condiciones experimentales planteadas
en la práctica, además del diseño de un proyecto experimental en el que a partir de datos
teóricos o experimentales, debe de plantear la preparación de soluciones y sistemas para
llevar a cabo la cuantificación del analito de interés en una muestra, para lo cual debe de
realizar un tratamiento adecuado de la misma.
Se espera que el presente manual redunde en mejorar la práctica docente de esta
asignatura, así como en el aprovechamiento de los alumnos, por lo cual los comentarios
relacionados a su contenido son bienvenidos empleando los buzones de sugerencias de
la sección o bien directamente al responsable de asignatura o jefe de sección.
CUAUTITLAN IZCALLI, ESTADO DE MÉXICO.
3
Organigrama simplificado relacionado a la Sección de Química Analítica En caso de queja o inconformidad sobre la conducta de un profesor o laboratorista,
favor de dirigirse a la Jefatura de Sección para ser debidamente asesorados sobre lo que
marca la legislación universitaria para proceder en cada caso en específico. O bien,
indicar su queja por escrito de manera anónima en los buzones de sugerencia ubicados
en la sección de química analítica.
4
INTRODUCCIÓN Y OBJETIVOS GENERALES DEL CURSO. Debido a la gran variedad de métodos de separación que existen en la actualidad y a su
incesante desarrollo, es difícil abordar todos en su totalidad en un curso de licenciatura,
por lo tanto, es necesario que el alumno adquiera conocimiento de una manera general,
que le permita emplear cualquiera de ellos y así poder efectuar la interpretación y
manejo de la información obtenida.
Si se busca algún punto en común entre los métodos de separación, es que todos ellos
buscan separar a los analitos de interés de los demás componentes de la muestra. Las
técnicas a estudiar se utilizan tanto para el Análisis Cualitativo como para el Análisis
Cuantitativo y son muchas veces complementarias.
Debido a lo anterior, los objetivos del curso pretenden cubrir al finalizar el mismo el
alumno sea capaz de:
Identificar las ventajas y desventajas de los diferentes métodos de separación así
como los parámetros que afectan a los mismos a fin de controlar adecuadamente
las variables relacionadas, empleando las herramientas adquiridas previamente y
durante el curso de esta asignatura.
Aprender el fundamento y uso de instrumentación analítica (potenciómetro,
espectrofotómetro, cromatógrafo de gases y de líquidos, etc.)
Realizar la optimización e interpretación de experimentos encaminados a la
identificación, y/o cuantificación de ciertos analitos en mezclas o muestras
reales, a partir de las herramientas adquiridas previamente y durante el curso de
esta asignatura.
5
Asignatura: ______________________________________________________ Grupo:_______________
Carrera: _____________________________ Periodo: ______________ Festivos: _________________
SEMANA/ETAPA ACTIVIDAD FECHA
1 Presentación del curso, examen diagnóstico,
reglamento, etc.
2 Práctica 1: Reparto de cobre y manganeso entre dos
fases líquidas
3 Práctica 2: Determinación de hierro y aluminio en
cemento
4 Sesión de ejercicios.
5 Práctica 3: Determinación de la dureza del agua
6 Práctica 4: Intercambio iónico en medio amortiguado
Asignación del proyecto
7 Examen escrito. Asesoría para el proyecto
8 Práctica 5: Cromatografía de Gases (Parte 1)
9 Práctica 5: Cromatografía de Gases (Parte 2)
10 Práctica 6: Cromatografía de Líquidos de Alta
eficiencia Revisión del proyecto
11 Práctica 7: Electroforesis Capilar
12 Práctica 8: Tratamiento estadístico de datos
experimentales. Entrega del protocolo del proyecto
13 Realización del proyecto (1ra Sesión)
14 Realización del proyecto (2da
Sesión)
15 Examen y Aplicación de cuestionario de calidad.
16 Entrega de calificaciones de laboratorio.
UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO
FACULTAD DE ESTUDIOS SUPERIORES CUAUTITLÁN
DEPARTAMENTO DE CIENCIAS QUÍMICAS
SECCIÓN DE QUÍMICA ANALÍTICA
CALENDARIZACIÓN CODIGO: FPE-CQ-DEX-01-02; FPE-CQ-DEX-03-02; FPE-CQ-DEX-04-02.
No de REVISIÓN: 1
6
SISTEMA DE EVALUACIÓN PROPUESTO. El sistema de evaluación propuesto para el laboratorio de química analítica IV de Q.I.,
involucra varios aspectos a evaluar:
1) Cuestionario previo. Se evalúa la investigación previa relacionada a cada una de
las prácticas así como algunos cálculos necesarios en la realización de todas las
prácticas.
2) Trabajo de Laboratorio. Se asigna una calificación a la destreza adquirida en el
manejo del equipo y material de laboratorio.
3) Informe de trabajo. Consiste en evaluar el informe de trabajo. Dentro de lo que
se evalúa en el reporte es:
a. Resultados experimentales: Se evalúa la calidad y adecuada presentación
de los resultados experimentales obtenidos, así como su tratamiento.
b. Valor de análisis de la muestra. Consiste en evaluar la consistencia entre
los resultados experimentales y el resultado del análisis reportado, con la
finalidad de estimar si la información se procesó adecuadamente.
c. Redacción, claridad y presentación del reporte.
4) Formato del Proyecto experimental. Se evalúa si el proyecto se llevará de manera
adecuada a la solución del problema planteado, en caso contrario el asesor hará
las recomendaciones del caso en la discusión del mismo. Hasta que sea aprobado
el protocolo del proyecto por el asesor, se podrá comenzar la parte experimental.
5) Examen: En el curso se proponen dos exámenes. Es requisito acreditar al menos
uno de los dos exámenes realizados con al menos 6.0.
De manera general, se tiene:
Cuestionarios previos: 5 %
Reporte de prácticas: 30%
Exámenes: 35% (Escrito y/o oral)
Proyecto(s): 30% (Protocolo 20%, Reporte 10%)
La entrega del protocolo o reporte es en la fecha indicada, por cada día de atraso
se penalizará con un punto menos.
El sistema de evaluación de la asignatura contempla que el alumno debe de
acreditar el laboratorio para poder promediar la calificación con la parte teórica, y
el porcentaje para el promedio final es 50% teoría y 50% laboratorio.
PUNTOS MÍNIMOS QUE DEBE DE INCLUIR UN REPORTE
7
Es vital resaltar la importancia de una buena redacción científica. La mejor
experimentación del mundo puede tener poco o ningún valor si no se comunica a otras
personas, y se les comunica bien, con una redacción clara y atractiva. Aunque la
comunicación puede a veces ser oral, en la abrumadora mayoría de los casos la gente se
entera de nuestro trabajo a través de páginas impresas. Es obligatorio mejorar y/u
optimizar la habilidad de redactar adecuadamente no es algo trivial, y debe considerarse
como una parte esencial e integral de nuestras actividades experimentales. La redacción
debe ser lo suficientemente buena para atraer y retener la atención y el interés de
nuestros lectores y sobretodo de comunicar adecuadamente los resultados y
conclusiones obtenidos.
Las secciones esenciales de un informe son:
1. Introducción
2. Procedimiento experimental
4. Resultados y Análisis de los resultados
5. Conclusiones
6. Referencias
Introducción
a) Indicación del tema
Si el título es eficaz, ya se cuenta con la atención del lector y es necesario
orientar su reflexión hacia el área de estudio de interés. Se comienza con algo general
pero directo como por ejemplo, “Es posible medir la aceleración de la gravedad
empleando la oscilación de un péndulo simple”.
b) Revisión de la información existente
En este punto, la reacción natural del lector será esperar algún tipo de
recordatorio sobre la información básica relativa a esta área en particular. Por ello se da
un breve resumen del estado del conocimiento actual relativo al experimento.
c) Aplicación de la información al experimento específico
El lector estará preparado para entender todo lo que sigue del informe, y su
reacción natural en este punto será preguntarse: ¿En qué forma se refiere todo esto a
este experimento en particular? Debe de presentarse un párrafo o dos que expliquen
cómo la información básica, como la ecuación que representa el comportamiento del
modelo, puede transformarse para fundamentar el experimento en particular.
d) Resumen de la intención del experimento
Es muy satisfactorio para el lector si concluimos nuestra introducción con un
resumen que indique la intención específica en el experimento.
e) Enunciado del propósito del experimento
En este apartado se incluye el objetivo de la investigación, el cual debe de estar
redactado en forma breve y concisa.
Procedimiento Dentro de este apartado se incluye los siguientes puntos:
a) Bosquejo del procedimiento: Debe de ser lo más claro posible y sobre todo conciso.
b) Detalles de las mediciones que se realizan. Por ejemplo, si se va a utilizar un
espectrofotómetro indicar el intervalo de estudios de longitudes de onda, el espesor
de la celda, cada cuantos nanómetros (nm) se tomarán las lecturas, la velocidad de
barrido, etc.
8
c) Precauciones. Este apartado es opcional. En él se incluye, generalmente, los cuidados
que se debe de tener en el manejo de la muestra o de los equipos que se van a
utilizar.
d) Diagramas de flujo: En este rublo realiza una esquematización de la parte
experimental. Este diagrama debe de ser lo más claro posible.
Resultados a) Valores medidos: Por lo general en esta parte se reportan en forma de tabla las
variables medidas, por ejemplo pH=f(mL de HCl).
b) Cálculo de las desviaciones estándar: Para este apartado no siempre es posible
realizar el cálculo de las incertidumbres de los valores medidos, pero siempre es
bueno realizar varias mediciones, ya que a partir de diversas lecturas para una misma
perturbación del sistema nos pueden indicar si alguna lectura no es correcta.
c) Gráficas: Hay que realizar la presentación de manera adecuada. Es decir, escoger
correctamente la escala de los ejes, en el caso de que sean varías representaciones en
la misma gráfica es necesario que se diferencien entre ellas y finalmente, colocar en
cada eje lo que se está graficando y el título.
Análisis de los resultados a) Comparación entre el modelo propuesto y los resultados experimentales.
b) Consecuencias de las discrepancias entre el modelo y los resultados experimentales.
c) Explicar las discrepancias existentes
d) Obtención de la concentración de la solución problema (en el caso de que sea
necesario realizarla.
Conclusiones Una vez que se llevó a cabo todo el experimento estamos en la posición de
establecer unas conclusiones. En éstas debe de incluirse las razones por las cuales el
modelo teórico no es explicado por la información experimental (en el caso de que esto
suceda).
Referencias. Se deben de incluir todas las fuentes consultadas, incluyendo artículos, páginas web,
libros, tesis, etcétera.
9
GUÍA METODOLÓGICA o PROTOCOLO.
1. Planteamiento del problema.
En este paso, los profesores definirán el problema que se desea solucionar y les
proporcionarán a los estudiantes la información necesaria para que se comprenda de
manera clara y precisa los objetivos que se desean alcanzar al término de cada
proyecto. Es necesario que los estudiantes apliquen la lógica y sus conocimientos
de los métodos analíticos para lograr el cumplimiento de los objetivos.
2. Investigación bibliográfica.
Una vez definido el problema, el estudiante se ayudará de la información contenida
en la bibliografía a su disposición (libros, artículos, tesis, etc), para obtener un
conocimiento mayor sobre el tema y con ayuda de esta información, planteará su
hipótesis.
3. Hipótesis.
El estudiante planteará la hipótesis; es decir, una suposición que permite establecer
relaciones entre hechos. Su valor reside en su capacidad para establecer estas
relaciones entre los hechos, y de esa manera explicarnos porque se produce.
La hipótesis también es aquella explicación anticipada que permite tener una noción
de la realidad que ocurre en un fenómeno.
4. Metodología experimental.
Se pretende con esto, que los estudiantes propongan un trabajo experimental que les
permita evaluar la validez de su hipótesis. Para esto tendrán que considerar los
métodos analíticos con que cuentan en el laboratorio, así como el material y el
tiempo para su desarrollo. Además, el establecer las condiciones experimentales
DEBE de estar sustentada con todas las herramientas disponibles, diagramas de
zonas de predominio, de fases, de Pourbaix, así como las constantes de equilibrio de
reacción a las condiciones elegidas, etc. Por lo siguiente, deberán tener en cuenta los
siguientes aspectos:
a) Reactivos: Es necesario verificar que los reactivos que se utilizarán existan en el
laboratorio, o bien en el almacén de la Sección de Química Analítica. De no ser
así, consultar con los profesores la posibilidad de sustituirlo por otro equivalente.
b) Preparación de soluciones: Considerar cuidadosamente las cantidades que se
utilizarán durante el desarrollo experimental para evitar el desperdicio o la falta
de soluciones.
c) Procedimiento experimental: Basado en la información encontrada en la
literatura, o bien, propuestas personales, se realizará la descripción detallada de
la experimentación.
d) Diagrama de flujo: El diagrama de flujo deberá incluir la asignación de
actividades para cada una de las personas que integran el equipo de trabajo, así
como una estimación del tiempo que tomará cada actividad. No olvidar que
existen actividades que se pueden realizar en forma paralela, lo que nos permite
optimizar el tiempo.
e) Recolección de resultados: Esta recolección podrá presentarse en tablas o
gráficas, las cuales deberán llenarse en el transcurso del desarrollo experimental.
5. Análisis de resultados
6. Conclusiones
7. Referencias
10
REGLAMENTO DE SEGURIDAD EN EL LABORATORIO
1.- En todas las sesiones es obligatorio el uso de bata, lentes de seguridad y
zapato cerrado en el laboratorio.
2.- Se deberán conservar limpias las instalaciones (en especial las campanas de extracción,
canaletas y tarjas de las mesas de laboratorio), el material y el equipo de trabajo (incluyendo las balanzas analíticas) al inicio y al final de cada sesión experimental.
3.- Se deberá guardar orden y disciplina dentro del laboratorio y durante la sesión
experimental, quedando prohibida la entrada a personas ajenas al mismo, incluyendo los inter-laboratorios.
4.- Queda estrictamente prohibido fumar, consumir alimentos y bebidas dentro del laboratorio,
ya que muchas de las sustancias químicas que se emplean son inflamables y/o tóxicas.
5.- Es importante que antes de trabajar, el estudiante conozca las características de las
sustancias químicas que va a utilizar para que pueda manipularlas adecuadamente (se deberá apoyar en la consulta de las fichas de seguridad).
6.- Para la extracción de reactivos líquidos, se deberán emplear perillas de hule y nunca
succionar con la boca.
7.- Los reactivos químicos no deberán ser manipulados directamente, se deberán usar
implementos como pipetas, espátulas, cucharas, etc.
8.- Después de manipular sustancias químicas es necesario lavarse las manos con agua y
jabón.
9.- Si se utilizan mecheros, parrillas o cualquier otro aparato, se deberá estar atento en su
manejo para evitar un accidente.
10.- En caso de ingestión, derrame o inhalación de algún reactivo por parte de algún
estudiante, deberá ser notificado al asesor del grupo, el cual tomará las acciones pertinentes, previa consulta de las fichas de seguridad.
11.- Al término de la sesión experimental, el asesor de grupo, deberá regresar las
disoluciones empleadas a su lugar de resguardo ubicado en el anaquel.
12.- Todas las personas que elaboren disoluciones y/o generen residuos deben etiquetar
correctamente los frascos que se utilicen para este propósito utilizando la etiqueta del Sistema de Gestión de Calidad.
13.- Los residuos de cada experimento deberán tratarse y eliminarse adecuadamente por los
alumnos, previa consulta del diagrama ecológico incluido en el manual de prácticas y con el apoyo del asesor.
14.- Cuando el residuo no pueda ser eliminado, el alumno deberá resguardarlo, en un
contenedor, debidamente etiquetado y cerrado, y colocarlo en el anaquel destinado para ello.
15.- Antes de iniciar las actividades experimentales se le solicitará al laboratorista el material
y equipo necesarios, para ello, una persona responsable del equipo dejará su credencial (únicamente de la UNAM) en depósito y firmará un vale por el material y equipo recibidos. En
11
caso de que existiera un defecto en el material o equipo recibido, éste deberá ser anotado en el vale.
16.- Es responsabilidad del alumno revisar el estado en que recibe el material, ya que al
término de la sesión experimental lo debe regresar en las mismas condiciones en las que lo recibió y perfectamente limpio.
17.- En caso de extravío o daño del material o equipo de laboratorio, se resguardará el vale
de solicitud de material y la credencial del estudiante responsable del daño o extravío hasta su reposición con iguales características.
18.- Los alumnos que adeuden material de laboratorio, deberán reponerlo a la mayor
brevedad posible o a más tardar el último día de realización de prácticas, de lo contrario los deudores serán reportados al Departamento de Servicios Escolares y no podrán inscribirse en el siguiente semestre.
19.- El número máximo de alumnos que podrán permanecer en el cuarto de balanzas (L-101-
102) será el mismo que el número de balanzas disponibles.
20.- Cuando sea asignada, una gaveta a los alumnos y por razones de olvido o pérdida de la
llave, queda prohibido forzarla. En tal situación los alumnos deberán solicitar su apertura, por escrito, al responsable del laboratorio, previa autorización del profesor del grupo.
21.- La gaveta podrá usarse hasta la semana 15 del semestre por lo que, el grupo de
estudiantes deberán desocuparla a más tardar en la semana 16.
22.- No se permitirá el uso de balanzas y equipos a personas ajenas al laboratorio o fuera del
horario de su sesión experimental. Vo.Bo.: Comité de Calidad del Depto. de Ciencias Químicas.
Cuautitlán Izcalli, Mayo del 2015.
12
NORMAS OPERATIVAS EN EL LABORATORIO El alumno deberá ser puntual y ordenado en las horas programadas para el laboratorio,
anotando en una libreta exclusiva para esto todos los cálculos, pesadas y datos
experimentales obtenidos a lo largo de la sesión experimental.
El equipo que se use para cada una de las prácticas podrá utilizarse después de que el
profesor haya dado la explicación para su manejo, y bajo la asesoría de un profesor,
cuidando siempre de mantener en las mejores condiciones posibles el equipo.
Con lo que respecta a reactivos, nunca debe volver la porción de un reactivo que no
haya sido utilizado al frasco de origen. Manejar en la campana los reactivos tóxicos,
ácidos, disolventes, etc.
El material de vidrio debe ser lavado con la ayuda de un cepillo y agua de la llave, antes
y después de su utilización y se enjuaga varias veces con pequeñas porciones de agua
destilada. Debe de mantener limpio su lugar de trabajo así como los equipos y reactivos
que emplee.
El alumno efectuará los cálculos de preparación de soluciones en el cuestionario
previo, a partir de reactivos analíticos con que se cuente en el laboratorio.
Las muestras problemas deberán proveerlas los alumnos que conforman un equipo, a
excepción de que los profesores les indiquen que se cuenta con ellas.
13
PRÁCTICA 1. SEPARACIÓN DE COBRE Y MANGANESO USANDO OXINA COMO AGENTE QUELANTE
OBJETIVOS
Establecer espectrofotométricamente el reparto de la oxina entre el agua y
cloroformo en función del pH.
Analizar los factores que influyen en la separación de cationes metálicos con
agentes quelantes mediante extracción líquido-líquido.
Establecer espectrofotométricamente la extracción de dos quelatos metálicos
en función de pH.
Determinar cualitativamente el intervalo de pH adecuado para la separación de
una mezcla de Cu(II) y Mn(II), usando oxina como agente quelante.
CUESTIONARIO PREVIO
1. ¿En qué consiste la extracción con un agente quelante? y su campo de
aplicación.
2. ¿Qué factores influyen en este tipo de procesos de extracción?
3. Características físicas y químicas de la oxina.
4. Definir el concepto de selectividad en la separación de quelatos metálicos.
5. Realizar los cálculos necesarios para la preparación de todas las soluciones de
la práctica considerando el material de laboratorio existente.
PARTE EXPERIMENTAL
1. Se colocan en un vaso de precipitado aproximadamente 100 mL agua
desionizada y se ajusta el pH con la cantidad necesaria de HCl o NaOH con la
ayuda de un pH-metro.
2. Preparar sistemas a los siguientes valores de pH: 1, 3, 5, 7, 9 y 11.
PARTE I. REPARTO DE OXINA
1. Colocar en un embudo de separación de 60 mL limpio y seco, con pipeta
volumétrica, 10 mL de agua pH 1.0.
2. Agregar en el mismo embudo, 5 mL de Oxina en cloroformo (0.01 M) con una
pipeta volumétrica.
3. Agitar por 3 minutos y anotar las observaciones: color y apariencia de las fases
(Tabla 4).
4. Separar las fases guardando la fase orgánica en matraces volumétricos de
10mL (asegurándose que estén perfectamente secos con acetona) y la fase
acuosa en tubos de ensayo.
5. A la fase acuosa medir el pH. Medir la absorbancia de la fase orgánica a una
longitud de onda () de 360 nm contra blanco cloroformo y la absorbancia de la
fase acuosa a 415 nm contra blanco agua. Anotar los datos en la tabla 4.
6. Repetir los cinco pasos anteriores a los siguientes valores de pH: 3, 5, 7, 9 y
11, ayudarse de la tabla 1 para los demás sistemas.
14
TABLA I. Sistemas del reparto de Oxina/H2O y Cloroformo.
Sistema
pH Exp. Vol. Oxina en CHCl3
0.01M (mL)
Vol fase acuosa(mL)
1 1 5 10
2 3 5 10
3 5 5 10
4 7 5 10
5 9 5 10
6 11 5 10
PARTE II. EXTRACCIÓN DE Cu (II)
1. Colocar en un embudo de separación de 60 mL limpio y seco, 9 mL de agua
desionizada con pipeta volumétrica a la cual previamente se le ajusto el pH=1.
Adicionar 1 mL con pipeta volumétrica de CuSO4 de conc. 4X10-4 M.
2. Agregar 5 mL de Oxina con pipeta volumétrica (en ese mismo embudo)
3. Agitar por 3 minutos y anotar las observaciones: color y apariencia de las fases
en la Tabla 5.
4. Separar las fases guardando la fase orgánica en matraces volumétricos de
10mL (asegurándose que estén perfectamente secos con acetona) y la fase
acuosa en tubos de ensayo.
5. A la fase acuosa determinarle el pH y medir la absorbancia de la fase orgánica
a longitud de onda máxima del complejo Cu(Ox)2 (= 400 nm), utilizando como
blanco el sistema orgánico de oxina a pH= 1. Anotar los datos en la tabla 5.
(Cuidando de utilizar el blanco respectivo para los demás sistemas).
6. Repetir los cinco pasos anteriores a los siguientes valores de pH: 3, 5, 7, 9 y
11, ayudarse de la tabla 2 para los otros sistemas.
TABLA 2. Sistemas del reparto de Cu(Ox)2/H2O y Cloroformo.
Sistema pH Exp. Vol. Oxina 0.01M (mL)
Vol fase acuosa(mL)
Vol. de CuSO4
4x10-4M (mL)
1 1 5 9 1
2 3 5 9 1
3 5 5 9 1
4 7 5 9 1
5 9 5 9 1
6 11 5 9 1
15
PARTE III. EXTRACCION DE Mn(II)
1. Colocar en un embudo de separación de 60 mL limpio y seco, 9 mL de agua
desionizada con pipeta volumétrica a la cual previamente se le ajusto el pH a
1.0. Adicionar 1 mL con pipeta volumétrica de MnSO4 de conc. 4X10-4 M
2. Agregar 5 mL de Oxina con pipeta volumétrica (en ese mismo embudo)
3. Agitar por 3 minutos y anotar las observaciones: color y apariencia de las fases
en la Tabla 6.
4. Separar las fases guardando la fase orgánica en matraces volumétricos de
10mL (asegurándose que estén perfectamente secos con acetona) y la fase
acuosa en tubos de ensayo
5. A la fase acuosa determinarle el pH y medir la absorbancia de la fase orgánica
a longitud de onda máxima del complejo Mn(Ox)2 (= 410 nm), utilizando como
blanco el sistema orgánico de oxina a pH= 1. Anotar los datos en la tabla 6.
(Cuidando de utilizar el blanco respectivo para los demás sistemas).
6. Repetir los cinco pasos anteriores a los siguientes valores de pH: 3, 5, 7, 9 y
11, ayudarse de la tabla 3 para los otros sistemas.
TABLA 3. Sistemas del reparto de Mn(Ox)2/H2O y Cloroformo.
Sistema pH Exp. Vol. Oxina
0.01M (mL) Vol fase
acuosa(mL) Vol. de MnSO4
4x10-4M (ml)
1 1 5 9 1
2 3 5 9 1
3 5 5 9 1
4 7 5 9 1
5 9 5 9 1
6 11 5 9 1
Observaciones:
De ser necesario obtener el espectro de absorción para las especies de Ox,
Cu(Ox)2, Mn(Ox)2 para las fases orgánicas a pH 1 y usando el blanco respectivo.
Al final de la práctica coloque los desechos de la fase orgánica en un contenedor
etiquetado DESECHO DE CLOROFORMO, que está en la campana de extracción.
Utilizar celdas de vidrio para medir las soluciones orgánicas.
16
RESULTADOS
TABLA 4. Colocar los datos obtenidos del reparto de Oxina en H2O y Cloroformo.
(Antes de Agitar ) ( Después de agitar y separa fases )
Sist
pH
exp
OBSERVACIONES pH exp
final
OBSERVACIONES Absorbancia
Fase Acuosa
Fase Orgánica
Fase Acuosa
Fase Orgánica
Fase Acuosa 415 nm
Fase Orgánica 360 nm
1
2
3
4
5
6
* Anotar las coloraciones de las fases al inicio y después de la extracción.
TABLA 5. Resultados para la extracción de Cu(Ox)2 en el sistema H2O / Cloroformo.
(Antes de Agitar ) ( Después de agitar y separa fases )
Sist
pH exp
OBSERVACIONES* pH exp
final
OBSERVACIONES* Absorbancia
Fase Acuosa
Fase Orgánica
Fase Acuosa
Fase Orgánica
Fase Orgánica 410 nm
1
2
3
4
5
6
*Anotar las coloraciones de las fases al inicio y después de la extracción.
17
TABLA 6. Colocar los datos para la extracción del reparto de Mn(Ox)2/H2O y Cloroformo.
(Antes de Agitar ) ( Después de agitar y separa fases )
Sist
pH exp
OBSERVACIONES* pH exp
final
OBSERVACIONES* Absorbancia
Fase Acuosa
Fase Orgánica
Fase Acuosa
Fase Orgánica
Fase Orgánica 400 nm
1
2
3
4
5
6
*Anotar las coloraciones de las fases al inicio y después de la extracción.
INFORME DE TRABAJO
PUNTOS MÍNIMOS QUE DEBE CONTENER:
1) Colores de las fases (resultados de todo el grupo en las Tablas 4-6).
2) Trazar la gráfica A = f(pH) para la oxina y justificar mediante su diagrama de
extracción el comportamiento de la misma.
3) Trazar la gráfica A = f(pH) para los oxinatos metálicos en la misma hoja.
4) Calcular y trazar los diagramas teóricos %RM' = f(pH) para los oxinatos metálicos
en la misma hoja.
5) Comparar los gráficos teóricos y experimentales de los puntos 3 y 4. Concluir
sobre la separación de una mezcla de ambos cationes. ¿Cuál es el intervalo de pH
para la separación?
DATOS4:
Log DHox = 2.6
H2Ox+ pKa = 5.0
HOx pKa = 9.7
Cu(OH)+ Log 1 = 6.0
Mn(OH)+ Log 1 = 3.4
18
Cu(Ox)n+2-n Log 1 = 12.1 Log 2 = 23.0
Mn(Ox)n+2-n Log 1 = 6.8 Log 2 = 12.6
Cu2+ + 2Ox- Cu(Ox)2 Log KEXT = 26.48
Mn2+ + 2Ox- Mn(Ox)2 Log KEXT = 15.42
REFERENCIAS
1. Valcárcel Cases M. Y Gómez Hens A. Técnicas Analíticas de Separación.
Reverté, Barcelona, 1988.
2. Valcárcel Cases M. Y Gómez Hens A. Teoría y Práctica de extracción liquido-
liquido. Reverté. Barcelona, 1988.
3. King C.J., Procesos de Separación. Ed. REPLA s.a., México D.F., 1988.
4. Ringbom A., Formación de complejos en Química Analítica, Alhambra, Madrid,
1979.
5. CRC Handbook of Organic Analytical Reagents, CRC Press, Inc., Boca Raton,
Florida, 1990.
6. Paez Hernández M. E., Ramirez Silva M.T., Rojas Hernandez A. Temas
Selectos de Extracción Líquido-Líquido para el Análisis Químico, UAM-
Iztapalapa, México D.F.1997.
7. Trejo Córdova G. Rojas Hernández A. y Ramírez Silva M. T. Diagramas de
Zonas de Predominio Aplicados al Análisis Químico. UNAM-Iztapalapa. México,
D. F. 1993.
8. Day Jr. R.A. y Underwood A. L. Química Analítica cuantitativa. 5ª Edición.
Prentice-Hall , México, D. F. 1989.
9. Química Analítica General Cuantitativa e Instrumental. Vol 1. Francisco
Bermejo Martínez, MG. Editorial. Paraninfo, S. A. Impreso en España. 1991
19
DIAGRAMA ECOLÓGICO
EXTRACCION DE Cu(II) Y Mn(II) USANDO OXINA
COMO AGENTE QUELANTE
Preparación de sistemas acuosos a diferentes pHs
Ajustar con HCl o NaOH
Ajustar el pH a 100 ml de agua
desionizada (pH=1,3,5,7,9,11)
Reparto de Oxina
Agregar en un embudo de
separación:
10 ml de agua a ph 1 + 5
ml de Oxina
Separar las fases
Fase orgánica Fase acuosa
Medir a 360nm (blanco
cloroformo)
Extraccion de Cu.
Separar las fases
Fase acuosa
Fase orgánica
Extracción Mn
Separar las fases
Fase acuosa Fase orgánica
R
1
R
2
R
3
Oxina 0.01M
Agitar
Medir pH y a 415 nm
(blanco agua)
CuSO4 4x10 -4 M
Agregar en un embudo de
separación:
9 ml de agua a ph 1 + 5 ml
de Oxina +1 ml CuSO4
Agitar
Medir pH Medir a 400 nm (Blanco oxina a
pH1)
Agregar en un embudo de
separación:
9 ml de agua a ph 1 + 5 ml
de Oxina + 1 ml MnSO4
Agitar
MnSO4 4x10-4 M
Medir pH Medir abs. a
400 nm (Blanco oxina a pH1)
R1, R2 y R3: Los residuos que contengan cloroformo se resguardaran perfectamente etiquetados para un tratamiento posterior
20
PRÁCTICA 2. SEPARACIÓN Y CUANTIFICACIÓN DE Fe (III) Y Al (III) USANDO OXINA COMO AGENTE QUELANTE
OBJETIVOS
Realizar la separación de Fe(III) y Aluminio (III) mediante la extracción líquido-
líquido con agentes quelantes a pH impuesto.
Determinar cuantitativamente el intervalo de pH adecuado para la separación de
una mezcla de Al(III) y Fe(III), usando oxina como agente quelante.
Elaborar una curva de calibración para la cuantificación de Fe(III) y Al(III) mediante
espectrofotometría visible.
Cuantificar Fe(III) y Al (III) en un cemento portland (gris)
CUESTIONARIO PREVIO
1. ¿En qué consiste la extracción con un agente quelante? y su campo de aplicación.
2. Características físicas y químicas de la oxina.
3. A partir de los diagramas anexos, construya el gráfico %EM” en función del pH
para los cationes Fe (III) y Al (III).
4. Discuta ampliamente el intervalo de pH de separación para una mezcla que
contiene los cationes Al3+ y Fe3+ para las condiciones límite de %Elimite (M) ≥ 99;
%Elimite (N) ≤ 1.
5. Investigue la importancia del contenido de Hierro y Aluminio, así como en qué
porcentaje aproximado se encuentra en los cementos grises.
6. Realizar los cálculos necesarios para la preparación de todas las soluciones de la
práctica considerando el material de laboratorio existente.
PARTE EXPERIMENTAL. Materiales y equipo de laboratorio.
Espectrofotómetro con celdas de vidrio.
Pipetas volumétricas de 1, 2, 3, 4, 5 mL; 2 piezas de cada volumen.
2 Matraces aforados de 100mL
2 Pipetas graduadas de 5 mL
2 Pipetas graduadas de 10 mL
Vasos de precipitados.
2 o 3 Embudos de separación chicos.
Oxina= 8-Hidroxiquinoleina.
Cloroformo
Piseta con agua desionizada.
HCl concentrado
Soluciones que deben prepararse previamente
-Disolución de Oxina al 0.6% en ácido acético al 1% (100 mL.)
-Disolución de Fe (III) y Al (III) de 1000 ppm.
-Disolución reguladora monocloroacético/monocloroacetato pH=3.0, Conc. 0.5 M
-Disolución reguladora amonio/amoniaco de pH=8.5 y concentración total 1.5M
-HCl 1:1 (v/v) con agua
-HCl 1:100 (v/v) con agua.
Soluciones a preparar durante la práctica
Solución estándar de Al (III) y Fe (III) de 10 ppm.
21
Se toman 1 mL de la solución de 1000 ppm de aluminio y 1 mL de la solución de 1000
ppm de hierro y se diluyen y aforan a 100 mL. Calcule las concentraciones finales.
Solución de Oxina de concentración 0.01 M en cloroformo (100 mL).
Pesar la cantidad de Oxina necesaria para preparar la solución y disolver en
cloroformo hasta su disolución total, transferir a un matraz seco y limpio de 100 mL y
llevar al enrase con cloroformo (cuidado con la volatilidad del cloroformo).
Muestra problema.
Pesar exactamente alrededor de 100 mg de cemento gris, agregarle 5 mL de HCl
concentración 1:1 (v/v) agitar por 10 minutos y calentar hasta la evaporación del ácido.
Los residuos del fondo del vaso se redisuelven con HCl de concentración (1:100), se
agita por espacio de 5 minutos y se observa que la solución sea transparente y de ser
necesario filtre y enrase a 100 mL con el HCl (1:100). Esta solución es el problema.
Extracción y cuantificación de Fe (III)
En un embudo de separación mezclar los volúmenes indicados en la tabla 1, teniendo
cuidado de que la adición de Estándar de Al y Fe sea con pipeta volumétrica, los
demás volúmenes de fase acuosa se pueden realizar con pipeta graduada, mezclar
perfectamente y medir el pH de cada sistema de ser necesario ajustar con más búffer.
TABLA 1. Sistemas a preparar para la separación de Fe(III)
Sistema *Std.
(Al,Fe)
*Sol.
Problema
Búffer
pH=3
[Ox]Acético Agua *[HOx]CHCl3 A
470nm
A
585nm
Blanco 0 3 1 6 5
1 1 3 1 5 5
2 2 3 1 4 5
3 3 3 1 3 5
4 4 3 1 2 5
5 5 3 1 1 5
Problema
1
1 3 1 6 5
Problema
2
X 3 3 Y 5
*Estos volúmenes deben ser medidos con pipeta volumétrica.
Finalmente adicionar a todos los sistemas con pipeta volumétrica 5 mL de la oxina en
cloroformo y agitar durante 2 minutos. Después de este tiempo dejar reposar las fases.
Leer la absorbancia de las fases orgánicas a 470 y 585 nm para cuantificar el Fe (III).
Preparar el problema como se indica en la tabla 1, utilizando 1 mL de solución
problema, al leer la absorbancia y verifique que se encuentre dentro de los valores de
la curva de calibración de no ser así, preparar otro sistema realizando los ajustes de
volumen de problema necesarios.
Extracción y cuantificación de Al (III)
De los sistemas anteriores desechar “toda” la fase orgánica (cuidar no perder la fase
acuosa ahí se encuentra presente todavía el Al3+) y adicionar a todos los sistemas 10
22
mL de buffer de amonio/amoniaco pH = 8.5, mezcle perfectamente y mida el pH de los
sistemas, ajustar de ser necesario.
TABLA 2. Sistemas a preparar para la extracción de Al (III)
Sistema Fase acuosa
1era
extracción
Buffer pH 8.5
(ml)
*[HOx]CHCl3
(ml)
Absorbancia
420nm
Blanco 10 10 5
1 10 10 5
2 10 10 5
3 10 10 5
4 10 10 5
5 10 10 5
Problema 1 10 10 5
Problema 2 10 10 5
*Estos volúmenes deben ser medidos con pipeta volumétrica.
Finalmente adicionar a todos los sistemas con pipeta volumétrica 5 mL de la oxina en
cloroformo y agitar durante 2 minutos. Después de este tiempo dejar reposar las fases.
Leer la absorbancia de las fases orgánicas 420 nm para cuantificar Al (III).
Extraer el problema para cuantificar Al (III) y verificar que se encuentre dentro de los
valores de la curva de calibración de no ser así, preparé otro sistema realizando los
ajustes de volumen necesarios.
INFORME DE TRABAJO
PUNTOS MINIMOS QUE DEBE CONTENER:
1. Elabore las diagramas de Log DM = pH para los cationes y condiciones
involucradas en la experimentación.
2. Discusión y justificación sobre los intervalos de pH de separación y/o extracción
para los cationes involucrado. Considere las siguiente condiciones límite de
%Elimite (M) ≥ 99; %Elimite (N) ≤ 1. Comente sobre la importancia de fijar el pH en este
tipo de separaciones.
3. Analice otros intervalos de pH donde sea posible realizar la separación.
4. Con base a la tabla 4-5, discuta sobre las composiciones de cada una de las fases
a cada valor de pH impuesto, colores de los oxinatos de Fierro y de Aluminio.
5. Trazar la gráfica A = f (concentración) para el hierro y aluminio. Obtener la
regresión lineal y discuta sobre la linealidad de los sistemas con base a sus
parámetros estadísticos.
6. Cuantifique el porcentaje de Fe y Al en la muestra, así como los porcentajes de
sus óxidos correspondientes. Compare estos valores con la literatura.
DATOS4:
H2Ox+ HOx + H+ pKa = 5.0
HOx Ox- + H+ pKa = 9.7
HOx HOx Log KD (HOx) = 2.6 en Cloroformo
23
Fe3+ + 3 Ox¯ Fe(Ox)3 Log Kextraccion = 42.3 (cloroformo)
Al3+ + 3 Ox¯ Al(Ox)3 Log Kextraccion = 31.0 (cloroformo)
Fe3+ + OH¯ Fe(OH)2+ Log 1 = 11.0
Fe3+ + 2OH¯ Fe(OH)2+ Log 2 = 21.7
Al3+ + 4OH¯ Al(OH)4¯ Log 4 = 33.3
BIBLIOGRAFIA
1. Valcárcel Cases M. Y Gómez Hens A. Técnicas Analíticas de Separación.
Reverté, Barcelona, 1988.
2. Valcárcel Cases M. Y Gómez Hens A. Teoría y Práctica de extracción líquido-
líquido. Reverté.Barcelona, 1988.
3. King C.J., Procesos de Separación. Ed. REPLA s.a., México D.F., 1988.
4. Ringbom A., Formación de complejos en Química Analítica, Alhambra, Madrid,
1979.
5. CRC Handbook of Organic Analytical Reagents, CRC Press, Inc., Boca Raton,
Florida, 1990.
6. Páez Hernández M. E., Ramírez Silva M.T., Rojas Hernández A. Temas
Selectos de Extracción Líquido-Líquido para el Análisis Químico, UAM-
Iztapalapa, México D.F.1997.
7. Trejo Córdova G. Rojas Hernández A. y Ramírez Silva M. T. Diagramas de
Zonas de Predominio Aplicados al Análisis Químico. UNAM-Iztapalapa. México,
D. F. 1993.
8. Day Jr. R.A. y underwood A. L. Química Analítica cuantitativa. 5ª Edición.
Prentice-Hall , México, D. F. 1989.
9. Química Analítica General Cuantitativa e Instrumental. Vol 1. Francisco
Bermejo Martínez, MG. Editorial. Paraninfo, S. A. Impreso en España. 1991
24
6. TABLAS DE RESULTADOS.
En la Tabla 4. Colocar los datos obtenidos para la extracción Fe (III).
(Antes de Agitar ) ( Después de agitar y separar fases )
Sistema
Conc Fe(III)
OBSERVACIONES (*) OBSERVACIONES (*) Absorbancia
Fase Acuosa Fase Orgánica Fase Acuosa
Fase Orgánica =470 nm =585 nm
1
2
3
4
5
problema
NOTA: (*) Anotar las coloraciones de las fases al inicio y después de la extracción.
25
En la Tabla 5. Colocar los datos obtenidos para la extracción Al (III).
(Antes de Agitar ) ( Después de agitar y separar fases )
Sistema
Conc Al(III)
OBSERVACIONES (*) OBSERVACIONES (*) Absorbancia
Fase Acuosa Fase Orgánica Fase Acuosa
Fase Orgánica =420 nm
1
2
3
4
5
problema
NOTA: (*) Anotar las coloraciones de las fases al inicio y después de la extracción.
26
-20
-18
-16
-14
-12
-10
-8
-6
-4
-2
0
2
4
6
8
10
12
14
16
18
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14
Log
D"
M"
pH
Diagrama Log D" M" = f (pH) para los Oxinatos de Fe(III) y Al (III)
Log D" Al(III)
Log D" Fe(III)
1
R1 y R2: Los residuos que contengan cloroformo se resguardaran perfectamente etiquetados para un tratamiento posterior. Las soluciones de Fe3+ y Al3+ se resguardaran perfectamente etiquetados para un tratamiento posterior. Soluciones acidas pueden ser neutralizadas si el volumen es menor de 10 mL, si este es mayor deben ser reguardadas y etiquetadas perfectamente para un nuevo uso.
CUANTIFICACION Y EXTRACION DE Fe Y Al
Cuantificación y Extracción de Fe (III)
Cuantificación y Extracción de Al (III)
En embudo mezclar los volúmenes indicados en la tabla 1
Adicionar 5 mL de Oxina en cloroformo.
Separar las fases, y leer las A de la fase orgánica a 470 nm y a 585 nm la solución problema para cuantificar Fe(III)
Si la lectura de la absorbancia del problema no se encuentra de los valores de la curva de calibración, realizar los ajustes de volumen de problema necesario.
Adicionar a la fase acuosa 10 mL de búffer de amoniaco pH=8.5. (A cada sistema)
Desechar la fase orgánica
Agregar 5 mL de Oxina en cloroformo
Mezclar y medir pH
Leer la absorbancia de la fase orgánica a 420 nm
Si la lectura de la absorbancia del problema no se encuentra de los valores de la curva de calibración, realizar los ajustes de volumen de problema necesario.
Medir el pH a cada sistema (Ajustar si es necesario)
Agitar 2 min y dejar reposar las fases. Agitar 2 min y dejar reposar
R
1 R
2
2
PRÁCTICA 3. DETERMINACIÓN DE LA DUREZA DEL AGUA
OBJETIVOS
- Aplicar los conocimientos de cromatografía de intercambio iónico para realizar la separación
de aniones y cationes presentes en una muestra real.
- Determinar la concentración iónica total de una muestra de agua del grifo, mediante la
valoración directa de los iones bicarbonato y valoración indirecta de los restantes aniones.
INTRODUCCIÓN
Materiales de intercambio iónico
El intercambio iónico es una reacción química en la que los iones libres móviles de un sólido (el
intercambiador de iones) se cambian por distintos iones de carga similar de una disolución. El
intercambiador debe tener una estructura de malla abierta, ya sea orgánica o inorgánica, que
retenga los iones sobre si y que permita el paso a través de otros iones.
Los intercambiadores de los iones son compuestos orgánicos o inorgánicos, naturales o
sintéticos. Entre los más utilizados actualmente se encuentran las resinas de intercambio iónico.
Éstas son redes tridimensionales de polímeros orgánicos insolubles a la que se adhieren
grupos funcionales, los cuales son el origen de sus propiedades de carga igual, pero de signo
contrario, que está sobre la red; aunque los iones intercambiables son solubles en agua no
pueden eliminarse de la resina a menos que sean sustituidos por un número equivalente de
iones cargados de forma semejante.
Entre los intercambiadores naturales inorgánicos pueden considerarse las zeolitas, los
minerales arcillosos y los óxidos hidratados y sales de ácidos insolubles, atendiendo a sus
propiedades físicas y a su relación con las propiedades de los sustratos. Las zeolitas y arcillas
son minerales aluminosilicatos ampliamente distribuidos por la corteza terrestre, algunas
proceden de la erosión de las rocas, otras aparecen como depósitos sedimentarios y, por
último, algunas tienen origen volcánico.
El proceso de intercambio iónico
Consideremos un intercambiador iónico como una “sustancia” insoluble en agua, que puede
intercambiar algunos de sus iones por iones cargados de forma semejante contenidos en un
“medio” con el que la resina está en contacto. La designación como una “sustancia” mejor que
un compuesto puede incluir muchos intercambiadores –algunos de ellos productos naturales-
que no tienen una composición bien definida. Además, la definición admite la posibilidad de que
el intercambiador pueda ser sólido o líquido. El término “medio” indica que el intercambio iónico
puede tener lugar en disolución acuosa u orgánica, en sales fundidas o incluso en contacto con
vapores. Generalmente se opera con un intercambiador sólido y una disolución acuosa.
Equilibrios de intercambio iónico
El intercambio catiónico se puede representar por el equilibrio:
nRSO3-H+ (s) + Mn + (RSO3)n Mn+ (s) + nH+
Siendo RSO3-H+ un intercambiador catiónico, con grupos de ácido sulfónico (-SO3H) unidos a la
matriz polimérica R. El intercambio aniónico se puede representar por el equilibrio:
x RN(CH3)3+ OH- (s) + Ax- ==== [RN(CH3)
3+]X Ax- (s) + xOH
donde x RN(CH3)3+ OH- es un intercambiador aniónico que contiene grupos de amina
cuaternaria (-N(CH3)3OH) unidos a la matriz polimérica R.
3
Principio de la determinación.
La aplicación del intercambio iónico a la determinación de la concentración iónica total de una
disolución, se fundamenta en la “conversión” de todas las sales de la disolución en sus
correspondientes ácidos. Para ello la disolución se pasa por una columna de un intercambiador
de cationes, ácido fuerte, en su forma hidrógeno. A continuación se valora la acidez producida
con una base patrón. El método sirve para determinar la concentración de los aniones de los
ácidos fuertes, no la de los débiles como el ácido carbónico.
Las disoluciones analizadas por este procedimiento deben contener una concentración iónica
total máxima de 20 miliequivalentes por litro (0.02 N). Por ello el método que se describe es
muy útil para aguas naturales (superficiales o subterráneas) y para aguas de suministro
municipal. En general, los cationes mayoritarios en el agua potable son: sodio, calcio y
magnesio. Entre los aniones se encuentran fundamentalmente: bicarbonato, cloruro y sulfato. El
ion bicarbonato es un anión de ácido débil, siendo, por lo tanto, una base que puede evaluarse
con ácido fuerte. Los cloruros y sulfatos son aniones de ácidos fuertes, y tal como se indicó, al
pasar por la resina catiónica se convierten en sus correspondientes ácidos.
Cuando un volumen determinado de agua, que contiene los cationes mencionados, se hace
pasar por una resina catiónica en forma de hidrógeno, ésta cede una cantidad de protones
equivalente a los cationes retenidos. El número de miliequivalentes de cationes, es
normalmente, igual a los miliequivalentes de iones cloruro y sulfatos. Por consiguiente, el
número de miliequivalentes de protones desplazados de la resina catiónica es igual al número
de miliequivalentes de cloruros y sulfatos en la muestra de agua. Si el agua contiene nitratos,
cosa frecuente, estos iones se encontrarán también incluidos en el resultado.
El proceso analítico se realiza tomando dos alícuotas de la muestra. La primera se valora con
disolución de patrón de ácido clorhídrico, con el fin de determinar los miliequivalentes de
bicarbonato. La otra alícuota se hace pasar por la resina catiónica, de manera que se consigan
desplazar del intercambiador los protones equivalentes a los restantes aniones que contiene el
agua.
Estos protones serán valorados con disolución patrón de NaOH, después de haber eliminado
por ebullición los bicarbonatos. La suma de los miliequivalentes gastados (de ácido más base)
por litro de muestra nos permitirá evaluar la concentración iónica total del agua analizada.
CUESTIONARIO PREVIO
1. ¿En qué se basa la cromatografía de intercambio iónico?
2. Describa en forma breve las clases de intercambiadores de iones (resinas, geles,
intercambiadores inorgánicos, etc.).
3. Mencione los diversos tipos de resinas aniónicas y catiónicas y clasifíquelas en base a
su fuerza.
4. Identifique algunos de los parámetros que permiten obtener una buena separación en
intercambio iónico (tipo de resinas, gradientes, dimensiones de la columna, pH, etc.).
5. ¿Cómo determinaría la capacidad de intercambio para una resina?
6. Mencione algunas de las aplicaciones de la cromatografía de intercambio iónico.
7. Realice los cálculos necesarios para la preparación de todas las soluciones de la
práctica considerando el material de laboratorio existente.
4
4 MATERIAL Y REACTIVOS
MATERIAL
1 Bureta de 25 mL. con la resina.
1 Bureta de 50 mL.
1 Pinzas de bureta
2 Vasos de 200 mL.
1 Pipeta de 25 mL.
2 Matraces Erlenmeyer
2 Matraces aforados de 100 mL.
1 Matras de 1 litro
1 Frasco de agua destilada
1 Propipeta
REACTIVOS
Resina de intercambio catiónico
HCl 1N patrón
NaOH 1N patrón
HCl 30-35% p/p
PROCEDIMIENTO EXPERIMENTAL
Proceso experimental
Una muestra de agua se valora con un ácido patrón, para determinar los aniones procedentes
de ácidos débiles. Otra muestra de agua se pasa a través de una resina de intercambio
catiónico, en su forma de hidrógeno, el cual convierte las sales procedentes de ácidos fuertes
en sus correspondientes ácidos; éstos se valoran a continuación con una base patrón.
METODOLOGÍA DEL PROCESO
1.- Preparación de las disoluciones y la resina
a) Disolución de HCl para generar la resina. Preparar un litro de HCl del 10% (p/p), a partir
de ácido clorhídrico concentrado. Transvasar a un frasco de vidrio convenientemente
rotulado.
b) Disoluciones patrón de HCl y NaOH. Preparar por dilución a partir de los patrones de
1N, 100 mL. de HCl 0.02 N (N1) y 100 mL. de NaOH 0.01 N (N2).
c) Columna de intercambio iónico. En una bureta de 25 mL. preparada para la experiencia,
se añade la resina catiónica. Para la experiencia son suficientes 10 mL. de resina
(colocada en la columna sin burbujas), ya que 1 mL. de resina retiene alrededor de 2
meq de cationes. Posteriormente se pasan por ella 25 mL. de HCl del 10% (p/p), a un
ritmo de 1 ó 2 gotas/segundo, para que quede en forma de hidrógeno. A continuación se
lava con agua destilada, finalizando la operación cuando las aguas de lavado, después
de pasar por la resina, no consuman más de 1 o 2 gotas de NaOH 0.01 N para hacer
virar el rosa de la fenolftaleína (después de haber expulsado por ebullición el CO2
presente).
5
2.- Procedimiento
a) VALORACIÓN CON ÁCIDO CLORHÍDRICO. Se toman con una pipeta 25 mL. de agua
problema (para otro tipo de agua podrá ser mayor o menor el volumen tomado; dependerá de la
concentración de bicarbonatos esperada) y se transfieren a un matraz Erlenmeyer. Se
adicionan 2 gotas de naranja de metilo y se valora con HCl 0.02 N (N1) hasta el viraje del
indicador (de amarillo a anaranjado, que corresponde a un pH de 4 a 4.5). Anotar el volumen
gastado de ácido (V1). La valoración deberá repetirse al menos una vez más, con el fin de
obtener dos volúmenes de ácido clorhídrico semejantes. Después de tomar una media de los
volúmenes de ácido (V1), se realiza el cálculo de los mili equivalentes de bicarbonato valorados
(V1*N1), y de aquí los mili equivalentes de bicarbonato por litro
b) INTERCAMBIO IÓNICO Y VALORACIÓN CON NaOH
a) Intercambio iónico. Hay que asegurarse que la columna de resina está bien lavada con
agua destilada (las aguas de lavado dan reacción neutra, después de expulsar el CO2
por ebullición). Tomar con una pipeta de 30 mL. de agua del grifo (el volumen puede ser
mayor o menor para otros tipos de aguas). Pasar lentamente el volumen por la columna,
de manera que eluyan un máximo de dos gotas por segundo. A continuación adicionar
unos 20 mL. de agua destilada, para lavar la columna, adicionando esta agua al
volumen anteriormente eluido. Esta disolución se hierve para expulsar el CO2 puesto que
en medio ácido los bicarbonatos han pasado a ácido carbónico.
b) Valoración con NaOH. La disolución hervida se deja enfriar hasta que se pueda
mantener el matraz con la mano sin dificultad. A continuación se le agrega fenolftaleína
y se valora con la disolución de NaOH 0.01 N (N2), hasta que el indicador vire a rosa. El
volumen consumido de NaOH (V2) multiplicado por su normalidad (N2) nos dará el
número de miliequivalentes de ácidos, que a su vez es el mismo número de
miliequivalentes de aniones cloruros y sulfatos (en ciertos casos también nitratos) en el
agua analizada. La concentración iónica total del agua problema se obtendrá sumando
los miliequivalentes de bicarbonato por litro de disolución y los correspondientes
miliequivalentes de los aniones procedentes de ácidos fuertes por litro de disolución.
RESULTADOS EXPERIMENTALES
Valoración con HCl
Volumen de muestra: 25 mL.
Vol. Medio de HCl gastado (Vm1)= mL.
meq HCO3= Vm1*N1= Vm1* 0.02= meq/litro de HCO3 = Vm1* 0.02* 1000/25= (1)
Valoración con NaOH
Volumen de muestra: 30 mL.
Vol. Medio de NaOH gastado (Vm2)= mL.
meq de aniones (de ácidos fuertes)= Vm2*N2 = Vm2*0.01= meq de aniones/litro= Vm2* 0.01
*1000/30= (2)
Concentración iónica total.
meq totales/litro (conc. Iónica total)= (1) + (2)=
REFERENCIAS
Valcárcel Cases M. y Gómez Hens A. Técnicas Analíticas de Separación. Reverté.
Barcelona 1988
6
Day Jr. R. A. y Underwood A. L. Química Analítica Cuantitativa. 5 ed. Prentice-Hall,
México D.F. 1989
Harris D. C. Análisis Químico Cuntitativo. Grupo Editorial Iberoamérica. México D.F.
1992
Charlot G. Análisis Cualitativo Rápido de Cationes y Aniones. Edit. Alambra, 1969
R1: Neutralizar y desechar a la tarja con abundante agua.
R2, R3 y R4: Desechar a la tarja con abundante agua.
DETERMINACIÓN DE LA CONCENTRACIÓN IÓNICA
TOTAL DEL AGUA POTABLE, USANDO LA
CROMATOGRAFÍA DE INTERCAMBIO IÓNICO
Disoluciones Resina
1 L HCl 10 % (p/p) 100 mL de HCl 0.02 N
100 mL de NaOH 0.01 N
En una bureta de 25 mL se
añade 10 mL de resina cationica
Se pasan 25 mL de HCl 10 % (p/p)
Deben evitarse la formación de burbujas
Agregar el HCl de 1 a 2 gotas/segundo
Lavar con agua destilada
Añadir 3 gotas de fnolftaleina y valorar con NaOH 0.01 N
Valoración con ácido clorhídrico
En un matraz Erlenmeyer agregar 25 mL de agua potable
Añadir 2 gotas de naranja de metilo y valorar con HCl 0,02N
Repetir la valoración 3 veces.
Intercambio ionico y valoración con NaOH
Tomar 30 mL de agua de grifo
Pasar lentamente los 3 mL de agua de grifo por la columna, de tal manera que eluya 2 gotas/segundo
Adicionar 20 mL de agua destilada
Hervir el agua resultante, para eliminar el CO2
Valoración
Dejar enfriar el agua problema y adicionar 3 gotas de fnolftaleina y posteriormente valorar con NaOH 0.01 N
R
1
R
3
R
2
R
4
7
PRÁCTICA 4. SEPARACIÓN DE Ni(II) Y Zn(II) CON UNA RESINA ANIÓNICA
OBJETIVOS
Reconocer los factores fisicoquímicos que intervienen en la cromatografía de
intercambio iónico.
Efectuar experimentalmente, en forma correcta, el empaque de la columna, la aplicación
de la muestra, la elución de la misma y la cuantificación de cada una de las fracciones
obtenidas en la separación.
Comprobar si el sistema de separación es confiable y de buen rendimiento.
CUESTIONARIO PREVIO
1. Explique en términos generales qué es la cromatografía y mencione por lo menos una
clasificación.
2. ¿En qué se basa la cromatografía de intercambio iónico?
3. Describa en forma breve las clases de intercambiadores de iones (resinas, geles,
intercambiadores inorgánicos, etc.).
4. Mencione los diversos tipos de resinas aniónicas y catiónicas y clasifíquelas en base a
su fuerza.
5. ¿Cuál es y en qué se basa el orden de selectividad para un grupo de iones en
intercambio iónico?
6. Identifique algunos de los parámetros que permiten obtener una buena separación en
intercambio iónico (tipo de resinas, gradientes, dimensiones de la columna, pH, etc.).
7. ¿Cómo sería posible la separación de dos cationes empleando una resina de
intercambio aniónico?
8. ¿Cómo determinaría la capacidad de intercambio para una resina?
9. Mencione algunas de las aplicaciones de la cromatografía de intercambio iónico.
10. Realice los cálculos necesarios para la preparación de todas las soluciones de la
práctica considerando el material de laboratorio existente.
PARTE EXPERIMENTAL
EMPAQUE DE LA COLUMNA
5 g de resina Dowex 1-X8 en forma de cloruros (fuertemente aniónica), se suspenden en
aproximadamente 40 ml de agua y se agitan durante 10 minutos para que la resina se hinche.
Por otra parte, se coloca en la parte inferior de una columna de vidrio (sobre la llave), un
pedazo de algodón, previamente humedecido, y se eliminan las burbujas de aire por presión
con una varilla de vidrio. Se abre un poco la llave y al mismo tiempo se le agrega la mezcla
resina-agua agitando y golpeando ligeramente con el fin de lograr un empaque uniforme. NO
8
PERMITA NUNCA QUE EL NIVEL DEL AGUA SEA MÁS BAJO QUE EL DE LA RESINA,
agregue el agua necesaria oportunamente.
Cuando se ha agregado toda la resina se coloca un trozo de algodón en la parte
superior de la columna para evitar el movimiento de la resina a cada adición y se eliminan las
burbujas de aire presionando ligeramente con ayuda de la varilla de vidrio. Se cierra la llave.
TRABAJO DE LA RESINA
Cuando la columna ha quedado empacada, deben efectuarse varios intercambios antes
de la separación deseada para lograr la máxima eficiencia de la columna. Con este fin se hacen
pasar sucesivamente 40 mL de [NaOH] = 4M, 15 mL de agua desionizada y 50 mL de [HCI] =
6M.
APLICACIÓN DE LA MUESTRA
Se abre la llave de la columna y se hace que el menisco del líquido quede justo en la
superficie de la capa del algodón. Se miden con pipeta volumétrica 2 mL de la mezcla de Níquel
y Zinc 10-1 M. Se introducen los 2 mL sin que se moje con ellos la pared interior de la columna,
se abre la llave hasta que el menisco de la muestra quede justo en la superficie del algodón. Se
repite el procedimiento con porciones de aproximadamente 1 mL de HCI 6M hasta que el
algodón quede incoloro.
ELUCIÓN
Desde la aplicación de la muestra se empiezan a recolectar el efluente en un vaso de
precipitado, para constituir la Fracción 1. Cuando han salido aproximadamente 30 mL se inicia
la prueba de la dimetilglioxima* en una placa de toque (neutralizando previamente con
amoniaco concentrado o hidróxido de sodio). Esta prueba se repite después de cada 5 mL de
efluente.
Cuando la prueba de la DMG resulte negativa se cambia el eluyente por agua destilada
(aproximadamente se utilizan 100 mL) y se comienza la recolección de la Fracción 2.
*La prueba de la dimetilglioxima (DMG) es positiva cuando aparece una coloración
rosa en medio neutro o ligeramente básico, verifique que el medio sea suficientemente
alcalino.
PREPARACIÓN DE LAS CURVAS DE CALIBRACIÓN y ANÁLISIS DE LAS FRACCIONES
Realice los cálculos necesarios para realizar una curva de calibración con las siguientes
concentraciones:
9
Para Zn2+ de 0.5 a 3 ppm y para Ni2+ de 4 a 24 ppm
Mínimo preparar 6 sistemas para cada una y leer en el equipo de absorción atómica
cada curva de calibración en las condiciones óptimas. Se puede ayudar de las tablas 1 y 2.
El análisis de las fracciones se llevara a cabo por absorción atómica utilizando las curvas
de calibración previamente preparadas. Es necesario evaporar las fracciones 1 y 2 lo suficiente
para que puedan ser aforadas en un matraz volumétrico de 100 mL por separado (fracción 1 y
fracción 2). Posteriormente se realizan las siguientes diluciones:
a).- Tomar 2 mL de la fracción 1 y aforar a 25 mL (leer Ni)
b).- Tomar 0.2 mL de la fracción 1 y aforar a 25 mL (leer Zn)
c).- Tomar 2 mL de la fracción 2 y aforar a 25 mL (leer Ni)
d).- Tomar 0.2 mL de la fracción 2 y aforar a 25 mL (leer Zn)
Para conocer las concentraciones de Ni(II) y Zn(II) en la muestra inicial, tomar 2 mL de la
muestra original, aforar a 50 mL y:
a).- Tomar 1 mL y aforar a 25 mL (leer Ni)
b).- Tomar 0.1 mL y aforar a 25 mL (leer Zn)
Estas últimas lecturas pueden efectuarse por grupo. Es importante realizar estas
determinaciones para reportar el rendimiento de la resina.
INFORME DE TRABAJO
PUNTOS MINIMOS QUE DEBE CONTENER EL INFORME.
1. Colocar los datos obtenidos en las tablas I,II,III.
2. Calcular las concentraciones de los cationes Ni y Zn en la mezcla inicial.
3. Explicar el funcionamiento de la separación en base a la información siguiente:
Zn – CI
[ML]/[M][L] log 1 = 0.43 [ML2]/[M][L]2 log 2 = 0.61
[ML3]/[M][L]3 log 3 = 0.50 [ML4]/[M][L]4 log 4 = 0.20
Referencia: Lange Manual de Química. John A. Dean. Tomo II, Decimotercera Edición.
Editorial: Mc Graw Hill.
Nota: El Ni (II) no forma complejos con los cloruros.
4. Concluir sobre la composición de las fracciones I y II.
5. Calcular el rendimiento de la separación.
6. Discutir la posibilidad de realizar esta separación utilizando una resina catiónica en
forma de H+, estando disuelta la mezcla de Ni(II) y Zn(II) en HCI 6 M.
BIBLIOGRAFÍA
1. M. Valcárcel. Cases y A. Goméz Hens. Técnicas Analíticas de Separación. Editorial
Reverté, S.A. 1988.
2. Métodos Instrumentales de Análisis. Habart H. Willard y Lynne L. Merritt, Jr. Grupo edit.
Iberoamericana. 1991, México. D. F.
10
3. Principios de Análisis Instrumental, James W. Robinson , Editorial Acribia; España.
1974.
4. Análisis Instrumental. Douglas A. Skoog y James J. Leary, 4° edición. Mc Graw
Hill/Interamericana de España. 1994.
5. Analytical Chemistry. Principles and Techniques. Larry G. Hargis. Prentice Hall.1988.
6. Analytical chemistry for technicians. John Kenkel, Lewis Publishers, Inc.1991. Printed in
the United States of America.
7. Analytical Chemistry Principles. Second edition. Jhon H. Kennedy; Sauders College
Publishing. 1990.
8. Métodos Instrumentales de Análisis en Química analítica. Gary T. Bender Ph. D. editorial
Acribia, S. A. España 1987.
6.- TABLAS DE RESULTADOS
TABLA I. Colocar los datos obtenidos de la Curva de Calibración de Zinc.
Sistema Conc. Teórica
(p.p.m.)
Conc. Real
(p.p.m.)
Absorbancia
1 0.5
2 1.0
3 1.5
4 2.0
5 2.5
6 3.0
TABLA II. Colocar los datos obtenidos de la Curva de Calibración de Níquel
Sistema Conc. Teórica
(p.p.m.)
Conc. Real
(p.p.m.)
Absorbancia
1 4
2 8
3 12
4 16
5 20
6 24
11
TABLA III. Colocar los datos obtenidos de la fracciones de Zinc y Níquel.
Tabla III. Absorbancia obtenidas al medir las fracciones
Ni(II) Zn(II)
Equipo Fracción 1 Fracción 2 Muestra
Original
Fracción 1 Fracción 2 Muestra
Original
1
2
3
4
CROMATOGRAFIA DE INTERCAMBIO IÓNICO: SEPARACION DE Ni(II) Y Zn(II) CON UNA RESINA
ANIÓNICA EN FORMA DE Cl¯
Colocar un algodón humedecido en la parte superior.
Preparación de la columna
Cerrar llave.
5 gr de Resina Dowex 1-X8 en 40 mL de agua
Agitar 10 min
Se coloca en la parte inferior de la columna de vidrio un pedazo de algodón humedecido.
Eliminar burbujas
Agregar la mezcla de resina-agua
Agitar
NO PERMITA NUNCA QUE EL NIVEL DEL AGUA SEA MÁS BAJO QUE EL DE LA RESINA
Trabajo de resina
Pasar sucesivamente: 40 mL de NaOH 4M + 15 mL de agua destilada + 50 mL HCl 6 M
Efectuarse varios intercambios antes de la separación.
Eliminar la formación de burbujas.
Aplicación de la muestras
Se abre
la llave
Agregar 2 mL de mezcla de Ni y Zn 10
-1M
Evitar mojar las paredes de la columna
Fracción 2
Se abre la llave hasta que el menisco de la muestra quede justo en la superficie del algodón
Se repite el procedimiento 1 mL de HCI 6M hasta que el algodón quede incoloro.
cambiar el efluente por agua destilada
Elución
Recolectar el efluente. (fracción 1)
30 mL de efluido
Prueba de Dimetilglioxina
Repetir la prueba cada 5 mL de efluente
Desde la aplicación
Si la prueba sale negativa
R
1
12
R1: Medir pH y neutralizar, posteriormente desechar en la tarje con abundante agua.
R2: Los residuos que contengan Ni2+ y Zn2+ se resguardaran perfectamente etiquetados para un tratamiento posterior.
Análisis de fracciones.
Curva de calibración para Zn2+y Ni
2+
Zn2+ 0.5 ppm a 3 ppm
Ni2+ 4 ppm a 24 ppm
(6 sistemas para cada uno)
Leer la absorbancia atómica para cada
sistema
Evaporar las fracciones 1 y 2
Aforar cada fracción a 100 mL
Diluir cada
fracción.
2 mL de la muestra
original, aforar a 50 ml
2 mL de la fracción 1 y aforar a 25 mL (leer Ni)
0.2 mL de la fracción 1 y aforar a 25 mL (leer Zn)
2 mL de la fracción 2 y aforar a 25 mL (leer Ni)
Tomar 0.2 mL de la fracción 2 y aforar a 25 mL (leer
Zn)
Tomar 1 mL y aforar a 25 mL (leer Ni)
Tomar 0.1 mL y aforar a 25 mL (leer Zn)
Diluir
R
2
13
INTRODUCCIÓN DE CROMATOGRAFIA
La cromatografía comprende un conjunto importante y diversos de métodos que permite
a los científicos separar componentes estrechamente relacionados en mezclas complejas, lo
que en muchas ocasiones resulta imposible por otros medios. Se pueden separar moléculas en
función de sus cargas, tamaños y masas moleculares. También a través de la polaridad de sus
enlaces, sus potenciales redox, etc.
La cromatografía no solo permite la separación de los componentes de una mezcla, sino
también su identificación y cuantificación. El análisis cualitativo está basado en la medida de
parámetros cromatográficos (tiempos y volúmenes de retención) mientras que el análisis
cuantitativo está basado en la medida de alturas o áreas de picos cromatográficos que se
relacionan con la concentración.
La característica que distingue a la cromatografía de la mayoría de los métodos físicos y
químicos de separación, es que se ponen en contacto dos fases mutuamente inmiscibles. Una
fase es estacionaria y la otra móvil. Una muestra que se introduce en la fase móvil es
transportada a lo largo de la columna (colector) que contiene una fase estacionaria distribuida.
Las especies de la muestra experimentan interacciones repetidas (repartos) entre la fase móvil
y la fase estacionaria.
Cuando ambas fases se han escogido en forma apropiada, los componentes de la
muestra se separan gradualmente en bandas en la fase móvil. Al final del proceso los
componentes separados emergen en orden creciente de interacción con la fase estacionaria. El
componente menos retardado emerge primero, el retenido mas fuertemente eluye al último. El
reparto entre las fases aprovecha las diferencias entre las propiedades físicas y/o químicas de
los componentes de la muestra. Los componentes adyacentes (picos gaussianos) se separan
cuando el pico que sale después es retardado lo suficiente para impedir la sobreposición con el
pico que emergió antes. La representación gráfica de los compuestos eluidos de la columna
recibe el nombre de cromatograma y cada componente da lugar a un cromatograma, el cual
aporta tres unidades de información: posición, altura y anchura de los picos; la posición da
información cualitativa, la información cuantitativa se obtiene del ancho y altura del pico. La
columna de separación es el corazón del cromatógrafo. Proporciona versatilidad en los tipos de
análisis que pueden realizarse. Esta característica, debida a la amplia gama de selección de
materiales para la fase móvil y estacionaria, permite separar moléculas que difieren muy poco
en sus propiedades físicas y químicas.
La cromatografía comprende un grupo de métodos que permiten separar, identificar y
cuantificar compuestos presentes en mezclas complejas que no podrían separarse de otra
manera. Las separaciones se basan en la diferencia de velocidad de migración de los
componentes a través del sistema. Cuando la separación involucra predominantemente un
reparto simple entre dos fases líquidas inmiscibles, una estacionaria y la otra móvil, el proceso
se llama cromatografía líquido-líquido (LLC). Cuando en la aptitud retentiva de la fase
14
estacionaria intervienen principalmente fuerzas físicas de superficie, el proceso se denomina
cromatografía líquido-sólido (LSC).
Otros métodos de cromatografía líquida difieren un poco en su modo de acción. En
cromatografía de intercambio iónico (IEC) los componentes iónicos de la muestra se separan
por el intercambio selectivo con contraiones de la fase estacionaria. En cromatografía de
exclusión (EC) la fase estacionaria proporciona una clasificación de moléculas, basadas en su
mayor parte en la geometría y el tamaño molecular. Este método también se llama
cromatografía de permeación en gel, en la química de los polímeros, y de filtración en gel, en la
bioquímica. Cuando la fase móvil es un gas, los métodos se llaman cromatografía gas-líquido
(GLC) y cromatografía gas-sólido (GSC). Los métodos cromatográficos se pueden clasificar de
acuerdo a la naturaleza de la fase estacionaria, mostrándose en la siguiente figura.
Cromatografía
Cromatografía de Gases Cromatografía de Líquidos
Gas-Líquido Gas-Sólido Líquido-Líquido Líquido-Sólido Intercambio Iónico Exclusión
(GLC) (GSC) (LLS) (LSC) (IEC) (EC)
Fase Enlazada (BPC)
La cromatografía tiene numerosas aplicaciones en los campos químicos y biológicos, es
ampliamente usado en la investigación Bioquímica para la separación e identificación de
compuestos químicos de origen biológico. En la industria del Petróleo la técnica es empleada
para analizar muestras complejas de hidrocarburos.
Como un método de separación, la cromatografía tiene un gran número de ventajas sobre otras
técnicas más viejas y tradicionales por ejemplo, la cristalización, extracción con solventes y
destilación. Es capaz de separar todos los componentes de una mezcla química compleja sin
requerir de una completa información previa sobre la identidad, número, o cantidad relativa de
las sustancias presentes. Es versátil en la medida que puede tratar con sustancias de peso
molecular de amplio rango, desde los virus, compuestos de millones de átomos, hasta la
molécula más pequeña de todas las moléculas, la de Hidrógeno, que contiene solo dos;
además, puede ser usada con grandes o pequeñas cantidades de materiales.
15
PRÁCTICA 5. SEPARACIÓN DE ALCOHOLES Y ANÁLISIS DE LICORES POR CROMATOGRAFÍA DE GASES
1.- OBJETIVOS
Señalar y reconocer cada una de las partes de un cromatógrafo de gases.
Estudiar los parámetros que afectan la elusión, la resolución y la eficiencia de los picos en la
cromatografía de gases.
Separar, identificar y cuantificar etanol y metanol en licores comerciales por cromatografía
de gases.
2.- CUESTIONARIO PREVIO
1. ¿Cuál es el fundamento de la cromatografía de gases (gas-líquido y gas-sólido)?
Explique ampliamente.
2. ¿Qué tipo de fase móvil y estacionaria se emplean en cromatografía de gases?
3. ¿Qué sustancias pueden separarse por cromatografía de gases?
4. Mencione las ventajas y desventajas de la cromatografía de gases con respecto a otros
métodos cromatográficos.
5. ¿Qué es resolución y tiempo de retención?
6. ¿Cuáles son los factores que afectan a la resolución y cómo lo hacen?
7. Mencione los componentes básicos de un cromatógrafo de gases y explique brevemente
en qué consisten cada uno de estos.
8. Explique de forma breve el fundamento de cada uno de los tipos de detectores que
existen para cromatografía de gases.
9. ¿Qué es el factor de respuesta y cuál es su utilidad?
10. Diga en qué consiste el método de patrón interno y cuál es su utilidad en la
cromatografía de gases.
11. Establecer las diferencias existentes entre la cromatografía de líquidos de alta resolución
y la cromatografía de gases, así como las ventajas y desventajas de cada una.
16
3. PARTE EXPERIMENTAL
A. CONDICIONES DEL EQUIPO Y DEL SOFTWARE
1. Abrir los gases del equipo (llave del tanque) y ajustar la presión a 40 psi para H2, 60 psi
para Aire y 80 psi para N2.
2. Abrir los gases de las válvulas de la parte frontal del equipo.
3. Encender la computadora y seleccionar el icono STAR (aparecerá la ventana del
programa). Entrar en la opción de System Control.
4. Subir la palanca del interruptor de la caja gris (colocado en la parte inferior de la mesa).
5. Encender el interruptor de la parte superior trasera del equipo.
6. En el software del equipo el icono al centro deberá cambiar a azul. Entonces se puede
seleccionar el método 8 en el panel frontal del equipo, seleccionando método y activar el
número 8.
7. En el software ir a Instrument y seleccionar CG 3800. Aparecerán 4 pantallas, en caso de
que NO aparezcan ir a Instrument y seleccionar show modules.
8. Ir a File, seleccionar method y entrar a la opción activate, seleccionar el método isot100
(c:\AnaV\isot100).
9. Esperar a que los indicadores de cada parámetro pasen de rojo a verde.
10. Del panel frontal del equipo ir a GC control y seleccionar detector y apretar encender
(vera usted que ya tiene cambio en la señal del detector).
11. Del menú principal seleccione inject, apriete OK y ponga el nombre de la muestra, el
subdirectorio donde estará, el nombre del archivo como se salvaran los datos y en browse
busque el archivo isot100. El método tomará medio minuto en estabilizarse.
B. ANALISIS CUALITATIVO DE DIVERSOS ALCOHOLES
Realice la inyección de 1 l de STD de cada uno de los siguientes alcoholes Metanol, Etanol,
n-propanol, n-butanol y n-amílico, con el fin de identificar el orden de elusión de cada
compuesto.
Condiciones de la corrida:
Flujo de Nitrogeno 2.8 ± 0.2 mL/min
Temperatura del Horno de la columna: isotérmico 100 oC
Temperatura del inyector (front inyector type 1079): 200 oC, hold time 1
Split ratio: 20
Temperatura del Detector: 250 oC, FID, rango 9
17
Tabla 1. Resultados obtenidos en el análisis cualitativo de alcoholes*
Analito tR (min) W 1/2 AREA
MeOH
EtOH
n-propanol
n-butanol
n-amílico
*Para imprimir los resultados de la corrida, ir al menú principal del software STAR y
seleccionar Star Report Writter. Ir a File, luego Open Report. Dela ventana template, seleccionar
el archivo c:\star\AnaV. En la ventana File, seleccionar el archivo que quieres que analice.
Imprimir entrando al menú File y luego print.
C. INFLUENCIA DE LA TEMPERATURA EN LA RESOLUCION
1. Prepare una mezcla de 100 μl de cada uno de los STD de alcoholes y realice la
inyección de 1 μl de esta muestra a las mismas condiciones del apartado anterior
(isotérmica a 100 oC).
2. Inyecte 1 μl de la misma mezcla anterior pero en condiciones isotérmicas a 150 y 200 oC
(recuerde cambiar la temperatura en el método)
3. Inyecte 1 μl de la misma mezcla anterior pero realizando un gradiente de temperatura
del horno de 60 oC por 4 min. Con una rampa de 15 oC/min, hasta 180 oC, hold 0.0. Para
lo anterior llame el método c:\AnaV\Alcohol
Tabla 2. Resultados obtenidos en el análisis cualitativo de la mezcla de alcoholes a
varias temperaturas
Analito tR (min)
a 100 oC
tR (min)
a 200
oC
tR (min)
gradiente
W
a 100 oC
W
a 200 oC
W
gradiente
MeOH
EtOH
n-propanol
n-butanol
n-amílico
18
D. ANALISIS DE METANOL Y ETANOL EN LICORES POR EL MÉTODO DE FACTOR DE
RESPUESTA
Para la obtener el factor de respuesta se utilizara n-propanol como estándar interno, por lo que
se prepararan los siguientes sistemas:
Tabla 3. Preparación de los sistemas para la cuantificacion de MeOH y EtOH por el
método de factor de respuesta
Sistema V MeOH
STD (l)
V EtOH
STD (l)
V n-Prop
STD (l)
V Problema
(mL)
V Aforo/H2O
(mL)
STD´s 200 200 100 - 10.0
Prob. MeOH - - 100 9.9 ----
Prob. EtOH - - 100 0.240 10.0
Inyectar cada uno de los sistemas bajo las condiciones de corrida del apartado C número 3
(gradiente del horno).
Tabla 4. Resultados obtenidos de los cromatogramas de la determinación de MeOH
y EtOH por el método de factor de respuesta
Sistema AREA de
MeOH
AREA de
EtOH
AREA de
n-Prop
FR Conc. Del
analito
F.R.
Prob. MeOH -
Prob. EtOH -
E. ANALISIS DE METANOL Y ETANOL EN LICORES POR EL MÉTODO DE CURVA DE
CALIBRACION (o estándar externo)
Prepara la siguiente tabla de los sistemas para las 5 diferentes concentraciones de la curva de
calibración y los sistemas problema:
19
Tabla 5. Preparación de los sistemas para la cuantificación de MeOH y EtOH por el método de
curva de calibración
Sistema V MeOH STD
(l)
V EtOH STD
(l)
V n-Prop
STD (l)
V Problema
(mL)
V Aforo/H2O
(mL)
1 40 40 100 - 10.0
2 80 80 100 - 10.0
3 120 120 100 - 10.0
4 160 160 100 - 10.0
5 200 200 100 - 10.0
Prob. MeOH - - 100 10.0 10.0
Prob. EtOH - - 100 0.240 10.0
Inyectar cada uno de los sistemas bajo las condiciones de corrida del apartado C número 3
(gradiente del horno).
Tabla 6. Resultados obtenidos de los cromatogramas de la determinación de MeOH y EtOH por
el método de curva de calibración
Sistema Conc. MeOH
STD (mg/mL)
AREA de
MeOH
Conc. EtOH
STD (mg/mL)
AREA de
EtOH
1
2
3
4
5
AREA de
MeOH Prob.
Conc. MeOH
(mg/ml)
AREA de
EtOH Prob
Conc. EtOH
(mg/ml)
Prob. MeOH - -
Prob. EtOH - -
4.- INFORME DE TRABAJO
1.- Identificar cada uno de los alcoholes en la mezcla, con la ayuda de los tiempos de retención
de los estándares.
20
2.- Discutir cómo influye la temperatura en la resolución de los componentes de la muestra
calculando la N y la Rs para cada componente a las diferentes temperaturas (100, 200 oC y
gradiente)
3.- Explicar ampliamente si es más adecuado utilizar un programa de temperatura pare separar
una mezcla de alcoholes. Mencionar las mejores condiciones de separación de los alcoholes
estudiados
4. Realice la cuantificación del contenido de MeOH y EtOH en el licor analizado y compárelo
con el contenido reportado en la botella. Discuta al respecto.
ANEXO 1. DATOS DE LOS REACTIVOS Y DE LA COLUMNA
Columna DB-WAX 304
30 m x 0.32 mm ID, film 0.25 m, bonded fused silica open tubular polyethylene glycol column
(PEG), High polarity, Lower temperature limit of 20°C is lowest of any bonded PEG phase; improves
resolution of low boiling point analytes, Temp. Limit: 250 oC
Bonded and cross-linked
Gas acarreador: Nitrogeno de alta pureza AGA
Gases para el Detector de Ionización de Flama (FID): Hidrógeno-aire de alta pureza AGA
METANOL, J. T. Baker, P.M. 32.04 g/mol, 99.9 %
de Pureza, densidad 0.82 g/ml, P.Ebullición: 64.6 oC
ETANOL, J. T. Baker, P.M. 46.0 g/mol, 99.85 %
de Pureza, densidad 0.79 g/ml, P.ebullición: 78.3 oC
n-PROPANOL, J. T. Baker, P.M. 60.097 g/mol,
99.0 % de Pureza, densidad 0.80 g/ml, Punto de
ebullición: 97.2 oC
n-BUTANOL, Monterrey, P.M. 74.12 g/mol, 99.0
% de Pureza, densidad 1.04 g/ml, Punto de
ebullición: 117.6 oC
21
n-AMILICO, J. T. Baker, P.M. 88.15 g/mol, 98.0 % de
Pureza, densidad 0.812-0.819 g/ml, P.ebullición: 130.0 oC
22
R1: Los residuos de la mezcla de alcoholes se evaporan mediante vacio o a temperatura ambiente.
PRÁCTICA 6: CROMATOGRAFÍA DE LÍQUIDOS DE ALTA EFICIENCIA (Factor respuesta y Parámetros de Influencia)
Determinación de metil- y propil- parabeno en cremas, shampoo u otros.
OBJETIVOS
Conocer los componentes básicos del cromatógrafo de líquidos de alta resolución (HPLC), así como su manejo y cuidados necesarios.
Seleccionar las condiciones instrumentales óptimas para la cuantificación de los parabenos. Aplicar los conocimientos teóricos adquiridos para efectuar adecuadamente la cuantificación de
los parabenos mediante el método de estándar interno.
CROMATOGRAFÍA DE GASES: SEPARACIÓN DE
ALCOHOLES Y ANÁLISIS DE LICORES POR
CROMATOGRAFÍA DE GASES
Análisis Cualitativo
Inyeccion de 1μl de cada
uno de los alcoholes.
alcoholes Metanol, Etanol, n-propanol, n-
butanol y n-amílico
A las condiciones indicadas para la corrida
Influencia de la temperatura
Mezcla de 100 μl de cada uno de los
alcoholes
Inyectar 1 μl de la mezcla a
100 *C
Inyectar 1 μl de mezcla a una
temperatura de 150 y 200 *C
Inyectar 1 μl de mezcla realizando un gradiente de teperatura de 60
oC por 4 min. Con una rampa de 15
oC/min, hasta 180
oC, hold 0.0.
Análisis de metanol y etanol por factor
respuesta
n-propanol
(patrón
interno)
Preparar los siguientes
sistemas de acuerdo a la
tabla 3
Inyectar 1 μl, bajo las
condiciones del apartado C punto 3
Análisis de metanol y etanol por curva
de calibracion
Curva de calibración
Preparar los sistemas de acuerdo a la tabla 5
Cuantificación de metanol y etanol.
Inyectar 1 μl de cada uno de los istemas bajo las
condiciones del apartado C punto 3.
R
1
23
INTRODUCCIÓN La cromatografía de Líquidos de Alta Resolución (HPLC) es la técnica de separación más
ampliamente utilizada en la industria, esto debido a su sensibilidad, su fácil adaptación a determinaciones cuantitativas, es idónea para sustancias no volátiles o termolábiles de aplicación en la industria, en muchos campos de la ciencia y para la sociedad en general.
En la Cromatografía de Líquidos de Alta Resolución se ponen en contacto dos fases mutuamente inmiscibles, una de las fases es estacionaria y la otra es móvil. Una muestra que se introduce el la fase móvil es transportada a lo largo de la columna que contiene a la fase estacionaria distribuida. Los componentes separados emergen en orden creciente de interacciones con la fase estacionaria. La migración depende de la solubilidad de los solutos en fase móvil o fase estacionaria.
En HPLC, el éxito de la separación, para un compuesto dado depende de las condiciones de operación como son: tipo y longitud de columna, proporción y tipo de fase móvil, velocidad de flujo de la fase móvil, etc.
Componentes básicos que integran un equipo de HPLC.
CUESTIONARIO PREVIO 1. ¿Cuál es el fundamento de la Cromatografía de Líquidos de Alta Resolución? 2. ¿Qué tipo de fase móvil y estacionaria se utilizan en HPLC? 3. Defina cromatografía de líquidos en fase normal y en fase reversa. 4. Mencione los métodos de evaluación más utilizados para las determinaciones cuantitativas por
HPLC. 5. Mencionar las ventajas y desventajas de la cromatografía de líquidos en comparación con la
cromatografía de gases 6. Describir las propiedades fisicoquímicas de los reactivos utilizados en la práctica. 7. Efectuar los cálculos de preparación de soluciones.
PROCEDIMIENTO EXPERIMENTAL A) Preparación de soluciones FASE MOVIL: 1.- mezclar 100 ml de Acetonitrilo con 100 ml de agua desionizada (50:50) 2.- mezclar 60 ml de Acetonitrilo con 140 ml de agua desionizada (30:70)
Filtrar cada una utilizando una membrana con diámetro de poro 0.45m y posteriormente colocarlas al ultrasonido de 10-15 min.
24
ESTÁNDAR DE METILPARABENO. Pesar 25 mg de metilparabeno, disolver en aproximadamente 15 ml de agua desionizada, calentando ligeramente, enfriar y aforar a 25 ml. ESTÁNDAR INTERNO (PROPILPARABENO). Pesar 25 mg de propilparabeno, disolver en aproximadamente 15 ml de agua desionizada, calentando ligeramente, enfriar y aforar a 25 ml. MEZCLA DE ESTÁNDARES. Tomar un mililitro de la solución estándar de metilparabeno, un mililitro de estándar de propilparabeno y aforar a 25 ml con fase móvil 50:50, y colocarla en ultrasonido de 3 a 5 min. (sol. Mezcla). MUESTRA, pesar con exactitud cerca de 100 mg de crema, en un vaso de precipitados de 50 ml adicionar 5 ml de una solución de NaOH 0.5 N y 2 ml de Metanol HPLC, agitar y filtrar con filtro milipore, adicionar 0.5 ml del estándar interno y aforar a 10 ml con fase móvil 50:50, colocarla en ultrasonido de 3 a 5 min. (sol. Problema). B) Optimización de condiciones experimentales SELECCIÓN DE FASE MÓVIL ÓPTIMA Se enciende el cromatógrafo según el procedimiento indicado por el profesor, colocando la fase móvil preparada 50:50 y se corroboran las siguientes condiciones:
Columna Flujo de la F. M. Detector trabajo Volumen de
inyección fijo
C-18 de 15cm 1.0 ml/ min. UV/VIS
variable 254 nm 20 l
a) Con la fase móvil por la de 50:50 se estabiliza la presión de la bomba y se equilibra la columna por 10-15 min. Después, se inyecta la solución mezcla de estándares. Registrar el tiempo de retención, ancho y área de cada pico. Calcular el valor de K´, la eficiencia (N) y la Rs a las condiciones de análisis.
b) Cambiar la fase móvil por la de 30:70 dejando que se estabilice la presión de la bomba y se equilibre la columna con la nueva fase móvil (10-15 min). Después, se inyecta la solución mezcla de estándares. Registrar el tiempo de retención, ancho y área de cada pico. Calcular el valor de K´, la eficiencia (N) y la Rs a las condiciones de análisis.
Colocar los resultados en la tabla siguiente y elegir la fase móvil que presenta mayor eficiencia y resolución.
Tabla 1. Comparación de resultados para la separación de parabenos en 2 F.M.
25
Pico 1 Pico 2
F.M. 50:50
tR Area Pico Ancho tR Area Pico Ancho Rs
K´ N K´ N
F.M. 30:70
tR Area Pico Ancho tR Area Pico Ancho Rs
K´ N K´ N
SELECCIÓN DEL FLUJO ÓPTIMO Con la fase móvil seleccionada en el parte anterior, realizar el siguiente estudio: Efectuar la corrida de la mezcla de estándares a diferentes flujos de F.M.: 2.0, 1.5 y 0.7 ml/min. (Ya se tiene el de 1.0 ml/min de la parte anterior). Llene la tabla de resultados siguiente:
Tabla 2. Comparación de resultados a diferentes flujos de la F.M.
Flujo Pico 1 Pico 2
2.0
tR Area Pico Ancho t R Area Pico Ancho Rs
AEPT N AEPT N
1.5
tR Area Pico Ancho t R Area Pico Ancho Rs
AEPT N AEPT N
1.0
tR Area Pico Ancho t R Area Pico Ancho Rs
AEPT N AEPT N
0.7
tR Area Pico Ancho t R Area Pico Ancho Rs
AEPT N AEPT N
Con base a los resultados de la Tabla 2, elegir el flujo que genere una mejor Rs y mayor eficiencia.
26
C) Separación y cuantificación del metilparabeno en una muestra. A las condiciones óptimas se inyecta la muestra preparada y una dilución 1 en 25ml de la solución estándar del metilparabeno. Después de la última inyección, es necesario lavar la columna con agua desionizada filtrada y sonicada para eliminar los restos de sales en la columna. MANEJO DE RESIDUOS Todas las soluciones de metilparabeno desecharse en la tarja, dejando correr suficiente agua. La Fase móvil de desecho se almacena para recuperación de Acetonitrilo. El Informe de trabajo debe de contener lo siguiente, empleando un formato de reporte. 1.- Los objetivos particulares de la práctica así como una breve introducción al tema incluyendo las propiedades fisicoquímicas del analito de interés.
2.- Un diagrama de flujo con las actividades desarrolladas. Describir perfectamente el procedimiento de preparación de la muestra problema). 3.- Observaciones: Incluir los cambios realizados al protocolo de trabajo a lo largo de la experimentación 4.- Resultados y análisis de los mismos que incluya:
a) Las tablas de resultados de las dos primeras partes. Concluir acerca de la selección de condiciones óptimas. b) Mencionar que parámetros se ven afectados y porque , al variar :
- La proporción polar de la fase móvil. - El flujo de la fase móvil. - La columna.
c) Mencionar el procedimiento de identificación en la muestra. d) Calcular el factor respuesta y poner los cálculos empleados para la cuantificación de los mg de MP en la muestra (% p/p) por el método del estándar interno. 5.- Conclusiones y recomendaciones de acuerdo a los objetivos planteados. 6.-Referencias bibliográficas
BIBLIOGRAFIA. 1. Rubinson J.F., Rubinson K.A., “Química Analítica Contemporánea”, Pearson Education,1ª
Ed., 2000, Estado de México, México.pag. 404 – 420, 425-430.
2. Ramette R., Equilibrio y Análisis Químico. Editorial fondo educativo interamericano.
3. Skoog/West, Química Analítica, editorial Mc Graw Hill.
27
4. Harris Daniel C. “analisis químico cuantitativo” 2a Edición, Editorial Reverte S.A. Barcelona España
2001
Procedimiento de desecho de soluciones de trabajo:
Los residuos que contengan Fase móvil se resguardaran perfectamente etiquetados para un tratamiento posterior
CROMATOGRAFÍA DE LÍQUIDOS DE ALTA RESOLUCIÓN (C.L.A.R.)
Preparación
de soluciones
Preparar la fase móvil en una proporción 20:80 de
metanol:agua
Ajusta a pH: 3.5
filtrar a través de una membrana de 0.44
µm con vacío
Preparar 50 mL de 1 mg/mL de cafeína
Preparar los sistemas de
acuerdo a la tabla 1
diluyendo con la mezcla de fase móvil
Colocar en ultrasonido de 5-
8 minutos
Preparación de muestra.
Preparar té y café
Pesar y diluir a un volumen
conocido
En matraces volumétricos de 25 mL colocar por
separado 2.5 mL de café y 5 mL de té
Llevar al aforo con fase movil
Bebidas de cola deber ser descarbonatadas
Se calienta por 15 min y se coloca en
ultrasonido durante una hora
10 ml de muestra y aforar a 25 con fase
movil
Determinación
de cafeina
Fijar el flujo del cromatógrafo en 1.5
mL/min en la longitud de onda del detector a 272
nm.
Pasar fase móvil por la columna
durante 15 minutos
Inyectar en el cromatógrafo los
estándares
inyectar las bebidas de cola, el
café y el té por separado.
lavar la columna con una mezcla de
metanol:agua 20:80,
28
PRÁCTICA 7: ELECTROFORESIS CAPILAR
Determinación de parabenos (metil- y propil-parabeno) en productos comerciales.
OBJETIVOS
Conocer las partes y el manejo del equipo de electroforesis capilar
Efectuar la cuantificación de los parabenos contenidos en muestras comerciales por electroforesis capilar de
zona, utilizando una curva de calibración como método de cuantificación.
INTRODUCCIÓN
Dentro de las diferentes técnicas que engloban a la electroforesis capilar, la Electroforesis Capilar de Zona
(ECZ), es la más utilizada como método de separación, debido a la simplicidad de operación y su versatilidad.
La ECZ es la forma mas simple de EC principalmente porque el capilar es llenado solo con un electrolito
soporte (comúnmente un buffer) y la migración de los analitos se da en zonas discretas y a diferentes velocidades
debido a las diferencias de carga y masa de cada uno de los analitos. La separación de mezclas con analitos
aniónicos y catiónicos es posible debido a la influencia del flujo Electroosmótico (FEO). Los analitos neutros no
migran por si solos, pero co-eluyen en presencia del FEO. Cuando se tiene un flujo electroosmótico (pH entre 4-12)
y polaridad positiva, las especies cargadas positivamente se mueven a lo largo del capilar con una velocidad que es
mayor que la del FEO, puesto que su movimiento se va acelerando por la atracción de sus cargas al electrodo
negativo. Los analitos cargados negativamente se mueven en sentido contrario, mas lentamente y en contra del flujo
Electroosmótico debido a que son atraídos por el electrodo positivo. Los analitos neutros se mueven a través del
capilar con el FEO por lo que durante este movimiento no se produce separación entre las especies no cargadas.
CUESTIONARIO PREVIO
1. Cual es el fundamento de electroforesis Capilar de Zona?
2. Que factores afectan a las separaciones electroforéticas?
3. Que tipo de sustancias pueden separarse por electroforesis capilar de zona?
4. Que es el flujo Electroosmótico?
5. Mencione las partes básicas de un equipo de electroforesis?
6. Propiedades fisicoquímicas de cada uno de los parabenos.
7. Realizar el calculó para la preparación de soluciones.
MATERIAL Y EQUIPO
5 matraz volumétrico de 25 mL
1 matraz volumétrico de 50mL
1 pipeta volumétrica de 10 mL
29
1 micro pipeta de 100 L
4 vasos de precipitados de 50 mL
1 Piseta, 1 espátula
1 agitador magnético
1 filtro de membrana de 45 m
1 pipeta volumétrica de 10mL
REACTIVOS
- tetraborato de sodio
- metanol
- hidróxido de sodio
- metilparabeno estándar
- propil-parabeno estándar
- Muestra Problema
PROCEDIMIENTO EXPERIMENTAL
Preparación de soluciones
1) Preparación del buffer de boratos 30 mM pH=9.2
Pesar 567.5mg de reactivo analítico de tetraborato de sodio (Na2B4O7), disolver con aproximadamente 40
mL de agua y ajustar el pH a 9.2 con HCl 0.1M y finalmente aforar a 50 mL con agua desionizada.
2) Preparación de la muestra problema
Pesar 250 mg de cada uno de los productos y disolverlos con solución mezcla de 17
mL metanol / 3 mL buffer de boratos (173, v/v) aforando a los siguientes volúmenes según la muestra:
a) Gel Folicure, aforo a 5 ml
b) Shampoo Loreal Kids y desodorante Obao, aforo a 10 ml
Filtrar con un filtro de membrana de 45 m cada solución problema antes de su inyección; las soluciones pueden
no quedar transparentes.
3) Mezcla de estándares. Preparar la solución stock de los parabenos de la siguiente manera
1. Pesar 50 mg de metilparabeno, solubilizar con 5 mL de metanol.
2. Pesar 50 mg de propilparabeno, solubilizar con 5 mL de metanol.
3. Aforar finalmente ambas soluciones en mezcla a 100 mL con agua.
4) Preparación de la curva de calibración
Se preparan los siguientes sistemas a partir de la solución estándar (stock) de parabenos (Tabla 1).
Tabla 1. Preparación de los sistemas para la curva de calibración
Sistemas 1 2 3 4 5
Muestra (ml) 0 0 0 0 0
Stock (mL) 0.5 1.0 2.0 3.0 4.0
Aforo (mL) 25 25 25 25 25
30
5) Obtención de los electroferogramas
1. Se coloca en el equipo apagado un cartucho con capilar de las siguientes especificaciones
LT 40 cm
LI 29.5 cm
75 m
LT (longitud total), LE (longitud efectiva) , (diámetro interno).
2. Encender el equipo de electroforesis capilar y esperar 5 minutos. Encender la computadora. Entrar en el programa:
- presione dos veces el icono P-ACE MDQ o KARAT, según sea el caso. - presione el icono relacionado al equipo, p.e. Instrument 1
3. Lavar el capilar abrir el archivo Lavado.met, e iniciar el proceso de lavado o bien desde la pantalla de control
directo; el lavado consiste en:
- Lavar con NaOH 0.1 M por 2 min. a 20 psi
- Lavar con agua desionizada por 2 min., a 20 psi.
- Equilibrar el capilar lavando con buffer de corrida (Boratos pH= 9.2) por 5 min.
4. Medición de las soluciones:
Abrir el archivo Paraben.met que se encuentra el directorio d:/selene/ y corrobore que tiene la siguiente
información:
- Lavado con buffer de corrida por 1 minuto a 20 psi
- Inyección de la muestra con presión por 5 seg a 0.5 psi
- Separación de la muestra por 10 minutos a 20 kV
- Longitud de onda 275 nm
- Temperatura del cartucho 25 C
5. Procedimiento para correr las muestras*
Se corre cada uno de los sistemas preparados, indicando con el sistema más diluido al más concentrado, anote en las
Tablas 2 y 3 los resultados obtenidos:
Tabla 2. Parámetros obtenidos para el pico del Metilparabeno
Sistema Conc. (g/ml) Tm (min) Área Altura
1
2
3
4
5
Muestra
* Nota Para el manejo del software, ver el anexo respectivo.
31
Tabla 3. Parámetros obtenidos para el pico del Propilparabeno
Sistema Conc. (g/ml) Tm (min) Área Altura
1
2
3
4
5
Muestra
Procedimiento de desecho de soluciones de trabajo: Todas las soluciones de parabenos pueden desecharse en la tarja, dejando correr suficiente agua.
INFORME DE TRABAJO
Debe de contener los siguientes puntos y ser presentado como un reporte de trabajo
1. Los objetivos particulares de la práctica y breve introducción al tema incluyendo propiedades antimicrobianas de los parabenos.
2. De acuerdo a los pka’s reportados para los parabenos, cual fue el orden de elusión en CZE de los compuestos a las condiciones del análisis. Justificar su respuesta.
3. Calcular el tm promedio para cada sustancia y su C.V. (%). 4. Calcular el numero de platos teóricos promedio para cada analito 5. Calcule la resolución entre los picos adyacentes
6. Grafica de la curva de calibración Area = f g/*ml del parabeno.
7. Grafica de la curva de calibración Altura = f g/*ml del parabeno. 8. Análisis de linealidad de la curva y las ecuaciones que siguen la respuesta, mencionado
cada uno en sus términos. 9. Calcular el contenido en mg de metilparabeno y propilparabeno para cada muestra
comercial. 10. Discutir a cerca del contenido de parabenos en las muestras comerciales y si esta
dentro de especificaciones.
DATOS
32
Metilparabeno Propilparabeno
PM(g/mol) 152.15 180.20
Pka´s 8.31 0.13 8.32 0.15
Estructura
BIBLIOGRAFÍA
Handbook ok pharmaceutical excipients. 30a edicion. Editado por Arthur H. Kibbe. AphA. USA, 2000.
L, Labat, et.al. Comparison of high-performance liquid chromatography and capillary zone electrophoresis for
the determination of parabens in a cosmetiuc product. Journal of pharmaceutical and biomedical analysis.
23(2000(763-769. France.
Rim Driouich, et.al. Separation and determination of haloperidol, parabens and some of their degradation
products by micellar electrokinetic chromatography. Journal of chromatography .903(2000)271-278. Japan
MANEJO DE RESIDUOS
Medir el pH de las soluciones sobrantes y si éste se encuentra entre 5 y 8 desechar a la
tarja con abundante agua, si no, adicionar cal para llevarlo a ese intervalo de pH y
poderlo desechar a la tarja.
REFERENCIAS
Harris, D. C., “Análisis Químico Cuantitativo”, 3ª ed., Iberoamericana, México, 1992
Skoog/ West, “Química Analítica”, editorial Mc Graw Hill
Valcárcel Cases M. y Gómez Hens A. Técnicas Analíticas de Separación. Reverté.
Barcelona, 1988.
33
http://www.observatoriodelasaludcardiorenal.es/herramientas_tablasPotasio.php
PRACTICA DEMOSTRATIVA DE ELECTROFORESIS CAPILAR DE
ZONA
Preparación de soluciones.
Buffer de boratos 30 mM
pH:9.2
567 mg de Na2B4O7 en un aforo de 50 ml
Disolver 250 mg de muestra en 17 ml de etanol/3 ml de buffer de boratos
El volumen de aforo depende de la muestra.
Filtrar con una membrana de
45μm cada solución problema.
Solución stock de parabenos: 50 mg de metilparabeno en 5
ml de metanol 50 mg de propilparabeno en
5 ml de metanol
Aforar a 100 ml
Se preparan los siguientes sistemas de acuerdo a la
tabla 1
Obtención de electroferogramas
Se coloca en el equipo apagado un cartucho con capilar
Encender el equipo de electroforesis
capilar
Lavar el capilar
Lavar con NaOH 0.1 M por 2 min Lavar con agua desionizada
Medición de las
soluciones
Se corre cada uno de los sistemas preparados
Procedimiento de desecho de soluciones de trabajo: Todas las soluciones de parabenos pueden desecharse en la tarja, dejando correr suficiente agua.
34
PRÁCTICA 8: TRATAMIENTO ESTADÍSTICO DE DATOS: Curva de Calibración
I. INTRODUCCIÓN
Las curvas de calibración son probablemente el método más empleado en el análisis cuantitativo
instrumental. Su obtención consiste en medir una propiedad analítica para una serie de
soluciones de composición conocida y preparadas en las mismas condiciones. Su representación
consiste en graficar la señal analítica o la respuesta del instrumento (P) en el eje de las ordenadas
(vertical o conocido como “y”) y las concentraciones (C) sobre el eje de las abscisas (horizontal
o conocido como “x”). Generalmente, la función P=f(C) es una relación lineal, de la que se
obtiene la recta de regresión, por el método de mínimos cuadrados, cuyo cálculo permite
obtener la mejor línea recta a través de los puntos de la gráfica de calibrado.
Las curvas de calibración se emplean para determinar la cantidad o concentración C desconocida
de un analito en una muestra, esto se realiza mediante la interpolación de su señal analítica,
obtenida en idénticas condiciones que los patrones.
II. OBJETIVOS
- Realizar una curva de calibración por triplicado para una misma especie química para que
con los datos de ella se efectúen los tratamientos estadísticos de repetibilidad, poder de
predicción y ajuste por mínimos cuadrados.
- Determinar la señal analítica de tres muestras problema con niveles de concentración
diferentes de un analito, y mediante la interpolación en una curva de calibración
determinar la concentración del analito de interés con sus respectivos intervalos de
confianza.
- Determinar los límites de detección y cuantificación del sistema mediante el tratamiento
estadístico de los datos de la curva de calibración obtenida por triplicado.
III. PREGUNTAS PREVIAS
1. ¿Cuál es la importancia de una curva de calibración en el análisis instrumental?
2. Mencionar los 3 requisitos matemáticos del Ajuste por Mínimos Cuadrados
3. Dar el significado de error típico, Sy/x
4. Definir los términos de homocedasticidad y heterocedasticidad.
35
IV. PARTE EXPERIMENTAL
MATERIAL (por equipo) SOLUCIONES SEGURIDAD
3 matraces volumétricos de 10 mL Sol. de H2SO4 0.1M
1 Pipeta volumétrica de:
0.5, 1, 3, 4 y 5 mL
2 pipetas volumétricas de 1 y 2 mL
Sol. patrón de KMnO4 0.00125 M
1 matraz volumétrico de 25 ml Solución problema de KMnO4
(desinfectante para acuarios)
Piseta con agua destilada
25 tubos de ensaye con capacidad
de más de 10 mL
Gradilla
Espectrofotómetro con celdas de
1cm de paso óptico
IV.1. PREPARACION DE SOLUCIÓN PROBLEMA
La solución problema se preparará tomando 1mL del frasco de desinfectante para acuarios y
aforar a 25 mL con agua destilada.
IV.2. PREPARACIÓN DE SISTEMAS PARA LA CURVA DE CALIBRACIÓN
Tabla 1 Preparación de los sistemas
SOLUCIONES/ SISTEMAS B 1 2 3 4 5
Sol. de H2SO4 0.1M (mL) 5 5 5 5 5 5
KMnO40.00125 M (mL) 0 0.5 1 2 3 4
Solución Problema (mL) 0 0 0 0 0 0
Aforo con agua destilada (mL) 10 10 10 10 10 10
Los sistemas se deben preparar por triplicado, incluyendo el sistema B
NOTAS
1. El sistema B se refiere al blanco reactivo
2. Cada solución se prepara en matraz aforado trasvasando a tubos de ensaye
debidamente etiquetados.
36
IV.3. CALIBRACIÓN DEL ESPECTROFOTÓMETRO
El procedimiento de calibración se realizará de acuerdo a las indicaciones del profesor
IV.4. DETERMINACIÓN DE (LONGITUD DE ONDA) ÓPTIMA
Con la solución del sistema 5 de KMnO4 se determina la (longitud de onda) óptima realizando
un gráfico conocido como espectro de Absorción (Absorbancia=f(), popularmente denominado
“barrido”). Consiste en variar la en el equipo de 600 a 400nm registrando el valor de
absorbancia a cada . Para cada cambio de se debe calibrar el equipo.
IV.5. DETERMINACIÓN DE ABSORCIÓN DE BLANCO REACTIVO
Se medirá la absorbancia (YB) de cada sistema blanco reactivo (preparado por triplicado)
realizando la medición contra blanco de agua destilada. Con los datos obtenidos se calculará su
desviación estándar (SB).
IV.6. OBTENCIÓN DE LA CURVA DE CALIBRACIÓN
Realizar la lectura de cada uno de los sistemas preparados (1 a 5), iniciando con el sistema más
diluido al más concentrado a la óptima obtenida.
IV.7. DETERMINACIÓN DE LA CONCENTRACIÓN DE PERMANGANATO EN LA
SOLUCIÓN PROBLEMA
Se prepararán 3 soluciones problema en 3 niveles de concentración diferentes, y se le
determinará la absorbancia a cada uno de ellos a la longitud de óptima determinada
Tabla 2 Preparación de los sistemas problema
SOLUCIONES/ SISTEMAS Pb1 Pb21 Pb3
Sol. de H2SO4 0.1M (mL) 5 5 5
Solución Problema (mL) 0.5 1.0 2
Aforo con agua destilada (mL) 10 10 10
Los sistemas se deben preparar por triplicado
NOTA. Cada sistema se prepara en matraz aforado trasvasando a tubos de ensaye debidamente
37
etiquetados.
V.-RESULTADOS
Tabla 3.-Determinación de la concentración real de cada sistema de la Curva de Calibración
Sistema Alícuota
(mL)
Volumen aforo
(mL)
Concentración
real (M)
1 1 10
2 2 10
3 3 10
4 4 10
5 5 10
6 6 10
Tabla 4.-Resultados experimentales del espectro de Absorción
nm 600 595 590 585 580 575 570 565 560 555 550 545
Absorbancia
nm 540 535 530 525 520 515 510 505 500 495 490 485
Absorbancia
nm 480 475 470 465 460 455 450 445 440 435 430 425
Absorbancia
nm 420 415 410 405 400
Absorbancia
Graficar estos resultados y determinar la longitud de onda óptima.
Tabla 5.-Determinación de desviación estándar para blanco reactivo
1 2 3
Amáx
(YB)
Des. Est. (SB)
Tabla 6.- Datos obtenidos para Curva de Calibración
38
Sistemas 1 2 3 4 5
Absorbancia 1
Absorbancia 2
Absorbancia 3
Absorbancia
promedio
Realizar el gráfico de A=f(C), en donde A es absorbancia y C es la concentración real
determinada en la tabla 1
Tabla 7.- Determinación de Concentración de los sistemas problema
Sistemas Pb1 Pb2 Pb3
Absorbancia 1
Absorbancia 2
Absorbancia 3
Absorbancia promedio
Concentración interpolada
(Yo)
PREGUNTAS DEL REPORTE
1. Graficar la curva de calibración ¿Se comportan los pares de medidas visualmente según una
línea recta? ¿Hay algún punto que presente algún comportamiento anómalo?
2. Obtener ecuación de la recta de regresión Amáx.
= b + m [MnO4-] y el coeficiente de
determinación, R2.
3. Estimar en cada caso las concentraciones de permanganato: . [MnO4
-]= (A
máx – b)/m
4. Estimar en cada caso los valores de los coeficientes absortividad molar del permanganato
(MnO4) a partir de los valores de Absorbancia y las concentraciones de MnO4- reales:
MnO4= (Amáx
– b)/ [MnO4-]real
5. Determinar la precisión del sistema mediante el cálculo de la desviación estándar relativa
(%RSD) de los valores de coeficientes de MnO4. (*)
6. Determinar el poder de predicción de la curva mediante el cálculo de la desviación
estándar relativa (%RSD) de la relación de concentraciones [MnO4-] estimada / [MnO4
-]
real. (*)
(*) En espectrofotometría estos valores de %RDS deben ser menores al 2%.
39
Plasmar los resultados, en una hoja de Excel, según la tabla siguiente:
Sistema [MnO4-
]real (M)
[MnO4-]estimada
(M)
[MnO4-]estimada
/ [MnO4-] real
MnO4
(cm-1
M-1
)
Amáx
1
1
1
2
2
2
3
3
3
4
4
4
5
5
5
6
6
6
Promedio
Des. Est.
% RSD
7. Hacer un gráfico en el que aparezcan los datos experimentales y la recta calculada
8. Determinar por mínimos cuadrados la ecuación de la recta:
2 2 t t n ns s y xb m= b( ) + m( )
9. Determinar si la curva es homocedástica mediante el cálculo y el análisis de los
residuales.
10. Calcular el error típico, Sy/x
11. Calcular el error aleatorio Sxo de cada muestra, sin y con réplicas. Concluir.
12. Determinar las concentraciones de las muestras problema con un intervalo de confianza
de 95%. Concluir.
13. Calcular los límites de detección (LOD) y cuantificación (LOQ).
40
Tabla de fórmulas estadísticas:
Pendiente
Ordenada al origen
Coeficiente de correlación
Error Típico
Desviación estándar de la
pendiente
Desviación estándar de la
ordenada al origen
Limites de Confianza de la
pendiente y la ordenada al
origen
Error aleatorio sin réplicas
Error aleatorio con réplicas
Límite de detección (LOD) y Límite de cuantificación (LOQ)
MANEJO DE RESIDUOS
Medir el pH de las soluciones sobrantes de K y si éste se encuentra entre 5 y 8 desechar
a la tarja con abundante agua, si no, adicionar cal para llevarlo a ese intervalo de pH y
poderlo desechar a la tarja.
Las soluciones sobrantes que contengan Cesio, deben almacenarse en un frasco de
residuos perfectamente etiquetado.
1/2
2 2
( )( )
( ) ( )
i i
i
i i
i i
x x y y
r
x x y y
2
/
ˆ( )
2
i i
y x
y yS
n
b y mx
2
( )( )
( )
i i
i
i
i
x x y y
mx x
/
2( )
y x
m
i
i
ss
x x
2
/ 2( )
i
ib y x
i
i
x
s sn x x
2n mm t s
3B BLOD y s
2n bb t s
2/ 0
22
( )1 1
( )o
y x
x
i
i
s y ys
m n m x x
2/ 0
22
( )1 1
( )o
y x
x
i
i
s y ys
m k n m x x
10B BLOQ y s
41
REFERENCIAS
Harris, D. C., “Análisis Químico Cuantitativo”, 3ª ed., Iberoamericana, México, 1992
Skoog/ West, “Química Analítica”, editorial Mc Graw Hill
Valcárcel Cases M. y Gómez Hens A. Técnicas Analíticas de Separación. Reverté.
Barcelona, 1988.
http://www.observatoriodelasaludcardiorenal.es/herramientas_tablasPotasio.php
R1: Los residuos que contengan KMnO4 se resguardaran perfectamente etiquetados para un tratamiento posterior.
CURVAS DE CALIBRACIÓN EN LOS MÉTODOS ANALÍTICOS
Preparación de soluciones.
Solución
problema
1 ml de desinfectante
y aforar a 25 ml
Sistemas de la curva de
calibración
Preparar para los sistemas de acuerdo a
la tabla 1
Los sistemas
se deben
hacer por
triplicado.
Determinación de
λ onda óptima
Calibración del espectrofotóme
tro.
Determinar la λ óptima del sistema 5
Barrido de 400 a 600 nm
Para cada cambio de λ se debe
calibrar el equipo
Se medirá la λ onda del blanco
reactivo
Como blanco se utilizara agua
Realizar la lectura de λ onda para cada sistema
de la curva de calibración
Determinación de KMnO4 en solución
problema
Se preparan 3 soluciones problemas de acuerdo a la tabla 2
Determinar la absorbancia de cada sistema de solución
problema a la λ óptima determinada.
R
1
42
PRÁCTICA 9: TRATAMIENTO DE MUESTRAS
PRECIPITACIÓN DE PROTEÍNAS EN QUESO INTRODUCCIÓN El queso puede ser un producto blando, semiduro, duro o extra duro, maduro o no maduro, y que puede estar recubierto; la proporción entre las proteínas de suero y la caseína no es superior a la leche. Puede definirse como un concentrado de fracción sólida de la leche constituido principalmente de caseína y grasas. La clasificación de los quesos se establece por el contenido de grasas, dureza origen, tipo de leche empleada en su elaboración, textura de la pasta, características de maduración, entre otros. A si lo constata la norma alimentaria internacional (Tabla 1). Tabla 1. Clasificación de los quesos con base al Codex Alimentarius.
Tipo Contenido de humedad, base
seca (%)
Características de maduración
Tipo Contenido de grasa (%)
Extraduro <51 Maduro Extragraso >60
Duro 49-56 Madurado por mohos
Graso 45-60
Semiduro 54-69 Fresco Semigraso 25-45
Blando >67 En salmuera Semidescremado Descremado
10-25 <10
Cuando se necesita analizar algún componente del queso, diferente a las caseínas, es vital el eliminarlas, debido a que forma una alta proporción del queso e interfieren para cualquier tipo de análisis. La caseína es una fosfoproteína con una alta hidrofobicidad y carga elevada, que permite mantenerla en solución; la carga se debe principalmente a la presencia de grupos fosfatos. Se encuentra presente en la leche y en algunos de sus derivados (productos fermentados como el yogur o el queso). Aproximadamente el 80% de las proteínas del queso están compuestas por Caseína αs1, Caseína αs2, Caseína β, Caseína κ. La propiedades de las caseínas se ven afectadas por modificación del pH, cuando se acidifica la leche a pH 4,6 las caseínas precipitan. Por ello, a la caseína también se le suele denominar proteína insoluble de la leche. Existen varios procesos que pueden ser utilizados para la eliminación de caseína en el queso: Precipitación isoeléctrica, acidificación química, acidificación biológica, hidrólisis enzimática, cromatografía de afinidad, de exclusión molecular, electroforesis, ultra centrifugación. A fin de poder determinar en qué proporción se han precipitado las caseínas, se necesita a la par de realizar la precipitación, cuantificar la cantidad de proteínas eliminadas. Para la cuantificación de proteínas se dispone de varios métodos bioquímicos colorimétricos o también métodos instrumentales analíticos como espectrofotometría UV/Vis o electroforesis capilar.
43
OBJETIVO: Eliminar el mayor porcentaje posible de proteína en una muestra de queso utilizando diferentes ácidos, como técnica precipitación ácida. OBJETIVOS PARTICULARES:
Entender la importancia de la composición de una muestra real y los pasos de
pre-tratamiento necesarios antes de poder obtener una solución que pueda ser
introducida a un instrumento analítico.
Evaluar el porcentaje de precipitación de proteínas que se obtiene al emplear
diferentes ácidos (agente desnaturalizante).
Determinar el porcentaje de proteínas removidas de tres tipos de queso de
diferente composición (dureza).
CUESTIONARIO PREVIO
1. Investigue la composición general de un queso panela, manchego y Oaxaca.
2. Investigue las propiedades fisicoquímicas y estructurales de las caseínas.
PARTE EXPERIMENTAL
EQUIPOS MATERIAL REACTIVOS
Balanza analítica Mortero de porcelana con pistilo
H2SO4 0.5 M
Agitador magnético Embudo y papel filtro de poro fino
Ácido tricloroacético grado reactivo
Centrifuga Matraz kitasato Acetonitrilo grado reactivo
pH-metro 3 vasos de precipitados de 100 mL
Hidróxido de sodio 0.1 M
Termómetro Tubos de vidrio de 25 mL
1 matraz volumétrico de 25mL
METODOLOGÍA EXPERIMENTAL A) Preparación de la muestra
1. Tomar una muestra de queso y formar una macilla uniforme empleado un mortero y un
pistilo. Recuerden que se hacen las tres muestras de queso por separado.
2. Pesar 5 g de macilla de queso y adicionar agua destilada (mL) y la solución de NaOH en
una porción (1:2:2) queso: agua destilada,solución NaOH.
3. Homogenizar la solución anterior por medio de una agitación magnética por 30 minutos.
44
4. Filtrar a vacio empleando papel filtro poro fino.
5. Colectar el sobrenadante y llevar a un aforo de 25mL
6. Medirle la absorbancia al sobrenadante (M1) a 280nm empleando celdas de cuarzo.
B) Precipitación de Proteínas
1. Adicionar 1 mL de ácido/disolvente a la fracción acuosa
Equipo 1: ácido tricloroacetico 15% p/v
Equipo 2: ácido sulfúrico 0.5M
Equipo 3: acetonitrilo
2. Agitar por 10 minutos empleando el agitador magnético.
3. Dejar reposar por 15min.
4. Trasvasar el sobrenadante a cuatro tubos de centrifuga.
5. Centrifugar por 10 minutos a la mayor velocidad (rpm).
6. Enfriar por 15 minutos en hielo.
7. Separar el sobrenadante de los cuatro tubos de centrifuga, colocarlo en un tubo de ensayo, y
rotularlo como Q1, Q2 o Q3.
C) Determinación de la cantidad de proteína remanente por espectrofotometría
1. Leer en un espectrofotómetro UV, a 280 nm, el sobrenadante rotulado como Q1, Q2 y Q3.
2. Determinar el porcentaje de proteína precipitada mediante la siguiente ecuación:
45
DIAGRAMA DE FLUJO
TRATAMIENTO DE
MUESTRA
Con un mortero y
pistilo formar una
macilla
5g de macilla de
queso se disuelven en
agua destilada 1:2
queso/agua
Homogenizar
solución por 30 min
con un agitador
magnético
Usando papel filtro
de poro fino, filtrar a
vacío
Adicionar 1 mL de
ATA al 15%
Agitar por 30
minutos con agitador
magnético
Dejar reposar por
una hora
Trasvasar a tubos de
centrifuga de teflón
una de 10 mL
Llevar a 4 oC por 15
minutos
Centrifugar por 10
minutos a 14000 rpm
Separar el sobrenadante y rotularlo como Q.
Tome por separado en tubos
de ensaye, 3 alícuotas de 1 ml de cada uno del
sobrenadante de los quesos (Q).
Rotúlelo cada uno como Q1p,Q2m, Q3c,
Cuantificación de las
proteínas
Toma de muestra de
queso
46
MANEJO DE RESIDUOS Los residuos producidos en esta práctica serán manejados conforme al tipo de reactivo. Los ácidos o bases se neutralizan y se eliminan en las tarjas con suficiente agua. Los solventes y mezclas de reactivos se guardaran en frascos perfectamente etiquetados que permitan conocer en todo momento que tipo de residuos son, quien los genero y en que practica. Los desechos sólidos se colocan en bolsas y depositan en los cestos de basura. FICHAS DE SEGURIDAD DE REACTIVOS
molécula Propiedades físicas Pictogramas y
Diamante msds
Precauciones
Ácido tricloroacético
Solido blanco
cristalino
Olor: picante
peso molecular:
163.39 g/mol
Punto de fusión
58 oC
Temperatura de
ebullición: 198oC
Densidad: 1.62
g/mL
Soluble: agua,
etanol, éter
Para el manejo de este
reactivo es necesario el uso
de mascarilla, guantes,
gafas protectoras y bata.
Incompatibilidad con
oxidantes fuertes,
reacciona violentamente
con bases fuertes, y
metales alcalinos como
sodio, potasio y calcio.
Hidróxido de sodio
Solido blanco
Punto de
ebullición:
1388oC
Punto de fusión:
318.4 oC
Densidad: 2.13
Solubilidad:
alcoholes, agua.
Solido
higroscópico
La disolución en agua se
forma una base fuerte que
reacciona violentamente
con ácidos y es corrosiva
con metales tales como:
aluminio, estaño, plomo y
cinc, formando gas
combustible. Reacciona
con sales de amonio
produciendo amoníaco,
originando peligro de
incendio. El contacto con
la humedad o con el agua
genera calor.
REFERENCIAS
Tesis Luis Toral año 2014.pdf. paginas consultadas 13-16,33,34.
file:///D:/Descargas/CXS_283s%20(1).pdf. (Codex Alimentarius(Normas
alimentarias internacionales).
