ANALISIS DE AGUAS

Métodos de MuestreoDeterminación de la Demanda Bioquímica de Oxígeno DBO5Determinación de la Demanda Bioquímica de Oxígeno DBO5, Método Respirométrico Determinación de la DQODeterminación de la Demanda Química de Oxígeno DQO, Método SimplificadoDeterminación de Sólidos Sedimentables SSDeterminación de los Sólidos Suspendidos Totales SSTDeterminación de Sólidos Disueltos Totales TDSDeterminación de Tensoactivos Aniónicos (Detergentes)Determinación de Aceites y GrasasDeterminación de Coliformes TotalesDeterminación de Coliformes FecalesDeterminación del pHDeterminación del ColorDeterminación de la Turbidez

INTERPRETACION DE ANALISIS DE SUELOS

Interpretación del Análisis del Sodio en Suelos

INTERPRETACION DE ANALISIS DE AGUAS

Interpretación de Análisis de Aguas: Parámetros AmbientalesInterpretación de Análisis de Aguas para Riego

ANALISIS DE NEMATODOS

Preparación de la Muestra (Extracción y Concentración por el método del tamizado)

CONTROL DE CALIDAD

Medición de la Actividad de la Poliacrilamida (PAM)Determinación de Acido Fosforoso en FosfitosDeterminación de Acido Fosforoso y Fosfitos en Material Vegetal

METODOS DE MUESTREO

Metodos de Muestreo FoliarMuestreo Foliar en ClavelMuestreo Foliar en Rosas

MONTAJE NUEVO LABORATORIO

Laboratorio del ITP

 

TOMA Y PRESERVACIÓN DE MUESTRAS

CÓDIGO GENERAL 001 Código  

1. INTRODUCCION

La recolección de las muestras depende de los procedimientos analíticos empleados y los objetivos del estudio.

El objetivo del muestreo es obtener una parte representativa del material bajo estudio (cuerpo de agua, efluente industrial, agua residual, etc.) para la cual se analizaran las variables fisicoquímicas de interés. El volumen del material captado se transporta hasta el lugar de almacenamiento (cuarto frío, refrigerador, nevera, etc.), para luego ser transferido al laboratorio para el respectivo análisis, momento en el cual la muestra debe conservar las características del material original. Para lograr el objetivo se requiere que la muestra conserve las concentraciones relativas de todos los componentes presentes en el material original y que no hayan ocurrido cambios significativos en su composición antes del análisis.

En algunos casos, el objetivo del muestreo es demostrar que se cumplen las normas especificadas por la legislación (resoluciones de las autoridades ambientales). Las muestras ingresan al laboratorio para determinaciones específicas, sin embargo, la responsabilidad de las condiciones y validez de las mismas debe ser asumida por las personas responsables del muestreo, de la conservación y el transporte de las muestras. Las técnicas de recolección y preservación de las muestras tienen una gran importancia, debido a la necesidad de verificar la precisión, exactitud y representatividad de los datos que resulten de los análisis.

2. TIPOS DE MUESTRAS

1. Muestra simple o puntual: Una muestra representa la composición del cuerpo de agua original para el lugar, tiempo y circunstancias particulares en las que se realizó su captación. Cuando la composición de una fuente es relativamente constante a través de un tiempo prolongado o a lo largo de distancias sustanciales en todas las direcciones, puede decirse que la muestra representa un intervalo de tiempo o un volumen más extensos. En tales circunstancias, un cuerpo de agua puede estar adecuadamente representado por muestras simples, como en el caso de algunas aguas de suministro, aguas superficiales, pocas veces, efluentes residuales.

Cuando se sabe que un cuerpo de agua varía con el tiempo, las muestras simples tomadas a intervalos de tiempo precisados, y analizadas por separado, deben registrar la extensión, frecuencia y duración de las variaciones. Es necesario escoger los intervalos de muestreo de acuerdo con la frecuencia esperada de los cambios, que puede variar desde tiempos tan cortos como 5 minutos hasta 1 hora o más. Las

variaciones estacionales en sistemas naturales pueden necesitar muestreos de varios meses. Cuando la composición de las fuentes varía en el espacio más que en el tiempo, se requiere tomar las muestras en los sitios apropiados.

2. Muestras compuestas: En la mayoría de los casos, el término "muestra compuesta" se refiere a una combinación de muestras sencillas o puntuales tomadas en el mismo sitio durante diferentes tiempos. Algunas veces el término "compuesta en tiempo (time-composite)" se usa para distinguir este tipo de muestras de otras. La mayor parte de las muestras compuestas en el tiempo se emplean para observar concentraciones promedio, usadas para calcular las respectivas cargas o la eficiencia de una planta de tratamiento de aguas residuales. El uso de muestras compuestas representa un ahorro sustancial en costo y esfuerzo del laboratorio comparativamente con el análisis por separado de un gran número de muestras y su consecuente cálculo de promedios.

Para estos propósitos, se considera estándar para la mayoría de determinaciones una muestra compuesta que representa un período de 24 h. Sin embargo, bajo otras circunstancias puede ser preferible una muestra compuesta que represente un cambio, o un menor lapso de tiempo, o un ciclo completo de una operación periódica. Para evaluar los efectos de descargas y operaciones variables o irregulares, tomar muestras compuestas que representen el periodo durante el cual ocurren tales descargas.

No se debe emplear muestras compuestas para la determinación de componentes o características sujetas a cambios significativos e inevitables durante el almacenamiento; sino hacer tales determinaciones en muestras individuales lo más pronto posible después de la toma y preferiblemente en el sitio de muestreo. Ejemplos de este tipo de determinaciones son: gases disueltos, cloro residual, sulfuros solubles, temperatura y pH. Los cambios en componentes como oxígeno o dióxido de carbono disueltos, pH, o temperatura, pueden producir cambios secundarios en determinados constituyentes inorgánicos tales como hierro, manganeso, alcalinidad, o dureza. Las muestras compuestas en el tiempo se pueden usar para determinar solamente los componentes que permanecen sin alteraciones bajo las condiciones de toma de muestra, preservación y almacenamiento.

Tomar porciones individuales del cuerpo de agua en estudio en botellas de boca ancha cada hora (en algunos casos cada media hora o incluso cada 5 min.) y mezclarlas al final del período de muestreo, o combinarlas en una sola botella al momento de tomarlas. Si las muestras van a ser preservadas, agregar previamente las respectivas sustancias a la botella, de tal manera que todas las porciones de la composición sean preservadas tan pronto como se recolectan. Algunas veces es necesario el análisis de muestras individuales.

Es deseable, y a menudo esencial, combinar las muestras individuales en volúmenes proporcionales al caudal. Para el análisis de aguas residuales y efluentes, por lo general es suficiente un volumen final de muestra de 2 a 3 L. Para este propósito existen muestreadores automáticos, que no deben ser empleados a menos que la muestra sea preservada; limpiar tales equipos y las botellas diariamente, para eliminar

el crecimiento biológico y cualquier otro depósito.

3. Muestras integradas: Para ciertos propósitos, es mejor analizar mezclas de muestras puntuales tomadas simultáneamente en diferentes puntos, o lo más cercanas posible. Un ejemplo de la necesidad de muestreo integrado ocurre en ríos o corrientes que varían en composición a lo ancho y profundo de su cauce. Para evaluar la composición promedio o la carga total, se usa una mezcla de muestras que representan varios puntos de la sección transversal, en proporción a sus flujos relativos. La necesidad de muestras integradas también se puede presentar si se propone un tratamiento combinado para varios efluentes residuales separados, cuya interacción puede tener un efecto significativo en la tratabilidad o en la composición. La predicción matemática puede ser inexacta o imposible, mientras que la evaluación de una muestra integrada puede dar información más útil.

Los lagos naturales y artificiales muestran variaciones de composición según la localización horizontal y la profundidad; sin embargo, estas son condiciones bajo las cuales las variaciones locales son más importantes mientras que los resultados promedio y totales no son especialmente útiles. En tales casos se deben examinar las muestras separadamente antes que integrarlas.

La preparación de muestras integradas requiere generalmente de equipos diseñados para tomar muestras de una profundidad determinada sin que se contaminen con la columna de agua superior. Generalmente se requiere conocer el volumen, movimiento, y composición de varias partes del cuerpo de agua a ser estudiado. La toma de muestras integradas es un proceso complicado y especializado que se debe describir adecuadamente en el plan de muestreo.

3. CONTROL Y VIGILANCIA DEL MUESTREO, PRESERVACIÓN Y ANÁLISIS

El proceso de control y vigilancia del muestreo, preservación y análisis (chain-of custody procedure) es esencial para asegurar la integridad de la muestra desde su recolección hasta el reporte de los resultados; incluye la actividad de seguir o monitorear las condiciones de toma de muestra, preservación, codificación, transporte y su posterior análisis. Este proceso es básico e importante para demostrar el control y confiabilidad de la muestra no sólo cuando hay un litigio involucrado, sino también para el control de rutina de las muestras. Se considera que una muestra está bajo la custodia de una persona si está bajo su posesión física individual, a su vista, y en un sitio seguro. Los siguientes procedimientos resumen los principales aspectos del control y vigilancia de las muestras.

1. Etiquetas. Para prevenir confusiones en la identificación de las muestras, pegar al frasco de muestra antes de o en el momento del muestreo, papel engomado o etiquetas adhesivas en las que se anote, con tinta a prueba de agua, por lo menos la siguiente información: número de muestra, nombre del recolector, fecha, hora y lugar de recolección, y preservación realizada.

1. Sellos. Para evitar o detectar adulteraciones de las muestras, sellar los recipientes con papel autoadhesivo, en los que se incluya por lo menos la siguiente información: número de muestra (idéntico al número en la etiqueta), nombre del recolector, fecha y

hora de muestreo; también son útiles los sellos de plástico encogible. Adherir el sello de tal manera que sea necesario romperlo para abrir el recipiente de la muestra, después de que el personal muestreador ceda la custodia o vigilancia.

1. Libro de campo. Registrar toda la información pertinente a observaciones de campo o del muestreo en un libro apropiado, en el que se incluya como mínimo lo siguiente: propósito del muestreo; localización de la estación de muestreo, o del punto de muestreo si se trata de un efluente industrial, en cuyo caso se debe anotar la dirección y el nombre del representante de la empresa; tipo de muestra y método de preservación si es aplicable. Si se trata de una muestra de aguas residuales, identificar el proceso que produce el efluente. Estipular también la posible composición de la muestra y las concentraciones; número y volumen de muestra tomados; descripción del punto y método de muestreo; fecha y hora de recolección; número(s) de identificación del (los) recolector(es) de la muestra; distribución y método de transporte de la muestra; referencias tales como mapas o fotografías del sitio de muestreo; observaciones y mediciones de campo; y firmas del personal responsable de las observaciones. Debido a que las situaciones de muestreo varían ampliamente, es esencial registrar la información suficiente de tal manera que se pueda reconstruir el evento del muestreo sin tener que confiar en la memoria de los encargados. Guardar el libro en un sitio seguro.

1. Registro del control y vigilancia de la muestra. Diligenciar el formato de control y vigilancia de cada una de las muestras o grupo de muestras, las cuales deben estar acompañadas de este formato; en él se incluye la siguiente información: número(s) de la(s) muestra(s); firma del recolector responsable; fecha, hora y sitio de muestreo; tipo de muestra; firmas del personal participante en el proceso de control, vigilancia y posesión de las muestras y las fechas correspondientes.

1. Formato de solicitud de análisis. La muestra debe llegar al laboratorio acompañada de una solicitud de análisis; el recolector completa la parte del formato correspondiente a la información de campo de acuerdo con la información anotada en el libro de campo. La parte del formato correspondiente al laboratorio la completa el personal del laboratorio, e incluye: nombre de la persona que recibe la muestra, número de muestra en el laboratorio, fecha de recepción, y las determinaciones a ser realizadas.

1. Entrega de la muestra en el laboratorio. Las muestras se deben entregar en el laboratorio lo más pronto que sea posible después del muestreo, en el transcurso de dos días como máximo; si el tiempo de almacenamiento y preservación es menor, debe planificarse el procedimiento para asegurar su entrega oportuna en el laboratorio. En caso de que las muestras sean enviadas por correo a través de una empresa responsable, se debe incluir el formato de la compañía transportadora dentro de la documentación del control y vigilancia de la muestra. La solicitud de análisis debe estar acompañada por el registro completo del proceso de control y vigilancia de la muestra. Entregar la muestra a la oficina de recepción en el laboratorio; el recepcionista a su vez debe firmar el formato de vigilancia y control, incluyendo la fecha y hora de entrega.

1. Recepción y registro de la muestra. En el laboratorio, el recepcionista inspecciona la condición y el sello de la muestra, compara la información de la etiqueta y el sello con el registro o formato del proceso de control y vigilancia, le asigna un número o código para su entrada al laboratorio, la registra en el libro del laboratorio, y la guarda en el cuarto o cabina de almacenamiento hasta que sea asignada a un analista.

Asignación de la muestra para análisis. El coordinador del laboratorio asigna la

muestra para su análisis. Una vez la muestra está en el laboratorio, el auditor y los analistas son responsables de su cuidado y vigilancia.

4. MÉTODOS DE MUESTREO

1. Muestreo manual: El muestreo manual requiere de un mínimo de equipo, pero para programas de muestreo a gran escala o de rutina puede ser excesivamente costoso y de manejo dispendioso.

2. Muestreo automático: Los equipos de muestreo automático pueden eliminar errores humanos, inherentes al muestreo manual, reducen los costos y permiten aumentar la frecuencia del muestreo. El muestreador no debe contaminar las muestras, es el caso de los recipientes plásticos incompatibles para almacenar muestras que contienen compuestos orgánicos y que solubilizan los componentes plásticos. En algunos casos un muestreador manual con recipiente de vidrio puede resultar más adecuado. Programar el muestreador automático de acuerdo con las especificaciones del mismo y las necesidades del muestreo, ajustar cuidadosamente las velocidades de la bomba y los tamaños de los tubos según el tipo de muestra a tomar.

5. RECIPIENTES PARA LAS MUESTRAS

Los recipientes para las muestras generalmente están hechos de plástico o de vidrio, y se utilizan de acuerdo con la naturaleza de la muestra y sus componentes. Los recipientes de vidrio son inconvenientes para muestras destinadas a ser analizadas por metales traza; el vidrio libera silicio y sodio, a su vez, pueden adsorber trazas de metales contenidas en la muestra. Por otra parte los recipientes de plástico -excepto los teflonados (politetrafluoroetileno, TFE)- deben descartarse para muestras que contengan compuestos orgánicos, estos materiales liberan sustancias del plástico (por ejemplo, ésteres de ftalato del plástico) y a su vez disuelven algunos compuestos orgánicos volátiles de la muestra. Las tapas de los envases, generalmente de plástico, también pueden ser un problema, por lo que se debe usar empaques o séptum de metal o TFE. Para situaciones críticas, es adecuada la inclusión de un blanco del recipiente para demostrar la ausencia de interferencias. Usar los de vidrio para todos los análisis de compuestos orgánicos volátiles, semivolátiles, plaguicidas, PCBs, aceites y grasas.

6. PRECAUCIONES GENERALES

Uno de los requerimientos básicos en el programa de muestreo es una manipulación ausente de procesos de deterioro o de contaminación antes de iniciar los análisis en el laboratorio; en el muestreo de aguas, antes de colectar la muestra es necesario purgar el recipiente dos o tres veces, a menos que contenga agentes preservativos. Dependiendo del tipo de determinación, el recipiente se llena completamente (esto para la mayoría de las determinaciones de compuestos orgánicos), o se deja un espacio para aireación o mezcla (por ejemplo en análisis microbiológicos); si el recipiente contiene preservativos no puede ser rebosado, lo cual ocasionaría una pérdida por dilución. Excepto cuando el muestreo tiene como objetivo el análisis de

compuestos orgánicos, se debe dejar un espacio de aire equivalente a aproximadamente 1% del volumen del recipiente, para permitir la expansión térmica durante su transporte.

Cuando las muestras colectadas contienen compuestos orgánicos o metales traza, se requieren precauciones especiales, debido a que muchos constituyentes están presentes en concentraciones de unos pocos microgramos por litro y se puede correr el riesgo de una pérdida total o parcial, si el muestreo no se ejecuta con los procedimientos precisos para la adecuada preservación.

Las muestras representativas se pueden obtener sólo colectando muestras compuestas en periodos de tiempo predeterminados o en diferentes puntos de muestreo; las condiciones de recolección varían con las localidades y no existen recomendaciones específicas que puedan ser aplicables en forma general. Algunas veces es más informativo analizar varias muestras en forma separada en lugar de obtener una muestra compuesta, ya que es posible aparentar su variabilidad, los máximos y los mínimos.

En términos generales, la muestra colectada debe asegurar que los resultados analíticos obtenidos representan la composición actual de la misma. Los siguientes factores afectan los resultados: presencia de material suspendido o turbidez, el método seleccionado para su remoción, los cambios fisicoquímicos en el almacenamiento o por aireación. Por consiguiente es necesario disponer de los procedimientos detallados (como filtración, sedimentación, etc.) a los que se van a someter las muestras antes de ser analizadas, especialmente si se trata de metales traza o compuestos orgánicos en concentraciones traza. En algunas determinaciones como los análisis para plomo, estos pueden ser invalidados por la contaminación que se puede presentar en tales procesos. Cada muestra debe ser tratada en forma individual, teniendo en cuenta las sustancias que se van a determinar, la cantidad y naturaleza de la turbidez presente, y cualquier otra condición que pueda influenciar los resultados.

La selección de la técnica para recolectar una muestra homogénea debe ser definida en el plan de muestreo. Generalmente, se separa cualquier cantidad significativa de material suspendido por decantación, centrifugación o un procedimiento de filtración adecuado. Para el análisis de metales la muestra puede ser filtrada o no, o ambas, si se requiere diferenciar el total de metales y los disueltos presentes en la matriz.

7. NUMERO DE MUESTRAS

Debido a las variaciones aleatorias tanto del procedimiento analítico como la presencia de un constituyente en el punto de muestreo, una muestra simple puede ser insuficiente para obtener el nivel deseado de incertidumbre. Si la desviación estándar de todo el proceso es conocida, el número de muestras requeridas puede ser calculado a través de la siguiente relación:

N>= (ts/U)^2

donde:

N = número de muestras,

t = prueba t de Student para un nivel de confiabilidad dado,

s = desviación estándar global, y

U = nivel aceptable de incertidumbre.

El cálculo del número de muestras se puede consultar en la Figura 1060:1, página 1-23, Standard Methods, 1995.

TABLA 1. RECOMENDACIONES PARA EL MUESTREO Y PRESERVACIÓN

DE MUESTRAS DE ACUERDO CON LAS MEDICIONES1

Determinación Recipiente2 Volumen mínimo de muestra, mL

Tipo de muestra3

Preservación4 Almacenamiento máximo recomendado5

Acidez P, V 100

s Refrigerar 14 d

Alcalinidad P, V 200

s Refrigerar 14 d

Boro P 100

s, c No requiere 6 meses

Bromuro P, V 100

s, c No requiere 28 d

Carbono orgánico, total

V 100

s, c Análisis inmediato; o refrigerar y agregar H3PO4 o H2SO4 hasta pH<2

28 d

Cianuro:

Total

P, V 500

s, c Agregar NaOH hasta pH>12, refrigerar en la oscuridad6

14 d7

Clorable P, V

500 s, c Agregar 100 mg

Na2S2O3/L 14 d7

Cloro, residual P, V 500

s Análisis inmediato

—

Clorofila P, V 500

s, c 30 d en la oscuridad

30 d

Cloruro P, V 50

s, c No requiere 28 d

Color P, V 500

s, c Refrigerar 48 h

Compuestos orgánicos:

         

Sustancias activas al azul de metileno

P, V 250

s, c Refrigerar 48 h

Plaguicidas V(S), tapón de TFE 1000

s, c Refrigerar; agregar 1000 mg ácido ascórbico/L si hay cloro residual

7 d hasta la extracción

Fenoles P, V

500 s, c Refrigerar;

agregar H2SO4

hasta pH<2

40 d después de extraer

Purgables por purga y trampa

V, tapón de TFE 2 40

s Refrigerar; agregar HCl hasta pH<2; agregar 1000 mg ácido ascórbico/L si hay cloro residual

14 d

Conductividad P, V 500

s, c Refrigerar 28 d

DBO P, V 1000

s Refrigerar 48 h

Dióxido de carbono

P, V 100

s Análisis inmediato

—

Dióxido de cloro P, V 500

s Análisis inmediato

—

DQO P, V 100

s, c Analizar lo más pronto posible, o agregar H2SO4

hasta pH<2; refrigerar

28 d

Dureza P, V 100

s, c Agregar HNO3

hasta pH<2 6 meses

Fluoruro P 300

s, c No requiere 28 d

Fosfato V(A) 100

s Para fosfato disuelto filtrar inmediatamente; refrigerar

48 h

Gas digestor de lodos

V, botella de gases —

  — —

Grasa y aceite V, boca ancha calibrado

1000 s, c Agregar HCl

hasta pH<2, refrigerar

28 d

Metales, general   500

s Filtrar8, agregar HNO3 hasta pH<2

6 meses

Cromo VI P (A), V(A)

300 s Refrigerar 24 h

Cobre, colorimetría

P (A), V(A)        

Mercurio P (A), V(A)

500 s, c Agregar HNO3

hasta pH<2, 4 C, refrigerar

28 d

Nitrógeno:          

Amoniaco P, V

500 s, c Analizar lo más

pronto posible, o agregar H2SO4

hasta pH<2; refrigerar

28 d

Nitrato P, V

100 s, c Analizar lo más

pronto posible o refrigerar

48 h (28 d para muestras cloradas)

Nitrato + nitrito

P, V 200

s, c Agregar H2SO4

hasta pH<2, refrigerar

28 d

Determinación Recipiente2 Volumen mínimo de muestra, mL

Tipo de muestra3

Preservación4 Almacenamiento máximo recomendado5

Nitrito P, V

100 s, c Analizar lo más

pronto posible o refrigerar

48 h

Orgánico, Kjeldahl

P, V 500

s, c Refrigerar; agregar H2SO4

hasta pH<2

28 d

Olor V 500

s Analizar lo más pronto posible; refrigerar

—

Oxígeno, disuelto: G, botella DBO 300

s    

Electrodo       Análisis

inmediato —

Winkler       La titulación

puede aplazarse después de la acidificación

8 h

Ozono V 1000

s Análisis inmediato

—

pH P, V 50

s Análisis inmediato

—

Sabor V 500

s Analizar lo más pronto posible; refrigerar

—

Salinidad V, sello de cera 240

s Análisis inmediato o usar sello de cera

—

Sílica P 200

s, c Refrigerar, no congelar

28 d

Sólidos P, V 200

s, c Refrigerar 2-7 d, ver protocolo

Sulfato P, V 100

s, c Refrigerar 28 d

Sulfuro P, V 100

s, c Refrigerar; agregar 4 gotas de acetato de zinc 2N/100 mL; agregar NaOH hasta pH>9

7 d

Temperatura P, V —

s Análisis inmediato

—

Turbidez P, V 100

s, c Analizar el mismo día; para más de 24 h guardar en

48 h

oscuridad, refrigerar

Yodo P, V 500

s, c Análisis inmediato

—

1 Para detalles adicionales ver el texto y los protocolos respectivos. Para las determinaciones no enumeradas, usar recipientes de vidrio o plástico; preferiblemente refrigerar durante el almacenamiento y analizar lo más pronto posible.

2 P = plástico (polietileno o equivalente); V = vidrio; V(A) o P(A) = enjuagado con HNO3 1+1; V(B) = vidrio, enjuagado con solventes orgánicos o secado en estufa.

3 s = simple o puntual; c = compuesta.

4 Refrigerar = almacenar a 4 C en ausencia de luz. La preservación de la muestra debe realizarse en el momento de la toma de muestra. Para muestras compuestas, cada alícuota debe preservarse en el momento de su recolección. Cuando el uso de un muestreador automático haga imposible la preservación de cada alícuota, las muestras deben mantenerse a 4 C hasta que se complete la composición.

5 Las muestras deben ser analizadas lo más pronto posible después de su recolección. Los tiempos listados son los periodos máximos que pueden transcurrir antes del análisis para considerarlo válido. Las muestras pueden dejarse por periodos más prolongados solo si su monitoreo en el laboratorio ha demostrado que la muestra en estudio es estable durante un mayor tiempo. Algunas muestras pueden no ser estables por el periodo máximo dado en la tabla. Si se envían las muestras por correo, deben cumplir con las regulaciones de transporte de materiales peligrosos (consultar EPA Methods...)

6 Si la muestra está clorada, consultar su pretratamiento en el protocolo o en Standard Methods.

7 El máximo tiempo de almacenamiento es de 24 h si está presente el sulfuro, el cual se puede detectar mediante papel con acetato de plomo antes de ajustar el pH; si el sulfuro está presente, puede removerse por adición de nitrato de cadmio en polvo hasta que se obtenga prueba negativa; después se filtra la muestra y se adiciona NaOH hasta pH 12.

8 Para metales disueltos las muestras deben filtrarse inmediatamente en el sitio de muestreo, antes de adicionar el ácido.

8. CANTIDAD DE MUESTRA

Para la mayoría de análisis físicos y químicos tomar 2 L de muestra. Para determinados análisis puede ser necesario un mayor volumen de muestra. Para pruebas químicas, bacteriológicas y microscópicas se deben tomar muestras por separado debido a que los métodos de recolección y manejo son diferentes. Colectar siempre un volumen de muestra suficiente en el recipiente adecuado que permita hacer las mediciones de acuerdo con los requerimientos de manejo, almacenamiento y preservación.

9. PRESERVACIÓN DE LA MUESTRA

Es prácticamente imposible la preservación completa e inequívoca de las muestras de aguas residuales domésticas e industriales y de aguas naturales. Independientemente de la naturaleza de la muestra, nunca puede lograrse la completa estabilidad de todos sus constituyentes; en el mejor de los casos, las técnicas de preservación solamente pueden retardar los cambios químicos y biológicos, que continúan inevitablemente después de que la muestra se retira de su fuente.

1. Naturaleza de los cambios en la muestra: Los cambios químicos son función de las condiciones físicas y suceden en la estructura de ciertos constituyentes. Los cationes metálicos pueden precipitarse como hidróxidos, formar complejos con otros constituyentes, e incluso algunos, tales como aluminio, cadmio, cromo, cobre, hierro, plomo, manganeso, plata y zinc, se pueden adsorber en las superficies de los recipientes (vidrio, plástico, cuarzo, etc.). Bajo determinadas condiciones oxidantes o reductoras, los iones pueden cambiar de estado de valencia; otros constituyentes se pueden disolver o volatilizar con el paso del tiempo.

Los cambios biológicos que tienen lugar en una muestra pueden cambiar la valencia de un elemento o radical; los constituyentes solubles pueden convertirse en materiales orgánicamente enlazados a las estructuras celulares; o la ruptura de las células puede liberar el material celular hacia la solución. Los ciclos del nitrógeno y del fósforo son ejemplos de la influencia biológica en la composición de la muestra. La actividad microbiológica puede ser responsable de cambios en el contenido de nitrato-nitrito-amonio, disminución de la concentración de fenoles y de la DBO, o de la reducción del sulfato a sulfuro.

2. Intervalo de tiempo entre la toma y el análisis de muestras: Los resultados analíticos son más exactos en la medida que el tiempo transcurrido entre la toma de la muestra y su análisis sea menor, hecho especialmente cierto cuando las concentraciones de los analitos están en el orden de g/L. Para evaluar ciertos constituyentes y parámetros físicos, se requiere su análisis inmediato en el campo. Para las muestras compuestas se registra el tiempo en el momento de finalizar la operación de composición. Los cambios provocados por el crecimiento de microorganismos se retardan por almacenamiento de la muestra en la oscuridad y a baja temperatura (<4 C pero sin congelar). Registrar el tiempo transcurrido hasta el momento del análisis de la muestra, y la técnica de preservación aplicada.

3. Técnicas de preservación: Los métodos de preservación incluyen las siguientes operaciones: control del pH, adición de reactivos, uso de botellas ámbar y opacas, refrigeración, filtración y congelamiento; y obran para: (a) retardar la acción biológica, (b) retardar la hidrólisis de los compuestos o complejos químicos, (c) reducir la volatilidad de los constituyentes, y (d) reducir los efectos de absorción.

Para minimizar la volatilización o biodegradación de los constituyentes, guardar la muestra a baja temperatura sin congelación. Antes del envío al laboratorio, es preferible empacar las muestras en hielo triturado o en sustitutos comerciales del hielo; evitar el uso de hielo seco debido a que puede alterar el pH de las muestras, además de que las congela y puede causar la ruptura de los recipientes de vidrio. Las muestras

compuestas deben mantenerse a 4 C, con hielo o un sistema de refrigeración, durante el período de composición. Analizar las muestras lo más pronto posible después de su llegada al laboratorio; si esto no es posible se recomienda, para la mayoría de muestras, almacenamiento a 4 C.

La adición de preservativos químicos sólo es aplicable cuando estos no interfieren con los análisis a realizarse, y deben agregarse previamente a la botella de muestra de tal manera que todas las porciones de muestra se preserven de inmediato. En ocasiones, cuando se hacen diferentes determinaciones en una muestra es necesario tomar diferentes porciones y preservarlas por separado, debido a que el método de preservación puede interferir con otra determinación. Todos los métodos de preservación pueden ser inadecuados cuando se aplican a la materia en suspensión. El formaldehído afecta la mayoría de análisis químicos y no debe usarse como preservativo.

En la Tabla 1 se dan los métodos de preservación recomendados para varios constituyentes; la estimación del volumen de muestra requerido para su análisis; el tipo de recipiente sugerido; y el tiempo máximo de almacenamiento recomendado para muestras preservadas en condiciones óptimas.

Sin embargo, es imposible dar las reglas absolutas para prevenir todos los cambios posibles; en cada protocolo de análisis de las variables fisicoquímicas se encuentra la información correspondiente. La confiabilidad de una determinación analítica se apoya en la experiencia y buen criterio de la persona que toma la muestra.

10. AFORO DE CAUDALES Y EFLUENTES

Una vez determinados el tipo de descarga y ubicación del sitio donde se va a realizar la caracterización, se diseña el plan de aforo y muestreo. En la determinación de caudales debe adoptarse la forma más práctica de aforar dependiendo del tipo de descarga que se tenga; si se hace necesario adecuar el sitio de muestreo, se deben dar las instrucciones para la implementación de la adecuación. Los factores que se han de tener en cuenta en el momento de seleccionar un sistema de medición son los siguientes:

Tipo de conducto y accesibilidad. El intervalo de medida debe cubrir con la mejor precisión posible, los caudales máximo

y mínimo previstos teóricamente. Si el punto de medida recoge aguas pluviales e interesa determinar su caudal, habrá que tener en cuenta la lluvia máxima registrada caída en la zona.

Economía de compra, instalación y servicio, así como de fácil puesta en marcha, comprobación y ajuste.

Posibilidad de recuperación una vez finalizada la serie de medidas, para su aplicación en otros puntos.

Debido a que los vertidos de aguas residuales se hacen por gravedad, el método seleccionado deberá producir la mínima pérdida posible de carga.

Distancia mínima a la que se encuentran todos aquellos servicios generales precisos para el funcionamiento de todos los aparatos de medida (aire a presión, corriente

eléctrica, etc.). Máxima sencillez de manejo y lectura. Características del agua residual a medir, y su influencia en el equipo (corrosión,

abrasión, ataque químico, taponamiento, etc.). Como norma general, todas las partes en contacto con el líquido deben estar

totalmente protegidas, y en aquellos casos en que se puedan desprender gases o vapores, los equipos y el personal se separan de su acción lo más lejos que sea posible, o bien se dotan con la protección adecuada.

En el caso de utilización de aparatos comerciales, se valorará la experiencia, garantía y servicio posventa del proveedor.

1. Medición volumétrica manual. La medición del caudal se realiza de forma manual utilizando un cronómetro y un recipiente aforado. El procedimiento a seguir es tomar un volumen de muestra cualquiera y medir el tiempo transcurrido desde que se introduce a la descarga hasta que se retira de ella; la relación de estos dos valores permite conocer el caudal en ese instante de tiempo. Se debe tener un especial cuidado en el momento de la toma de muestra y la medición del tiempo, ya que es un proceso simultáneo donde el tiempo comienza a tomarse en el preciso instante que el recipiente se introduce a la descarga y se detiene en el momento en que se retira de ella. Siendo Q = caudal en L/s, V = volumen en L, y t = tiempo en s, el caudal se calcula como:

Q = V / t

Este método tiene la ventaja de ser el más sencillo y confiable, siempre y cuando el lugar donde se realice el aforo garantice que al recipiente llegue todo el volumen de agua que sale por la descarga. Entre sus desventajas se cuenta que la mayoría de veces es necesario adecuar el sitio de aforo y toma de muestras para evitar pérdida de muestra en el momento de aforar; también se deben evitar represamientos que permitan la acumulación de sólidos y grasas.

2. Medición en canales abiertos. El vertedero es un canal en el cual se coloca una represa cuyo rebosadero puede adoptar distintas formas; el líquido represado alcanzará distintas alturas en función del caudal, relacionadas por ecuaciones dependientes del tipo de vertedero, que puede ser rectangular, triangular o trapezoidal. Las ventajas de este tipo de vertederos radican en su fácil construcción, bajo costo, y buen rango de precisión en líquidos que no contengan sólidos.

Cuando la cabeza sobre un vertedero triangular es menor de 10 cm hay posibilidad de que se formen vacíos, por lo tanto no se recomienda su uso. En los vertederos hay que tener especial cuidado debido a que estos al represar el agua van acumulando sólidos y sustancias como grasas que interfieren en la calidad del agua y, en la representatividad de la muestra.

3. Medición por velocidad. Las canaletas se usan más comúnmente en canales abiertos donde:

o La rata de flujo no pueda medirse adecuadamente por un vertedero.

o Haya una significante cantidad de partículas y otros materiales que podrían llenar un vertedero.

o La capacidad de la cabeza hidráulica sea insuficiente para utilizar el vertedero. o La velocidad de flujo de una canaleta puede ser establecida tal que, sedimentos

y otros sólidos pueden ser lavados a través de ella. o La instalación de una canaleta puede ser relativamente más cara que un

vertedero.

El diseño típico de una canaleta debe incluir lo siguiente: las secciones rectas del canal deben estar corriente arriba de la entrada de la canaleta, el flujo debe ser bien distribuido a través del canal, la velocidad corriente arriba del canal debe ser menor que la velocidad crítica, y la canaleta no debe estar sumergida y debe tener una descarga libre aguas abajo.

10.3.1. Tubo Venturi.

Este medidor es una especie de tubo venturi abierto, que dispone de una garganta que produce una elevación de nivel en función del caudal. Está formado por una sección de entrada de paredes verticales convergentes y fondo a nivel, una garganta o estrechamiento de paredes paralelas y fondo descendente, y una sección de salida con paredes divergentes y fondo ascendente. Los canales se definen por el ancho de la garganta; la canaleta debe ser construida rigurosamente con las dimensiones dadas, o de lo contrario su relación cabeza-descarga de agua residual es inválida.

Para la determinación del caudal se precisa de la medición de la altura del líquido, que se puede realizar de forma instantánea con sólo una medida de altura. Sin embargo, existen diferentes tipos de instrumentos que permiten llevar a cabo esta medición de forma continua, permitiendo determinar el caudal diario de una forma precisa, pudiendo acoplar esto a un indicador de registro gráfico que se encarga de almacenar toda esta información. En las canaletas se pueden acoplar diferentes tipos de sensores que permiten registrar otro tipo de parámetros diferentes al caudal, como son pH y temperatura.

El caudal se calcula como:

Q = 4 W Han

donde:

Q = Caudal, pies cúbicos / segundo,

Ha = altura del agua sobre la garganta, en pies,

W = ancho de la canaleta en la sección de la garganta, y

n = 1,522 W0,026.

o El tubo venturi tiene como ventajas: es autolavable, tiene una pérdida de cabeza relativamente baja, el aumento de velocidad en la garganta impide la sedimentación de partículas, tiene la habilidad de operar de forma aproximada sobre un intervalo amplio de descarga, tiene resistencia a los productos químicos ya que se puede construir de diferentes materiales, y en el caso de instalaciones permanentes se puede construir en concreto vaciado. Su principal desventaja es que para la construcción se precisa de la adecuación de un sitio de descarga, dado que debe poseer una inclinación que permita la formación de un flujo crítico en la garganta, y los costos de construcción van a depender de las características de la descarga, dado que estas influyen en el tipo de material de construcción como de las dimensiones en el diseño.

1. Otras técnicas de medición. Existen equipos de medición electromagnética o por ultrasonido, que pueden ser consultados en la bibliografía.

9. QUÍMICO RESPONSABLE

Elaboración del Protocolo: Laboratorio de Química Ambiental Ideam

Montaje de la Técnica: Laboratorio de Química Ambiental Ideam

10. FECHAS

Elaboración del Protocolo: julio de 1997

Montaje de la Técnica:

Calibración:

Revisión:julio de 1997

11. REFERENCIAS

Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater. American Public Health Association, American Water Works Association, Water Pollution Control Federation. 19 ed., New York, 1995

Methods for Chemical Analysis of Water and Wastes. United States Environmental Protection Agency. Cincinnati, 1983.

12. BIBLIOGRAFÍA

RODIER, J. Análisis de Aguas: aguas naturales, aguas residuales, agua de mar. Omega, Barcelona, 1981.

SAWYER, C.; McCARTY, P. Chemistry for Environmental Engineering. McGraw Hill, New York, 1996

ASOCIACION NACIONAL DE INDUSTRIALES. Manual de Caracterización de Aguas

Residuales. ANDI, Medellín, 1997

GARAY, J., PANIZZO, L., LESMES, L.,RAMIREZ, G., SANCHEZ, J. Manual de Técnicas Analíticas de Parámetros Físico-químicos y Contaminantes Marinos. Tercera edición. Centro de Investigaciones Oceanográficas e Hidrográficas. Cartagena, 1993

DEMANDA BIOQUÍMICA DE OXÍGENO METODO TRADICIONALDBO 5-días

CÓDIGO GENERAL

007 Código  

1. SUMARIO Y APLICACIONES

1. La demanda bioquímica de oxígeno (DBO) es una prueba usada para la determinación de los requerimientos de oxígeno para la degradación bioquímica de la materia orgánica en las aguas municipales, industriales y en general residuales; su aplicación permite calcular los efectos de las descargas de los efluentes domésticos e industriales sobre la calidad de las aguas de los cuerpos receptores. Los datos de la prueba de la DBO se utilizan en ingeniería para diseñar las plantas de tratamiento de aguas residuales.

2. La prueba de la DBO es un procedimiento experimental, tipo bioensayo, que mide el oxígeno requerido por los organismos en sus procesos metabólicos al consumir la materia orgánica presente en las aguas residuales o naturales. Las condiciones estándar del ensayo incluyen incubación en la oscuridad a 20ºC por un tiempo determinado, generalmente cinco días. Las condiciones naturales de temperatura, población biológica, movimiento del agua, luz solar y la concentración de oxígeno no pueden ser reproducidas en el laboratorio. Los resultados obtenidos deben tomar en cuenta los factores anteriores para lograr una adecuada interpretación.

3. Las muestras de agua residual o una dilución conveniente de las mismas, se incuban por cinco días a 20ºC en la oscuridad. La disminución de la concentración de oxígeno disuelto (OD), medida por el método Winkler o una modificación del mismo, durante el periodo de incubación, produce una medida de la DBO.

2. LIMITACIONES E INTERFERENCIAS

1. Existen numerosos factores que afectan la prueba de la DBO, entre ellos la relación de la materia orgánica soluble a la materia orgánica suspendida,

los sólidos sedimentables, los flotables, la presencia de hierro en su forma oxidada o reducida, la presencia de compuestos azufrados y las aguas no bien mezcladas. Al momento no existe una forma de corregir o ajustar los efectos de estos factores.

2. DBO carbonácea contra nitrogenácea. La oxidación de las formas reducidas del nitrógeno como amoniaco y nitrógeno orgánico, mediada por los microorganismos, ejercen una demanda nitrogenácea, que ha sido considerada como una interferencia en la prueba; sin embargo, esta puede ser eliminada con la adición de inhibidores químicos. Cuando se inhiba la demanda nitrogenácea de oxígeno, reportar los resultados como demanda bioquímica de oxígeno carbonácea (DBOC5); cuando no se inhiba, reportar los resultados como DBO5.

1. Requerimientos de dilución. Si el agua de dilución es de baja calidad, su DBO aparecerá como DBO de la muestra, efecto que será amplificado por el factor de dilución, y el resultado tendrá una desviación positiva. El método de análisis debe incluir agua de dilución de verificación y agua de dilución como blanco para establecer su calidad, mediante la medición del consumo de oxígeno con una mezcla orgánica conocida, generalmente glucosa y ácido glutámico. La fuente del agua de dilución puede ser: destilada a partir del agua de grifo, o agua libre de sustancias orgánicas biodegradables o bioinhibitorias tales como cloro o metales pesados. El agua destilada puede contener amoniaco o compuestos orgánicos volátiles; el agua desionizada también puede estar contaminada con compuestos orgánicos solubles lixiviados del lecho de la resina; el uso de destiladores con conductos o accesorios de cobre en las líneas de agua destilada pueden producir agua con cantidades excesivas de cobre, que actúa como biocida.

3. TOMA Y PRESERVACIÓN DE MUESTRAS

1. Las muestras para determinación de la DBO se deben analizar con prontitud; si no es posible, refrigerarlas a una temperatura cercana al punto de congelación, ya que se pueden degradar durante el almacenamiento, dando como resultado valores bajos. Sin embargo, es necesario mantenerlas el mínimo tiempo posible en almacenamiento, incluso si se llevan a bajas temperaturas. Antes del análisis calentarlas a 20ºC.

1. Muestras simples. Si el análisis se emprende en el intervalo de 2 h después de la reco-lección no es necesario refrigerarlas; de lo contrario, guardar la muestra a 4ºC o menos; reportar junto con los resultados el tiempo y la temperatura de almacenamiento. Bajo ningún concepto iniciar el análisis después de 24 h de haber tomado la muestra; las muestras empleadas en la evaluación de las tasas retributivas o en otros instrumentos normativos, deben ser analizadas antes de que transcurran 6 h a partir del momento de la toma.

2. Muestras compuestas. Mantener las muestras a 4ºC o menos durante el proceso de composición, que se debe limitar a 24 h. Aplicar los mismos criterios que para las muestras sencillas, contando el tiempo transcurrido desde el final del período de composición. Especificar el tiempo y las

condiciones de almacenamiento como parte de los resultados.

4. APARATOS

1. Botellas de incubación para la DBO, de 250 a 300 mL de capacidad. Lavarlas con detergente, enjuagarlas varias veces, y escurrirlas antes de su uso. Para evitar la entrada de aire en la botella de dilución durante la incubación, se debe utilizar un sello de agua, que se puede lograr satisfactoriamente invirtiendo las botellas en un baño de agua o adicionando agua en el reborde cóncavo de la boca de las botellas especiales para la DBO. Colocar una copa de papel o plástica o un capuchón metálico sobre la boca de la botella para reducir la evaporación del sello de agua durante la incubación.

2. Incubadora de aire o baño de agua, controlada termostáticamente a 20 1ºC; excluir cualquier fuente luminosa para eliminar el proceso de producción fotosintética de OD.

5. REACTIVOS

1. Solución tampón de fosfato: Disolver 8,5 g de KH2PO4, 21,75 g de K2HPO4, 33,4 g de Na2HPO4

.7H2O, y 1,7 g de NH4Cl en aproximadamente 500 mL de agua destilada y diluir a 1 L. El pH debe ser 7,2 sin posteriores ajustes. Si se presenta alguna señal de crecimiento biológico, descartar este o cualquiera de los otros reactivos.

2. Solución de sulfato de magnesio: Disolver 22,5 g de MgSO4.7H2O en agua

destilada y diluir a 1 L. 3. Solución de cloruro de calcio: Disolver 27,5 g de CaCl2 en agua destilada y

diluir a 1L. 4. Solución de cloruro férrico: Disolver 0,25g de FeCl3.6H2O en agua destilada,

diluir a 1L 5. Soluciones ácida y alcalina, 1 N, para neutralización de muestras cáusticas

o ácidas.

1) Acido. A un volumen apropiado de agua destilada agregar muy lentamente y mientras se agita, 28 mL de ácido sulfúrico concentrado; diluir a 1 L.

2) Alcali. Disolver 40 g de hidróxido de sodio en agua destilada y diluir a 1 L.

6. Solución de sulfito de sodio: Disolver 1,575 g de Na2SO3 en 1000 mL de agua destilada. Esta solución no es estable y se debe preparar diariamente.

7. Inhibidor de nitrificación: 2-cloro-6-(triclorometil)piridina. 8. Solución de glucosa-ácido glutámico: Secar a 103ºC por 1 h glucosa y ácido

glutámico grado reactivo. Disolver 150 mg de glucosa y 150 mg de ácido glutámico en agua destilada y diluir a 1 L. Preparar inmediatamente antes de su uso.

9. Solución de cloruro de amonio: Disolver 1,15 g de NH4Cl en 500 mL de

agua destilada, ajustar el pH a 7,2 con solución de NaOH, y diluir a 1 L. La solución contiene 0,3 mg de N/mL.

6. PROCEDIMIENTO

1. Preparación del agua de dilución. Colocar la cantidad de agua necesaria en una botella y agregar por cada litro, 1 mL de cada una de las siguientes soluciones: tampón fosfato, MgSO4, CaCl2, y FeCl3. El agua de dilución se puede inocular como se describe en 6.4; chequear y guardar como se describe en 6.2 y 6.3, de tal manera que siempre se tenga disponible.

Llevar el agua de dilución a una temperatura de 20ºC antes de su uso; saturarla con OD por agitación en una botella parcialmente llena, por burbujeo de aire filtrado libre de materia orgánica, o guardarla en botellas lo suficientemente grandes con tapón de algodón, para permitir su saturación. Emplear material de vidrio bien limpio para proteger la calidad del agua.

Verificación del agua de dilución. Aplicar este procedimiento como una forma de verificación básica de la calidad del agua de dilución.

Si el agua consume más de 0,2 mg de oxígeno/L se debe mejorar su purificación o emplear agua de otra fuente; si se usa el procedimiento de inhibición de la nitrificación, el agua de dilución inolculada, se debe guardar en un sitio oscuro a temperatura ambiente hasta que el consumo de oxígeno se reduzca lo suficiente para cumplir el criterio de verificación. Confirmar la calidad del agua de dilución almacenada que está en uso, pero no agregar semilla para mejorar su calidad. El almacenamiento no es recomendable cuando se va a determinar la DBO sin inhibición de nitrificación, ya que los organismos nitrificantes se pueden desarrollar en este período. Revisar el agua de dilución para determinar la concentración de amonio, y si es suficiente después del almacenamiento; de lo contrario, agregar solución de cloruro de amonio para asegurar un total de 0,45 mg de amonio como nitrógeno/L. Si el agua de dilución no ha sido almacenada para mejorar su calidad, agregar la cantidad suficiente de semilla para producir un consumo de OD de 0,05 a 0,1 mg/L en cinco días a 20ºC. Llenar una botella de DBO con agua de dilución, determinar el OD inicial, incubar a 20ºC por 5 días y determinar el OD final como se describe en 6.8 y 6.10. El OD consumido en este lapso no debe ser mayor de 0,2 mg/L y preferiblemente menor de 0,1 mg/L.

Chequeo con glucosa-ácido glutámico. Debido a que la prueba de la DBO es un bioensayo, sus resultados pueden estar muy influenciados por la presencia de sustancias tóxicas o por el uso de semillas de mala calidad. Muchas veces el agua destilada puede estar contaminada con cobre, o algunos inóculos de aguas residuales pueden ser relativamente inactivos, y si se emplean tales aguas o inóculos siempre se van a obtener bajos resultados. Controlar periódicamente la calidad del agua de dilución, la efectividad de las semillas y la técnica analítica, por mediciones de la DBO para compuestos orgánicos puros y muestras con adiciones conocidas. En

general, para determinaciones de la DBO que no requieran una semilla adaptada, usar como solución estándar de chequeo una mezcla de 150 mg de glucosa/L y 150 mg de ácido glutámico/L. La glucosa tiene una velocidad de oxidación excepcionalmente alta y variable, pero cuando es empleada con ácido glutámico se estabiliza, y es similar a la obtenida con aguas residuales municipales. Si un agua residual contiene un constituyente mayoritario identificable, que contribuye a la DBO, usar este compuesto en remplazo de la mezcla de glucosa-ácido glutámico.

Determinar la DBO5 a 20ºC de una dilución al 2% de la solución estándar de chequeo glucosa-ácido glutámico mediante las técnicas descritas en los numerales 6.4 a 6.10. Evaluar los datos como se describe en la sección de Precisión.

Inoculación.

1. Origen de las semillas o inóculo. Es necesario que en la muestra esté presente una población de microorganismos capaces de oxidar la materia orgánica biodegradable. Las aguas residuales domésticas no cloradas, los efluentes no desinfectados de plantas de tratamiento biológico, y las aguas superficiales que reciben descargas residuales contienen poblaciones satisfactorias de microorganismos. Algunas muestras no contienen una población microbiana suficiente (por ejemplo, efluentes industriales sin tratamiento, aguas desinfectadas, efluentes con elevada temperatura o con valores extremos de pH), por tanto deben inocularse por adición de una población adecuada de microorganismos. La semilla o inóculo preferible es el efluente de un sistema de tratamiento biológico, en su defecto, el sobrenadante de aguas residuales domésticas después de dejarlas decantar a temperatura ambiente por lo menos 1 h pero no más de 36 h. Cuando se emplee el efluente de un proceso de tratamiento biológico, se recomienda aplicar el procedimiento de inhibición de la nitrificación.

Algunas muestras pueden contener materiales no degradables a las tasas normales de trabajo de los microorganismos; inocular tales muestras con una población microbiana adaptada, obtenida a partir de efluentes sin desinfectar de un proceso de tratamiento biológico de aguas residuales. También se puede obtener la semilla en el cuerpo de agua receptor del vertimiento, preferiblemente de 3 a 8 Km después del punto de descarga. Cuando no se disponga de ninguna de dichas fuentes del inóculo, desarrollar en el laboratorio una semilla adaptada, por aireamiento continuo de una muestra clarificada de agua residual doméstica y adición de pequeños incrementos diarios de aguas residuales. Para obtener la población microbiana inicial, usar una suspensión de suelo, un lodo activado, o una preparación a partir de semilla comercial. Ensayar el rendimiento de la semilla haciendo pruebas de la DBO en las muestras hasta obtener una población satisfactoria. Si los valores de la DBO aumentan con el tiempo hasta un valor constante, se consideran como un

indicio de la adaptación sucesiva de la semilla o inóculo.

1. Control de inóculos. Determinar la DBO del material inoculante como si se tratara de una muestra. De este valor y del conocimiento del dato del agua de dilución determinar el OD consumido. Hacer las diluciones necesarias hasta obtener una disminución de por lo menos el 50% del OD. La gráfica de la disminución de OD expresada en miligramos por litro contra los mililitros de inóculo, origina una recta cuya pendiente debe interpretarse como la disminución de OD por mililitro de inóculo. La intercepción de la recta con el eje de los valores de reducción del OD representa la disminución del oxígeno provocada por el agua de dilución, valor que debe ser inferior a 0,1 mg/L (ver 6.8). Con el objeto de corregir el valor de OD consumido por una muestra, se debe restar a éste el consumido por el inóculo. El consumo de OD del agua de dilución más el inóculo puede estar en el intervalo de 0,6 a 1,0 mg/L. En el numeral 6.6 se describen las técnicas para adición de material inoculante al agua de dilución, para dos métodos de dilución de muestras.

Blanco de agua de dilución. Con el objeto de verificar la calidad del agua de dilución sin inóculo y la limpieza de los materiales, usar una porción de la misma y llevarla junto con las muestras a través de todo el procedimiento. El OD consumido por el agua de dilución debe ser menor de 0,2 mg/L y preferiblemente no mayor de 0,1 mg/L.

Pretratamiento de la muestra.

1. Muestras con alcalinidad cáustica o acidez. Neutralizar las muestras a pH entre 6,5 y 7,5 con una solución de ácido sulfúrico (H2SO4) o hidróxido de sodio (NaOH) de concentración tal que la cantidad de reactivo no diluya la muestra en más de 0,5%. La menor dilución de muestra no debe afectar el pH dado por el agua de dilución inoculada.

2. Muestras con compuestos residuales de cloro. Evitar las muestras que contengan cloro residual; tomarlas antes del proceso de cloración; si la muestra ha sido clorada pero no presenta cloro residual detectable, inocular el agua de dilución; si hay cloro residual, declorar la muestra e inocular el agua de dilución (ver 6.7). No ensayar las muestras que han sido decloradas, sin inocular el agua de dilución. En algunas muestras, el cloro se elimina si se dejan 1 o 2 h a la luz, lo cual puede suceder durante el transporte y manejo de la muestra. Para muestras en las cuales el cloro residual no se disipa en un tiempo razonablemente corto, eliminar el cloro residual por adición de solución de Na2SO3. El volumen de Na2SO3

requerido se determina en una porción de 100 a 1 000 mL de la muestra, previamente neutralizada, por la adición de 10 mL de ácido acético 1 + 1 o H2SO4 1 + 50, 10 mL de solución de yoduro de potasio (10 g KI/100 mL), por cada 1000 mL de muestra; el volumen resultante se titula con solución de Na2SO3 hasta su punto final, determinado por el indicador almidón-yodo. Se agrega a la muestra neutralizada, el volumen relativo de solución de Na2SO3

determinado, se mezcla bien y se deja en reposo cerca de 10 a 20 minutos. Ensayar la muestra para determinar el cloro residual. (NOTA: Un exceso de Na2SO3 en la muestra, consume oxígeno y reacciona con ciertas cloraminas orgánicas que pueden estar presentes en muestras tratadas).

3. Muestras contaminadas con sustancias tóxicas. Las muestras de aguas residuales provenientes de industrias, por ejemplo electroquímicas, contienen metales tóxicos. Estas muestras requieren de estudios especiales y deben ser tratadas antes de medirles la DBO.

4. Muestras sobresaturadas con OD. En muestras procedentes de aguas muy frías o de aguas en que la producción primaria es alta, los valores de OD a 20ºC suelen ser mayores de 9 mg de OD/L. Para prevenir pérdidas de oxígeno durante la incubación, llevar la temperatura de la muestra a 20ºC en una botella parcialmente llena, mientras se sacude fuertemente o se burbujea aire comprimido filtrado y limpio.

5. Ajuste de temperatura de la muestra. Llevar las muestras a 20 1ºC antes de hacer las diluciones.

6. Inhibición de la nitrificación. A las muestras contenidas en botellas de 300 mL se agregan 3 mg de 2-cloro-6-(triclorometil)-piridina (TCMP) o se puede agregar directamente al agua de dilución para lograr una concentración final de aproximadamente 10 mg de TCMP/L. (NOTA: Es posible que la TCMP se disuelva lentamente y permanezca flotando en la superficie de la muestra; algunas formulaciones comerciales se disuelven más fácilmente pero no son 100% puras, por lo que se debe ajustar la dosificación). Las muestras que requieren el procedimiento de inhibición de la nitrificación incluyen: efluentes tratados biológicamente, muestras inoculadas con efluentes tratados biológicamente, y aguas de río, pero no se limitan necesariamente a estas. En el reporte de los resultados registrar el uso del procedimiento de inhibición de la nitrificación.

Técnica de dilución. Los resultados más acertados se obtienen con diluciones de muestra en las que los valores de OD residual son por lo menos 1 mg/L y un consumo de OD de por lo menos 2 mg/L después de los 5 días de incubación. La experiencia con muestras de diferente origen permiten optimizar el número de diluciones requeridas; la correlación de la DQO con la DBO puede constituir una guía efectiva para la selección de las diluciones más convenientes. Si no se dispone de esta metodología, se pueden emplear las diluciones de 0,0 a 1,0 % para efluentes líquidos industriales, 1 a 5 % para efluentes industriales no tratados y decantados, 5 a 25 % para efluentes con tratamiento secundario o biológico, y 25 a 100 % para corrientes contaminadas.

Las diluciones se efectúan en probetas y luego se transfieren a las botellas de DBO, o se preparan directamente en las botellas. Cualquiera de los dos métodos de dilución puede combinarse con cualquier técnica para medición de OD. El número de botellas a ser preparadas para cada dilución depende de la técnica de análisis del OD y del número de réplicas deseadas. Cuando sea necesaria la inoculación, agregar la semilla directamente al agua de dilución o a cada probeta o botella de DBO antes de la dilución. La inoculación en las probetas evita la disminución de la relación

semilla:muestra cuando se hace un incremento en las diluciones.

1. Diluciones preparadas en probeta. Si se emplea el método modificado de la azida para la medición de OD, transvasar cuidadosamente el agua de dilución -inoculada si es necesario-, hasta llenar la mitad de una probeta de 1 a 2 L de capacidad por medio de sifón para evitar la entrada de aire. Agregar la cantidad deseada de muestra cuidadosamente mezclada y diluir al nivel apropiado con agua de dilución; mezclar bien con una varilla tipo émbolo y evitar la entrada de aire. Trasvasar la dilución a dos botellas de DBO por medio de sifón. Determinar el OD inicial en una de estas botellas. Tapar herméticamente la segunda botella, con sello de agua, e incubar por 5 d a 20ºC. Si se determina el OD por el método de electrodo de membrana, transvasar la mezcla de dilución a una botella DBO por medio de sifón. Determinar el OD inicial en esta botella, descartar el residuo y llenar nuevamente la botella con la muestra diluida. Tapar herméticamente la botella, con sello de agua, e incubar por 5 d a 20ºC.

2. Diluciones preparadas directamente en botellas DBO. Con una pipeta de boca ancha agregar el volumen de muestra deseado a diferentes botellas para DBO de volumen conocido. Agregar, a cada botella o al agua de dilución, las cantidades apropiadas de semilla; llenar las botellas con suficiente agua de dilución, inoculada si es necesario, de tal manera que al insertar el tapón se desplace todo el aire, sin dejar burbujas. Para diluciones mayores de 1:100 hacer una dilución preliminar en una probeta antes de hacer la dilución final. Preparar dos botellas de cada dilución cuando se empleen los métodos yodométricos de volumetría para la medición del OD; determinar el OD inicial en una de las dos botellas, tapar herméticamente la segunda botella, con sello de agua, e incubar por 5 d a 20ºC. Si se emplea el método de electrodo de membrana para la medición de OD, preparar solamente una botella de DBO por cada dilución; determinar el OD inicial en esta botella y remplazar cualquier contenido desplazado con agua de dilución para llenar la botella. Tapar herméticamente, con sello de agua, e incubar por 5 d a 20ºC. Enjuagar el electrodo de OD entre determinaciones para prevenir la contaminación cruzada de las muestras.

Determinación del OD inicial. Si la muestra contiene sustancias que reaccionan fácilmente con el OD, es necesario determinar el OD antes de llenar la botella de DBO con la muestra diluida. Si el consumo de OD inicial es insignificante, el período entre la preparación de la dilución y la medida del OD inicial no es crítico. Emplear el método modificado de la azida (método yodométrico) o el método de electrodo de membrana, para determinar el OD inicial en todas las muestras diluidas, testigos y, si se considera necesario, en los controles de semilla.

Incubación. Incubar a 20 1ºC las botellas que contienen las diluciones, los controles de semilla, los blancos de agua de dilución y los patrones de glucosa-ácido glutámico. Hacer un sello de agua como se describe en 6.7.

Determinación del OD final. Determinar el OD en las muestras diluidas, los blancos y los patrones después de 5 días de incubación como se describe en 6.8.

7. CÁLCULOS

1. Cuando el agua de dilución no ha sido inoculada:

DBO5, mg/lt = (D1-D2)/P

2. Cuando el agua de dilución ha sido inoculada:

DB)5, mg/lt = {(D1-D2)-(B1-B2)*f }/P

donde:

D1 = OD de la muestra diluida inmediatamente después de la preparación, mg/L,

D2 = OD de la muestra diluida después de 5 d de incubación a 20ºC, mg/L,

P = fracción volumétrica decimal de la muestra empleada,

B1 = OD del control de semilla antes de la incubación, mg/L (sección 6.1.4),

B2 = OD del control de semilla después de la incubación, mg/L (sección 6.1.4), y

f= proporción de semilla en la muestra diluida a la semilla en el control de semilla

= (% de semilla en la muestra diluida)/(% de semilla en el control de semilla).

3. Si el material inoculante se agrega directamente a la muestra o a las botellas de control:

f=(volumen de semilla en la muestra diluida)/(volumen de semilla en el control de semilla)

4. Si se ha inhibido la nitrificación, reportar los resultados como DBO5.

1. Los resultados obtenidos para las diferentes diluciones pueden ser promediados si se cumple con los requisitos de valores de OD residual de mínimo 1 mg/L y un consumo de OD de por lo menos 2 mg/L. Este promedio se puede hacer si no hay evidencia de toxicidad en las muestras

menos diluidas o de alguna alteración detectable.

2. En estos cálculos no se hace corrección por el OD consumido por el blanco de agua de dilución durante la incubación. Esta corrección no es necesaria si el agua de dilución cumple el criterio de blanco estipulado en el procedimiento. Si el agua de dilución no cumple este criterio, la corrección es difícil y los resultados serán cuestionables.

8. PRECISIÓN

1. No existe un procedimiento aceptable para establecer la precisión y exactitud de la prueba de la DBO. El control de glucosa-ácido glutámico prescrito está proyectado como un punto de referencia para la evaluación de la calidad del agua de dilución, la efectividad de la semilla, y la técnica analítica.

2. Ochenta y seis analistas, pertenecientes a 58 laboratorios analizaron muestras de aguas naturales dosificadas con incrementos exactos de compuestos orgánicos, con valores promedios de DBO de 2,1 y 175 mg/L; su desviación estándar fué de 0,7 y 26 mg/L, respectivamente.

3. Las pruebas realizadas en un laboratorio con una solución de glucosa-ácido glutámico de 300 mg/L, produjeron los siguientes resultados:

Número de meses: 14

Número de triplicados: 421

Promedio recuperado mensualmente: 204 mg/L

Desviación estándar promedio mensual: 10,4 mg/L

4. Los estudios estadísticos de precisión y exactitud de las determinaciones de la DBO, realizados en ejercicios de intercalibración que involucraron de 2 a 112 laboratorios, con diferentes analistas y semillas, en muestras sintéticas que contenían glucosa y ácido glutámico en proporción 1:1 en el intervalo de concentraciones de 3,3 a 231 mg/L, proporcionaron el promedio, X, y la desviación estándar, S, a través de las ecuaciones de regresión correspondientes:

X = 0,658 (nivel agregado, mg/l) + 0,280 mg/L

S = 0,100 (nivel agregado, mg/l) + 0,547 mg/L

Para el estándar primario de 300 mg/L, el promedio de DBO 5-d fue de 198 mg/L con una desviación estándar de 30,5 mg/L.

5. Valores límites de control: Debido a la gran variedad de factores que afectan las pruebas de la DBO en los estudios multilaboratorios y la consecuente disparidad en los resultados, se recomienda como valor límite de control para laboratorios individuales una desviación estándar ( 1S), la

determinada en las pruebas interlaboratorios. Para cada laboratorio, establecer los valores límites de control efectuando un mínimo de 25 análisis de glucosa-ácido glutámico (ver 6.3) en un período de algunas semanas o meses y calcular la media y la desviación estándar. Emplear como valor límite de control para futuros chequeos de glucosa-ácido glutámico la media 3 desviaciones estándar; comparar los valores calculados para los ensayos de un solo laboratorio, presentados anteriormente, con los resultados interlaboratorios. Reevaluar los valores límites de control si estos se ubican fuera del intervalo de 198 30,5 e investigar el origen del problema. Si la DBO medida para un patrón de glucosa-ácido glutámico está fuera del intervalo aceptado, rechazar las pruebas hechas con tales semilla y agua de dilución.

4. Iintervalo de trabajo: es igual a la diferencia entre el máximo OD inicial (7 a 9 mg/L) y el mínimo OD residual de 1 mg/L multiplicado por el factor de dilución. Un límite de detección más bajo de 2 mg/L se establece para una disminución del OD mínima de 2 mg/L.

9. QUÍMICO RESPONSABLE

Elaboración del Protocolo: Laboratorio de Química Ambiental

Estandarización de la Técnica: Laboratorio de Química Ambiental

10. FECHAS

Elaboración del Protocolo: julio 1997

Montaje de la Técnica:

Calibración:

Revisión:julio de 1997

11. REFERENCIAS

Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater. American Public Health Association, American Water Works Association, Water Pollution Control Federation. 19 ed., New York, 1995. pp 5-2 a 5-12.

Methods for Chemical Analysis of Water and Wastes. United States Environmental Protection Agency. Cincinnati, 1983.

12. BIBLIOGRAFÍA

RODIER, J. Análisis de Aguas: aguas naturales, aguas residuales, agua de mar. Omega, Barcelona, 1981.

SAWYER, C.; McCARTY, P. Chemistry for Environmental Engineering. McGraw

Hill, New York, 1996

GARAY, J., PANIZZO, L., LESMES, L., RAMIREZ, G., SANCHEZ, J. Manual de Técnicas Analíticas de Parámetros Físico-químicos y Contaminantes Marinos. Tercera edición. Centro de Investigaciones Oceanográficas e Hidrográficas. Cartagena, 1993

Dr. Calderón Laboratorios Ltda.Avda 13 No. 87-81 Tel/Fax 6222687, 6224985, 6225567, 2578443 Apartado Aéreo 24888 Bogotá, D.C., Colombia - South Americawww.drcalderonlabs.com E-Mail acaldero@cable.net.co

DETERMINACION DE LA DEMANDA BIOQUIMICA DE OXIGENO DBO5 METODO RESPIROMETRICO

Por: Felipe Calderón Sáenz y Margarita Pavlova.Bogotá, Enero 15 de 2001; Rev. Enero31/2001; Rev. Septiembre 22 de 2004; Oct 21 de 2005; Mayo 9 de 2007

Dr. Calderón Laboratorios.www.drcalderonlabs.com

INTRODUCCION

Los siguientes métodos aunque son válidos en cualquier tiempo y lugar se hacen en la ciudad de Bogotá Colombia, ubicada a 2540 metros sobre el nivel del Mar y una Presión barométrica de 560 mm Hg. Estas condiciones afectan la disponibilidad de oxígeno disuelto disuelto en el agua y por consiguiente las condiciones en las cuales se realiza la prueba de la Demanda Bioquímica de Oxígeno en 5 días DBO5.

ANTECEDENTES

Desde principios de los años de 1900s se han utilizado varios metodos para determinar el índice de respiración de bacterias para evaluar la capacidad de una población bacteriana de quitar sustancias de las aguas residuales (tratabilidad, o biodegradabilidad) y para

determinar el efecto de las sustancias en las bacterias (inhibición o toxicidad).

La tentativa más antigua para utilizar la absorción directa para medir la demanda del oxígeno de las aguas residuales fue hecha por Adney en 1890. El desarrolló un tipo de aparato manométrico de presión constante en el cual él observaba el índice de la absorción del oxígeno por el agua contaminada. A una presión constante, la disminución del volumen, debido a la absorción del oxígeno fue observada por la distancia que una columna del agua sube un un tubo vertical, graduado, en forma de "u" que conectaba dos recipientes, uno llenado parcialmente de la muestra, y el otro que contenía un volumen igual de agua. El aparato entero fue colocado a una temperatura constante en un baño de agua, y agitado periódicamente para mantener un exceso del oxígeno disuelto en la muestra. Aunque Adney encontró que este método era exacto, él concluyó que no era conveniente para el trabajo rutinario.

Rideal y Burgess (1909) utilizaron el aparato, pero lo encontraron insatisfactorio debido a los escapes que se producían en el curso de la agitación. Sugirieron que el método de la dilución, con la incubación de las botellas cerradas con la medida del oxígeno disuelto tanto antes como después de la incubación por un método modificado de Winkler era más exacto. Este método fue el precursor de la prueba estándar BOD5. Sierp (1928) y otros revivieron y modificaron el aparato de aireación directa de Adney "para reducir el dispendioso trabajo del método de la dilución y para producir lecturas rápidas, directas y frecuentes".

El respirometro de Warburg (1926) usado extensivamente por Don Bloodgood en la universidad de Purdue y por H. Huekelekian en la universidad de Rutgers fué una modificación del " manómetro de sangre-gas" desarrollado por Haldane y Barcroft (1902). El trabajo pionero de Sawyer, de Nichols y de Rohlich (1939) en el estudio y el desarrollo de las curvas de la utilización del oxígeno en lodos activados, fue hecho usando los dispositivos manométricos que ellos desarrollaron para satisfacer su necesidad de utilizar muestras más grandes y de sistemas mas herméticos - Estos sistemas, sin embargo, requerían la adición manual de aire atmosférico para suplir el oxígeno. Analistas expertos eran necesarios para funcionar y vigilar visualmente las lecturas del manómetro. La interpretación era aburrida y dispendiosa ya que no existian aparatos automatizados para la manipulación de los datos.

John W. Clark en la universidad de estado de nuevo Méjico a fines de los años 50 desarrolló y reportó un dispositivo en el cual el oxígeno fue generado por una pila electrolítica, que también funcionó como un manómetro, asociado a un reactor cerrado. Cuando el dispositivo es accionado por la reducción de la presión en el recipiente de la prueba

causado por el retiro químico del CO2 generado por la respiración bacteriana, el oxígeno fue producido por una corriente controlada de corriente continua. El valor integrado de la corriente proporcionó una indicación del oxígeno consumido. Una de las primeras aplicaciones de aparato Voith-Sapromat (desarrollado por Popel en 1964) fue un procedimiento manual para evaluar el efecto de varios deshechos en degradación de la peptona. Liebmann y Offhaus también colaboraron en procedimientos para determinar la DBO5 y la toxicidad de algunos elementos en el agua.

BOTELLA RESPIROMETRICA DE DR. CALDERON LABORATORIOS LTDA.

FUNDAMENTOS

El Método Respirométrico, para la determinación de la DBO5 se basa en medir el consumo de oxígeno, o la producción de CO2, en una Botella Respirométrica. Este objetivo se logra entre otras formas (Método Manométrico) midiendo la variación de la presión en la botella, mediante un manómetro lo suficientemente sensible. Otros métodos respirométricos propiamente dichos miden la producción de CO2 u otros gases como Metano, Anhídrido Sulfhídrico, etc. dentro de la botella.

En el Método Clásico, para la determinación de la DBO5, se calcula la diferencia entre el Oxígeno Disuelto en la muestra o en una dilución de la misma, entre el día 0 y el día 5. Este método tiene muchas limitaciones, siendo una de las principales la pequeña cantidad de oxígeno disponible en la muestra. Usualmente unos 10 mg/lt a nivel

del mar, y menos de 7 mg/Lt a nivel de Bogotá (2540 m.s.n.m.). Si tenemos en cuenta que la muestra deberá terminar la prueba con al menos 1 mg/Lt, (algunas normas especifican terminar con al menos 2 mg/Lt) se observa que el oxígeno total disponible para la prueba será alrededor de 5 mg/Lt. En el supuesto caso de que se trabajase con Botellas de 0.5 Lt de capacidad, la cantidad absoluta de oxígeno disponible sería de tan solo 2.5 mg. En la mayoría de los Laboratorios usualmente se trabaja con Botellas de 300 ml., lo cual disminuye aun mas la cantidad de oxígeno disponible para la prueba. Esta pequeña cantidad a determinar hace que pequeños errores en la manipulación de la prueba produzcan grandes diferencias (errores) en el resultado.

En el método Respirométrico, trabajando con botellas de 1 lt de capacidad, llenas con medio litro de muestra o dilución de muestra, se cuenta hasta con 125 mg de Oxígeno, contenidos en el aire presente en la cámara superior de la botella. Y se puede contar aun con mayor cantidad de oxígeno en caso de trabajar con volúmenes inferiores de muestra. En este caso, el oxígeno disuelto, fuere cual fuere su contenido inicial en la muestra (exceptuando muestras altamente sobresaturadas) no tiene casi incidencia en el resultado. Por lo general esta por debajo de 2.5 mg frente a los 125 mg presentes en la cámara superior. Esto es un error máximo del 2 %.

ABSORCION DEL CO2

En el método llamado método manométrico, se mide el vacío creado por el consumo de oxígeno causado por la muestra.

Para que el método basado en la medición manométrica del vacío causado en la botella funcione adecuadamente es necesario absorber el CO2 formado de alguna manera. De lo contrario no habría cambio de presión en las botellas ya que el volúmen de CO2 producido podría ser igual o casi igual al volúmen de Oxígeno consumido.

La absorción del CO2 puede hacerse de varias maneras. 1. Adecuando el poder buffer de la solución en ensayo para absorber la totalidad del CO2, en forma de Bicarbonato disuelto en el líquido y 2. Absorbiendo el CO2 mediante algún hidróxido alcalino en un recipiente apropiado en contacto con la fase gaseosa de la botella.

En el presente artículo analizaremos ambas opciones aunque en principio consideramos que adecuar el poder buffer de la solución de ensayo es especialmente adecuado para la determinación de la Demanda Bioquímica de Oxígeno en 5 días en aguas y el método de absorber el CO2 en un recipiente con reactivos especiales insertos en la botella respirométrica es mas adecuado para la determinación de la respiración en muestras sólidas como suelos, deshechos orgánicos, lodos secos etc.

CAPACIDAD DE ABSORCION DE CO2 DEL SISTEMA DIFOSFATO-MONOFOSFATO

La cantidad de CO2 producida en el método respirométrico, al igual que la cantidad de oxígeno consumida, es relativamente mas grande que la producida en el método clásico. Esto requiere entonces de una adecuación del poder buffer de la solución de ensayo. Para adecuar el poder buffer de la solución de ensayo a las nuevas condiciones es necesario conocer la capacidad de absorción del CO2 del sistema Difosfato-Monofosfato dentro del rango de pH permisible o compatible con un crecimiento adecuado de los microorganismos presentes en la muestra en ensayo.

Como base teórica para la absorción del CO2 dentro del sistema tenemos la siguiente ecuación:

Na2HPO4 + CO2 + H2O -------------> NaHCO3 + NaH2PO4 (1)

De acuerdo con la anterior reacción 142 mg de Fosfato Disódico anhidro absorberían 44 mg de CO2

La anterior reacción es reversible y a medida que procede hacia la derecha se va reduciendo el pH del medio de tal manera que esta misma condición paraliza el desarrollo de la reacción en un punto intermedio de la transformación del Fosfato Disódico en Fosfato Monosódico. Creemos que no todo el Fosfato Disódico logra transformase en Fosfato Monosódico. Para saber que tanto CO2 logra capturar una solución de Fosfato Disódico se llevó a cabo el siguiente experimento:

Se preparó una solución de Fosfato Monosódico (NaH2PO4.H2O) de 2 gr/Lt. Se tituló con NaOH 0.1 N hasta viraje incipiente de la Fenolftaleina (Aproximadamente pH = 8.5-9.0). En este punto la solución se saturó con CO2 permitiendo así que se desarrolle la reacción (1) en la mayor extensión posible. Acto seguido se expulsó el CO2 libre mediante agitación y barrido con aire. Después se tituló en reversa con NaOH 0.1 N nuevamente hasta viraje incipiente de la fenolftaleina.

Se considera que la cantidad de CO2 fijado por el sistema es directamente proporcional a la cantidad de NaOH consumida en la segunda titulación.

Los datos del ensayo fueron los siguientes:

Titulación del Fosfato Monosódico

Alícuota de solución de Fosfato Monosódico = 25 mlCantidad de NaOH 0.1 N usado en la titulación inicial = 3.65 ml Esta

cantidad coincide casi exactamente con la cantidad teórica necesaria para la transformación de todo el Fosfato Monosódico en Fosfato Disódico según la ecuación siguiente:

NaH2PO4 + NaOH -------------------> Na2HPO4 + H2O

Fijación de CO2

Alícuota de solución de Fosfato Monosódico = 50 mlCantidad de NaOH 0.1 N usado en la titulación inicial = 7.2 mlSaturación con CO2 y eliminación del Sobrante con Aire.Titulación en reversa con NaOH 0.1 N = 4.5 ml

De acuerdo con la ecuación:NaOH + CO2 --------> NaHCO340 gr de NaOH neutralizan 44 gr de CO2

Entonces 4.5 ml de NaOH 0.1 N neutralizarán 4.5 x 4 x 44/40 = 19.8 mg de CO2

Lo cual quiere decir que los 100 mg de Fosfato Monosódico (50 ml de solución de NaH2PO4.H2O de 2 gr/lt) utilizados, equivalentes a 87 mg de Fosfato Monosódico Anhidro y transformados en 102.9 mg de Fosfato Disódico anhidro tienen capacidad para absorber 19.8 mg de CO2 transformándolo en Bicarbonato de Sodio.

Al comparar el resultado teórico según la ecuación (1) con la cantidad resultante de este último ensayo se hace evidente que no todo el Fosfato disódico utilizado inicialmente logra transformarse en Fosfato Monosódico. En consecuencia, la cantidad de Fosfato Disódico que se debe utilizar como Buffer en la prueba respirométrica deberá ser de como mínimo de 102.9 mg por cada 19.8 mg de CO2

Si en una botella de 1 Lt de capacidad con medio litro de muestra y con disponibilidad de 125 mg de Oxígeno se espera una producción de 171.8 mg de CO2 se aconseja agregar 892.8 mg de Fosfato Disódico anhidro en calidad de buffer. (En la práctica agregar 1.000 gr) Nota: Esta cantidad de Fosfato en la práctica es cerca de 40 veces mas grande a la que se utiliza con el mátodo tradicional.

ABSORCION DEL CO2 EN RECIPIENTE APARTE INSERTO EN LA BOTELLA CON HIDROXIDO DE SODIO

Esta forma de absorber los gases tambien funciona adecuadamente y consiste en colocar en la cámara de aire encima del líquido, un recipiente perforado, en el cual se coloca hidroxido de sodio como material absorbente para el CO2. Este material absorbe rápidamente el CO2 producido. Se ha observado que la botella requiere algo de

agitación para la adecuada y rápida absorción del CO2. De lo contrario la difusión del CO2 desde la parte inferior de la botella hacia el recipiente de absorción puede resultar demasiado lenta. Para la Absorción se debe tener en cuenta la siguiente ecuación:

2 NaOH + CO2 -----------> Na2CO3 + H2O

así quie 80 gr de NaOH absorberán 44 gr de CO2

Para una botella respirométrica de 1105 ml de capacidad, llena de CO2 puro a 20 °C, se requieren1.105x0.8878x80/44 = 1.784 gr de NaOH y para una Botella normal con medio litro de muestra, suponiendo que se agotara completamente el oxígeno de la cámara y que se generan 125 x 44/32 = 171.8 mg de CO2 se requieren171.8 x 80/44 = 312 mg de NaOH. En la práctica se recomienda colocar 1 gr de NaOH.

RESUMEN DEL METODO

Para Botellas de 1 lt en las cuales Alícuota mas Agua de Dilución = 500 ml, el Oxígeno disponible en la Botella a la altura de Bogotá se calcula como sigue:

Densidad del aire a 20 °C = 0.8878 gr/lt. = 1.2931 x 273/293X560/760Contenido de Oxígeno en el aire = 21 % volumétrico.Peso del Aire disponible en la Botella = 0.44388 gr.Contenido de Oxígeno disponible en la botella = aproximadamente igual a 103 mg de O2 puro.Para Botellas de 500 ml llenas hasta 250 ml, la disponibilidad de Oxígeno será aproximadamente de 51.5 mg.

De acuerdo con lo anterior, se podrá entonces tomar la siguiente alícuota dependiendo de la DBO5 esperada:

1. Tomar una alícuota de muestra según la DBO5 esperada así:

DBO5 esperada

Bot 1000Bot 500

mg/ltmáximo

Alícuota/Aforamientoml/ml

Alícuota/Aforamientoml/ml

32000 3/500 1.5/250

16000 6/500 3/250

8000 12/500 6/250

4000 25/500 12/250

2000 50/500 25/250

1000 100/500 50/250

500 200/500 100/250

250 400/500 200/250

100 400/800 200/400

50 800/800 400/400

2. Colocarla en la probeta de aforamiento y agregarle agua destilada saturada de Oxígeno hasta un volúmen cercano a los 400 ml. El Oxígeno presente en el agua de dilución deberá ser tenido en cuenta en los cálculos finales ya que a grandes diluciones su valor alcanaza a ser muy significativo.3. Agregarle 10 ml de Solución A (Solución Tampón de Fosfato Modificada 2X).4. Agregarle 0.5 ml (10 gotas) de la Solución B (Sulfato de Magnesio).5. Agregarle 0.5 ml (10 gotas) de la Solución C (Cloruro de Calcio). 6. Agregarle 0.05 ml (1 gota) de la Solución D (Cloruro Férrico 10X).7. Agregarle 0.5 ml (10 gotas) de Solución Semilla Inóculo de Agua Residual Urbana Fresca.8. Completar a 500 ml con agua destilada y transferir a la botella respirométrica.9. Cerrar la Botella y conectar el Transductor.10. Colocar la botella en la cámara de Incubación, encima del agitador Magnético o de Vaivén.11. Iniciar la agitación, esperar que se homogenize la temperatura y tomar la primera lectura (L0).12. Tomar una lectura cada 24 horas durante los siguientes 5 días. Anotar simultáneamente el valor de la temperatura de la cámara de incubación.

Simultáneamente con lo anterior, se debe realizar un blanco y ese valor deberá ser restado de los resultados de las muestras.

PREPARACION DE REACTIVOS

A. Solución Tampón de Fosfato Modificada (2X). Pesar 43.5 gr de K2HPO4, 66.8 gr de Na2HPO4.7H2O y 3.4 gr de NH4Cl, disolver y aforar a 1 Lt.B. Solución de sulfato de magnesio: Disolver 22,5 g de MgSO4.7H2O en agua destilada y diluir a 1 L.C. Solución de cloruro de calcio: Disolver 27,5 g de CaCl2 anhidro o 36.5 gr de CaCl2.2H2O en agua destilada y diluir a 1Lt.D. Solución de cloruro férrico (10X) : Disolver 2.5 g de FeCl3.6H2O en agua destilada, diluir a 1L.

E. Solución Patrón de Glucosa Acido Glutámico 50X: Disolver 7.5 gr de Glucosa y 7.5 gr de Acido Glutámico en 800 ml de agua destilada con ayuda de calor suave. Dejar enfriar y agforar a 1 lt con agua destilada. Guardar en nevera en frasco de color ambar.

CALCULOS

Para los cálculos Utilizar el Software anexo. Cálculo de la DBO5

OTROS DATOS

Peso molecular Ponderado del Aire = 0.21 x 16 + 0.79 x 14 = 14.42Densidad del Anhídrido Carbónico; D(aire=1) = 1.5291

DIAGRAMA

BIBLIOGRAFIA

1. Jenkins, D., "The use of manometric methods in the study of sewage and trade wastes," Waste Treatment, Pergamon Press, New York, 1960, pp99-125.2. Montgomery, H.A.C., "The determination of biochemical oxygen demand by respirometric methods,"Water Res., 1/1:632-640, 1967.3. Clark, John W., "Continuous Recording BOD Determination," Water and Sewage Works, 1960 p.107 .

4. Cadena, F. et al, "A Novel Approach to Simplified Respirometric Oxygen Demand Determinations", Proceedings of the 43rd Industrial Waste Conference, Purdue University, 1988.5. Sawyer, C.N., (1958) "Effects of synthetic detergents on sewage treatment processes" Sewage and Industrial Wastes, 30 pp. 757-775.6. Grady Jr., C.P.Leslie, Environmental Systems Engineering, Clemson University, Clemson, SC.7. Gaudy Jr, Anthony F., University of Delaware, Newark, DE.8. Graves, D.A., Lang, C.A., and Leavitt, M.E. "Respirometric Analysis of the Biodegradation of Organic Contaminants in Soil and Water", Applied Biochemistry and Biotechnology, Vol. 28/ 29 pp. 813 - 826 1991.9. OECD (1981) OECD Guidelines for Testing of Chemicals, Section 3, Degradation and Accumulation, Method 301C, Ready Biodegradability: Modified MITI Test (I), Director of Information, OECD, Paris France.10. Magliette, R., (Merck, Sharpe & Dohme) Personal communications

DEMANDA QUÍMICA DE OXIGENO

Método de reflujo abierto

CÓDIGO GENERAL

008 Código  

1. SUMARIO Y APLICACIONES

1. La demanda química de oxígeno (DQO) determina la cantidad de oxígeno requerido para oxidar la materia orgánica en una muestra de agua residual, bajo condiciones específicas de agente oxidante, temperatura y tiempo.

2. Las sustancias orgánicas e inorgánicas oxidables presentes en la muestra, se oxidan mediante reflujo en solución fuertemente ácida (H2SO4) con un exceso conocido de dicromato de potasio (K2Cr2O7) en presencia de sulfato de plata (AgSO4) que actúa como agente catalizador, y de sulfato mercúrico (HgSO4) adicionado para remover la interferencia de los cloruros. Después de la digestión, el remanente de K2Cr2O7 sin reducir se titula con sulfato ferroso de amonio; se usa como indicador de punto final el complejo ferroso de ortofenantrolina (ferroina). La materia orgánica oxidable se calcula en términos de oxígeno equivalente.

3. Para muestras de un origen específico, la DQO se puede relacionar empíricamente con la DBO, el carbono orgánico o la materia orgánica; la prueba se usa para controlar y monitorear después que se ha establecido la correlación.

4. El método es aplicable a muestras de aguas residuales domésticas e industriales que tengan DBO superiores a 50 mg O2/L. Para concentraciones más bajas, tales como muestras de aguas superficiales, se puede usar el método modificado para bajo nivel en un intervalo entre 5 y

50 mg O2/L. Cuando la concentración de cloruro en la muestra es mayor de 2 000 mg/L, se requiere el método modificado para las aguas salinas.

2. LIMITACIONES E INTERFERENCIAS

1. Los compuestos alifáticos volátiles de cadena lineal no se oxidan en cantidad apreciable, en parte debido a que están presentes en la fase de vapor y no entran en contacto con el líquido oxidante; tales compuestos se oxidan más efectivamente cuando se agrega Ag2SO4 como catalizador. Sin embargo, éste reacciona con los iones cloruro, bromuro y yoduro produciendo precipitados que son oxidados parcialmente.

2. Las dificultades causadas por la presencia de los haluros pueden superarse en buena parte, aunque no completamente, por acomplejamiento antes del proceso de reflujo con sulfato de mercurio (HgSO4), que forma el haluro mercúrico correspondiente, muy poco soluble en medio acuoso. Si bien se especifica 1 g de HgSO4 para 50 mL de muestra, se puede usar una menor cantidad cuando la concentración de cloruro sea menor de 2 000 mg/L, mientras se mantenga una relación HgSO4:Cl– de 10:1. La técnica no se debe usar para muestras que contengan más de 2 000 mg de Cl–/L; existen otros procedimientos diseñados para determinar la DQO en aguas salinas.

3. El nitrito (NO2–) tiene una DQO de 1,1 mg de O2/mg de NO2

–-N, y como las concentraciones de NO2

– en aguas rara vez son mayores de 1 o 2 mg NO2–-

N/L, esta interferencia es considerada insignificante y usualmente se ignora. Para evitar una interferencia significante debida al NO2

–, agregar 10 mg de ácido sulfámico por cada mg de NO2

–-N presente en el volumen de muestra usado; agregar la misma cantidad de ácido sulfámico al blanco de agua destilada.

4. Las especies inorgánicas reducidas, tales como iones ferroso, sulfuro, manganoso, etc., se oxidan cuantitativamente bajo las condiciones de la prueba; para concentraciones altas de estas especies, se pueden hacer las correcciones al valor de DQO obtenido, según los cálculos estequiométricos en caso de conocer su concentración inicial.

3. TOMA Y PRESERVACION DE MUESTRAS

1. Colectar las muestras en botellas de vidrio preferiblemente; el uso de envases plásticos es permisible si se asegura la ausencia de contaminantes orgánicos.

2. Si la muestra tiene materia orgánica biológicamente activa, el análisis debe realizarse inmediatamente, aunque preservada a pH 2 por adición de H2SO4 conc. (generalmente 2 mL de H2SO4 conc./L de muestra) puede analizarse hasta siete días después.

3. Las muestras que contengan sólidos sedimentables deben mezclarse con un homogeneizador para obtener una muestra representativa.

4. En el análisis de aguas residuales con alta DQO deben hacerse diluciones preliminares, para reducir el error inherente en la medida de pequeños volúmenes de muestra.

4. APARATOS

4.1. Equipo de reflujo, constituido por balones o tubos de digestión de 500 o 250 mL de capacidad con boca 24/40 de vidrio esmerilado y condensador Liebig, West, Friedrichs, Allihn o equivalente, de 300 mm, con unión 24/40 de vidrio esmerilado, y una plancha de calentamiento con regulador de temperatura y potencia suficiente para producir al menos 1,4 W/cm2 de superficie de calentamiento, o su equivalente.

5. REACTIVOS

1. Solución estándar de dicromato de potasio, 0,0417M. Disolver 12,259 g de K2Cr2O7, grado estándar primario previamente secado durante 2 h a 103ºC, en agua destilada y diluir a 1 000 mL en un balón volumétrico clase A.

2. Reactivo de ácido sulfúrico. Agregar con cuidado Ag2SO4 grado reactivo o técnico, en cristales o en polvo, sobre H2SO4 concentrado en proporción de 5,5g de Ag2SO4/Kg de H2SO4. Dejar en reposo 1 o 2 días para la disolución del Ag2SO4.

3. Solución indicadora de ferroina. Disolver 1,485 g de 1,10-fenantrolina monohidratada y 695 mg de FeSO4·7H2O en agua destilada y diluir a 100 mL. Esta solución también se puede adquirir comercialmente.

4. Sulfato ferroso de amonio (FAS), 0,25 M. Disolver 98 g de Fe(NH4)2(SO4)2·6H2O en agua destilada; agregar 20 mL de H2SO4

concentrado, enfriar y diluir a 1000 mL. Estandarizar esta solución diariamente con una solución estándar de K2Cr2O7 así:

Diluir 10,0 mL de la solución estándar de K2Cr2O7 a aproximadamente 100 mL; agregar 30 mL de H2SO4 concentrado y enfriar. Titular con FAS en presencia de 0,10 a 0,15 mL (2 o 3 gotas) de indicador de ferroina.

Molaridad del FAS =Volumen de K2Cr2O7 0.0417 M titulado, mL /Volumen del FAS empleado, mL* 0.25

5. Sulfato mercúrico, HgSO4, en cristales o en polvo. 6. Acido sulfámico. Requerido solamente para eliminar la interferencia de

nitritos.

7. Ftalato de potasio e hidrógeno estándar (biftalato de potasio, KHP). Triturar ligeramente y secar el biftalato de potasio (HOOCC6H4COOK) hasta peso constante a 120ºC; disolver 425 mg en agua destilada y diluir a 1 000 mL. La solución es estable por más de tres meses si se conserva refrigerada; se debe verificar la presencia o ausencia de crecimiento biológico, y en caso afirmativo descartarla. El biftalato tiene una DQO teórica de 1,176 mg O2/mg y la solución tiene una DQO teórica de 500 g O2/mL.

6. PROCEDIMIENTO

1. Tratamiento de muestras con DQO > 50 mg O2/L: Colocar 50,0 mL de muestra en un balón de reflujo de 500-mL (para muestras con DQO > 900 mg O2/L, usar una porción más pequeña de muestra y diluirla a 50,0 mL); agregar 1 g de HgSO4, en presencia de perlas de vidrio para controlar la ebullición, y muy lentamente agregar 5,0 mL del reactivo de ácido sulfúrico, mientras se agita para disolver el HgSO4. Enfriar y agitar para evitar la posible pérdida de materiales volátiles; agregar 25 mL de solución de K2Cr2O7 0,0417 M y mezclar. Acoplar el balón al condensador y abrir el flujo de agua refrigerante; agregar el remanente del reactivo de ácido sulfúrico (70 mL) a través del extremo superior del condensador. Continuar la agitación mientras se agrega el reactivo de ácido sulfúrico. PRECAUCIÓN: Agitar muy bien la mezcla de reflujo antes de suministrar calor para prevenir el sobrecalentamiento en el fondo del balón y la formación de espuma.

2. Cubrir el extremo superior del condensador con un vaso pequeño para prevenir la entrada de materiales extraños a la mezcla y dejar en reflujo durante 2 h. Enfriar y enjuagar el condensador desde la parte superior con agua destilada; desconectar el condensador y diluir la muestra al doble de su volumen con agua destilada. Enfriar hasta temperatura ambiente y valorar el exceso de K2Cr2O7 con FAS en presencia de 0,10 a 0,15 mL (2 o 3 gotas) de indicador de ferroina; aunque la cantidad de ferroina no es crítica, usar el mismo volumen para todas las titulaciones. Tomar como punto final de la titulación el primer cambio nítido de color azul-verdoso a café-rojizo; el color azul-verdoso puede reaparecer. El cambio de color no es tan marcado como en la titulación del blanco de reactivos debido a la mayor concentración de ácido en la muestra. De la misma manera, someter a reflujo y titular un blanco que contenga los reactivos y un volumen de agua destilada igual al volumen de muestra.

3. Procedimiento alternativo para muestras con DQO-bajo: Seguir el procedimiento anterior, con dos excepciones: (i) usar K2Cr2O7 estándar 0,00417 M, y (ii) titular con FAS 0,025 M. Tener cuidado extremo, ya que cualquier traza de materia orgánica en la vidriería o deposiciones desde la atmósfera pueden causar errores. Si se requiere un mayor aumento de la sensibilidad, concentrar un mayor volumen de muestra antes de la digestión por reflujo, de la siguiente manera: Agregar todos los reactivos a la muestra y reducir el volumen total a 150 mL mediante ebullición en el balón de reflujo abierto a la atmósfera (sin acoplar el condensador). Calcular la cantidad de HgSO4 a ser adicionada (antes de la concentración por ebullición), basada en una relación de peso HgSO4:Cl– de 10:1, según la cantidad de Cl– presente en el volumen de muestra original. Hacer un blanco de reactivos mediante el mismo procedimiento. Esta técnica tiene la ventaja de concentrar la muestra sin pérdidas significativas de materiales volátiles fácilmente digestibles; los materiales volátiles difíciles de digerir, tales como ácidos volátiles, se pierden pero se consigue una mejoría frente a métodos de concentración por evaporación ordinarios.

4. Determinación de la solución estándar. Evaluar la técnica y la calidad de reactivos realizando la prueba con una solución estándar de ftalato ácido de potasio.

7. CÁLCULOS

DQO como mg de O2/lt = (A-B) x M x 8000/mL de Muestra

donde:

A = mL FAS usados para el blanco

B = mL FAS usados para la muestra, y

M = molaridad del FAS

8. PRECISIÓN

8.1. Un grupo de muestras sintéticas preparadas con ftalato ácido de potasio y NaCl se analizaron en 74 laboratorios. Para los valores de la DQO de 200 mg O2/L en ausencia de Cl–, la desviación estándar obtenida fue ±13 mg/L (coef. de variación 6,5 %); para los valores de la DQO de 160 mg O2/L y 100 mg Cl–/L, la desviación estándar obtenida fue de ±14 mg/L (coef. variación, 10,8%).

9. QUÍMICO RESPONSABLE

Elaboración del Protocolo:Laboratorio de Química Ambiental Ideam

Estandarización de la Técnica: Laboratorio de Química Ambiental

10. FECHAS

Elaboración del Protocolo: julio de 1997

Montaje de la Técnica:

Calibración:

Revisión: julio de 1997

11. REFERENCIAS

Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater. American Public Health Association, American Water Works Association, Water Pollution Control Federation. 19 ed., New York, 1995. pp 5-12 a 5-16.

Methods for Chemical Analysis of Water and Wastes. United States Environmental Protection Agency. Cincinnati, 1983.

12. BIBLIOGRAFÍA

RODIER, J. Análisis de Aguas: aguas naturales, aguas residuales, agua de mar. Omega, Barcelona, 1981.

SAWYER, C.; McCARTY, P. Chemistry for Environmental Engineering. McGraw Hill, New York, 1996

GARAY, J., PANIZZO, L., LESMES, L., RAMIREZ, G., SANCHEZ, J. Manual de Técnicas Analíticas de Parámetros Físico-químicos y Contaminantes Marinos. Tercera edición. Centro de Investigaciones Oceanográficas e Hidrográficas. Cartagena, 1993

DETERMINACION DE LA DEMANDA QUIMICA DE OXIGENO EN AGUAS -DQO-METODO SIMPLIFICADO

Por: Felipe Calderón Sáenz y Margarita PavlovaDr. Calderón Laboratorios Ltda. Enero 12/2001www.drcalderonlabs.comAvda. 13 No. 87-81Bogotá D.C., Colombia S.A.calderon@drcalderonlabs.com acaldero@cable.net.co

1a Rev Sept. 30/2002

El presente método es derivado del método standard, el cual se ha modificado de la siguiente manera: Se han dividido las cantidades por 5 y se utiliza un tubo de digestión de 25 x 300 mm, calentado en su parte inferior, en una placa de calefacción apropiada, la cual produce condensación en las paredes del tubo, no siendo necesario el uso del refrigerante de reflujo. Esto simplifica enormemente el procedimiento y permite correr simultáneamente en una placa normal hasta 56 muestras.

Se toman 10 ml de muestra que puede ser pura o diluida según el valor esperado para la DQO. Se colocan en un tubo de digestión, se agregan 5 ml de solución de K2Cr2O7 0.25 N (equivalentes a 1.25 ml de solución 1 N + 3.75 ml de H2O) y acto seguido con mucho cuidado 15 ml de H2SO4. Se pone a digerir a una temperatura cercana al punto de ebullición pero sin dejar hervir (aprox 150 °C) 1 hora y 30 min. Se deja enfriar. Puede ser de un día para otro.

Precaución: La ebullición prolongada puede hacer perder oxígeno al dicromato aunque no haya DQO en las muestras, falseando los resultados de la muestra e incluso del blanco.

La reacción que ocurre en presencia de materia orgánica es la siguiente:

2K2Cr2O7 + 8H2SO4 + 3C -----> 2K2SO4 + 2Cr2(SO4)3 + 8H2O + 3CO2

En ausencia de Materia Orgánica y por prolongada ebullición puede ocurrir las siguiente reacción:

2K2Cr2O7 + 8H2SO4 ----> 2K2SO4 + 2Cr2(SO4)3 + 8H2O + 3O2

La anterior reacción da lugar a un falso consumo de Dicromato aun en ausencia de materia orgánica. De ahí la importancia del control de temperatura durante la digestión.

Al otro día se diluye a 100 ml con agua, se agregan 2 a 3 gotas de Indicador de Difenilamina, 5 ml de H3PO4 conc. 85 % y se titula con Sulfato Ferroso-Amónico (FAS) 0.5 N

CALCULOS

De acuerdo con el standar para la determinación del Carbón Orgánico, 1 ml de solución de Dicromato 1N contiene 49.03 mg de K2Cr2O7 y oxida 3 mg de Carbón equivalentes a una DQO de 8 mg de Oxígeno.

DQO; mg/lt = (1.25 - FAS 0.5N/2) x 8 x 1000/Alícuota

mas genéricamente:

DQO; mg/lt = (ml Dicromato x Normalidad - ml de FAS x Normalidad ) x 8 x 1000/Alícuota

A lo anterior se le debe restar el resultado de un Blanco, con lo cual la fórmula queda transformada en la siguiente:

DQO; mg/lt = (ml de FAS x Normalidad en el Blanco - ml de FAS x Normalidad en la muestra) x 8 x 1000/Alícuota

PATRONAMIENTO

El anterior método se calibra con un patrón de Ftalato Acido de Potasio preparado como sigue:

Ftalato de Potasio e hidrógeno estándar (biftalato de potasio, KHP). Triturar ligeramente y secar el biftalato de potasio (HOOCC6H4COOK) hasta peso constante a 120ºC; disolver 425 mg en agua destilada y diluir a 1000 mL. La solución es estable por más de tres meses si se conserva refrigerada; se debe verificar la

presencia o ausencia de crecimiento biológico, y en caso afirmativo descartarla. El biftalato tiene una DQO teórica de 1,176 mg O2/mg y la solución tiene una DQO teórica de 500 m g O2/L.

10 ml de este Standard analizados deben dar un resultado DQO = 500 mg/lt ± 10 % de desviación.

 

 

Dr. Calderón Laboratorios Ltda.Avda 13 No. 87-81 Tel/Fax 6222687, 6224985, 6225567, 2578443 Apartado Aéreo 24888 Bogotá, D.C., Colombia - South Americawww.drcalderonlabs.com E-Mail acaldero@cable.net.co

SÓLIDOS SUSPENDIDOS TOTALES

Secados a 103-105ºC

CÓDIGO GENERAL

009 Código  

1. SUMARIO Y APLICACIONES

1. Los sólidos suspendidos totales o el residuo no filtrable de una muestra de agua natural o residual industrial o doméstica, se definen como la porción de sólidos retenidos por un filtro de fibra de vidrio que posteriormente se seca a 103-105ºC hasta peso constante.

2. Una muestra bien mezclada se pasa a través de un filtro estándar de fibra de vidrio, previamente pesado, y el residuo retenido se seca a 103-105ºC hasta peso constante. El incremento de peso del filtro representa el total de sólidos suspendidos.

3. Si el material suspendido tapona el filtro y prolonga la filtración, la diferencia entre los sólidos totales y los sólidos disueltos totales puede dar un estimativo de los sólidos suspendidos totales.

4. Este método es aplicable a aguas potables, superficiales, y salinas, aguas residuales domésticas e industriales y lluvia ácida, en un intervalo de 4 a 20 .000 mg/L.

2. LIMITACIONES E INTERFERENCIAS

1. Debido a que un residuo excesivo en el filtro puede formar una costra que impide el paso del agua, limitar el tamaño de muestra de tal manera que se obtengan como máximo 200 mg de residuo.

2. El taponamiento del filtro prolonga la filtración y puede producir resultados altos debido a la excesiva retención de sólidos coloidales.

3. Para muestras con elevado contenido de sólidos disueltos, enjuagar muy bien el filtro para asegurar la remoción del material disuelto.

3. TOMA Y PRESERVACIÓN DE MUESTRAS

1. Eliminar de la muestra partículas flotantes grandes o aglomerados dispersos de material no homogéneo.

2. Usar frascos de plástico o de vidrio resistente, en los que el material en suspensión no se adhiera a las paredes del recipiente.

3. Realizar el análisis tan pronto como sea posible. 4. Refrigerar la muestra a 4ºC hasta el momento del análisis para minimizar la

descomposición microbiológica de los sólidos. Antes de iniciar el análisis, llevar las muestras a temperatura ambiente.

5. Es preferible no almacenar las muestras por más de 24 h; bajo ningún concepto guardar las muestras por más de 7 días.

4. APARATOS

1. Filtros circulares de fibra de vidrio, sin aditivos orgánicos.

Aparato de filtración: puede ser uno de los siguientes, adecuado para el filtro seleccionado:

a) Embudo con filtro de membrana.

b) Crisol Gooch, de 25 a 40 mL de capacidad, con su respectivo adaptador.

c) Aparato de filtración con recipiente y disco fritado grueso (40- a 60- m) como soporte del filtro.

Erlenmeyer con tubuladura lateral, de suficiente capacidad para el tamaño de muestra seleccionado.

Discos de aluminio o de acero inoxidable, de 65 mm de diámetro, para pesar.

Desecador, con desecante e indicador coloreado de humedad o indicador instrumental.

Estufa para secado, para operar en el intervalo de 103 a 105ºC.

Balanza analítica, con precisión de 0,1 mg.

Bomba de vacío.

Agitador magnético con barra agitadora de teflón.

Pipetas de punta ancha.

5. REACTIVOS

1. Agua destilada Tipo III., agua destilada y desmineralizada.

6. PROCEDIMIENTO

1. Preparación del filtro de fibra de vidrio: Insertar el filtro circular en el aparato de filtración con el lado rugoso hacia arriba, aplicar vacío y lavar el filtro con tres porciones sucesivas de 20 mL de agua destilada; continuar la succión hasta remover todas las trazas de agua, y descartar el filtrado. Remover el filtro y transferirlo a un disco para pesaje, con el cuidado necesario para prevenir que el filtro seco se adhiera al disco; el material que se adhiera al disco debe agregarse al filtro para evitar errores. También se puede pesar el filtro seco junto con el disco tanto antes como después de la filtración; si

se emplea un crisol Gooch, remover y pesar este junto con el filtro. Secar en una estufa a 103-105ºC por 1 h (si se van a determinar sólidos volátiles, secar a 550ºC por 15 min. en un horno). Dejar enfriar en un desecador y pesar. Repetir el ciclo de secado, enfriado, desecado y pesado hasta obtener peso constante, o hasta que la pérdida de peso sea menor del 4% o de 0,5 mg de la pesada anterior, lo que sea menor. Guardar el filtro en un desecador hasta que se vaya a emplear.

2. Selección del filtro y tamaño de muestras: Tomar una alícuota de muestra que produzca entre 10 y 200 mg de residuo seco. Si se emplean más de 10 minutos para completar la filtración, aumentar el tamaño del filtro o disminuir el volumen de muestra; para muestras no homogéneas tales como agua residuales, usar un filtro grande que permita filtrar una muestra representativa.

3. Análisis de muestras. Ensamblar el filtro al aparato de filtración e iniciar la succión; humedecer el filtro con una pequeña cantidad de agua destilada para fijarlo. Mientras se agita la muestra con un agitador magnético, tomar una alícuota con pipeta y transferirla al filtro. Lavar el residuo con tres porciones sucesivas de 10 mL de agua destilada, y se deja secar completamente entre lavados; continuar la succión por tres minutos después de completar la filtración. Las muestras con alto contenido de sólidos disueltos pueden requerir lavados adicionales. Remover cuidadosamente el filtro del aparato de filtración y transferirlo al disco de pesaje; si se usa un crisol Gooch, removerlo de su adaptador. Secar en una estufa a 103-105ºC, mínimo durante 1 h; dejar enfriar en un desecador hasta temperatura ambiente y pesar. Repetir el ciclo de secado, enfriado, desecado y pesado hasta obtener peso constante o hasta que la pérdida de peso sea menor del 4% o de 0,5 mg del peso anterior, lo que sea menor. Las determinaciones por duplicado deben coincidir hasta en un 5% de su promedio.

7. CÁLCULOS

mg de sólidos suspendidos totales/l = (A-B) x 1000/Volumen de Muestra, ml

donde: A = peso del filtro + residuo seco, mg, y

B = peso del filtro, mg

8. PRECISIÓN

1. En un estudio hecho por dos analistas con cuatro series de 10 determinaciones cada una, la desviación estándar fue de 5,2 mg/L (coef. variación 33%) para un nivel de concen-tración de 15 mg/L; 24 mg/L (10%) para 242 mg/L, y 13 mg/L (0,76%) para 1707 mg/L.

2. En un laboratorio individual se realizaron análisis por duplicado de 50

muestras de aguas naturales y aguas residuales con una desviación estándar de 2,8 mg/L.

9. QUÍMICO RESPONSABLE

Elaboración Protocolo: Laboratorio de Química Ambiental Ideam

Estandarización de la Técnica: Laboratorio de Química Ambiental

10. FECHAS

Elaboración Protocolo: julio de 1997

Montaje de la Técnica:

Calibración:

Revisión: julio de 1997

11. REFERENCIAS

Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater. American Public Health Association, American Water Works Association, Water Pollution Control Federation. 19ed., New York, 1995. pp 2-53 a 2-58

Methods for Chemical Analysis of Water and Wastes. United States Environmental Protection Agency. Cincinnati, 1983.

12. BIBLIOGRAFÍA-

RODIER, J. Análisis de Aguas: aguas naturales, aguas residuales, agua de mar. Omega, Barcelona, 1981.

SAWYER, C.; McCARTY, P. Chemistry for Environmental Engineering. McGraw Hill, New York, 1996

GARAY, J., PANIZZO, L., LESMES, L., RAMIREZ, G., SANCHEZ, J, Manual de Técnicas Analíticas de Parámetros Físico-químicos y Contaminantes Marinos. Tercera edición. Centro de Investigaciones Oceanográficas e Hidrográficas. Cartagena, 1993

pH

CÓDIGO 003 Código  

GENERAL

1. SUMARIO Y APLICACIONES

1. El principio básico de la medida electrométrica del pH se fundamenta en el registro potenciométrico de la actividad de los iones hidrógeno por el uso de un electrodo de vidrio y un electrodo de referencia, o un electrodo combinado. La fuerza electromotriz (fem) producida por el sistema electroquímico varía linealmente con el pH y puede verificarse por la obtención de una gráfica de pH vs. fem para diferentes soluciones de pH conocido. El pH de la muestra se determina por interpolación.

2. El método es aplicable a aguas potables, superficiales, y salinas, aguas residuales domésticas e industriales y lluvia ácida.

2. LIMITACIONES E INTERFERENCIAS

1. El electrodo de vidrio está libre de interferencias debidas a color, turbidéz, material coloidal, oxidantes, reductores o alta salinidad, excepto para interferencias del ion sodio en soluciones de pH mayor de 10; este error se reduce con la utilización de electrodos especiales ("error bajo de sodio, low sodium error").

2. Las capas de materiales aceitosos presentes en algunos tipos de aguas pueden disminuir la respuesta del electrodo. Se limpian suavemente con un paño o mediante lavado con detergente y enjuague con agua destilada. Puede ser necesario un tratamiento adicional con HCl 1+9 para remover la película remanente.

3. Las mediciones de pH varían con la temperatura en dos formas: por efectos mecánicos causados por cambios en las propiedades de los electrodos y por efectos químicos producidos por alteración de las constantes de equilibrio. En el primer caso, se incrementa la pendiente de la ecuación de Nernst con el aumento de temperatura y los electrodos requieren de un mayor tiempo para lograr el equilibrio térmico. Este efecto provoca cambios significativos en el pH. Debido a que los equilibrios químicos afectan el pH, los estándares para preparar las soluciones tampón tienen pH específico a la temperatura indicada.

4. Reportar siempre la temperatura a la cual se mide el pH. La mayoría de los instrumentos de medida del pH están equipados con compensadores de temperatura que corrigen los errores del primer tipo, pero la medición sólo puede mostrar el pH a la temperatura de la medida.

3. TOMA Y PRESERVACIÓN DE MUESTRAS

1. Las muestras deben ser analizadas inmediatamente, preferiblemente en el campo después de obtener la muestra.

2. Las aguas de alta pureza y las aguas que no están en equilibrio con la

atmósfera, están sujetas a cambios cuando se exponen a la atmósfera, por lo cual los frascos de muestra deben llenarse completamente y mantenerse sellados hasta el análisis.

4. APARATOS

1. El instrumento de medida del pH está constituido por un potenciómetro, un electrodo de vidrio, un electrodo de referencia y un mecanismo compensador de temperatura; cuando se sumergen los electrodos en la solución problema se completa el circuito. Muchos medidores de pH pueden realizar lecturas en escalas de pH o de milivoltios; algunos tienen expansión de escala que permite hacer lecturas de 0,001 unidades de pH, pero la mayoría de instrumentos no son tan precisos. Para trabajos de rutina usar instrumentos con exactitud y reproducibilidad de 0,1 unidades de pH en un rango de 0 a 14 y equipados con un compensador de temperatura.

2. Electrodo de referencia, consiste en una semicelda que provee un potencial de electrodo constante; los más comúnmente usados son electrodos de calomel y plata: cloruro de plata. Seguir las recomendaciones del fabricante para el uso y cuidado del electrodo de referencia. Llenar los electrodos no sellados con el electrolito correcto hasta el nivel debido y asegurarse de que la unión esté humedecida.

3. Electrodo de vidrio. El electrodo sensor es un bulbo de vidrio especial que contiene una concentración fija de HCl o una solución tamponada de cloruro en contacto con un electrodo de referencia interno. Los electrodos combinados incorporan los electrodos de vidrio y de referencia en uno solo. Utilizar un electrodo especial de error bajo de sodio, "low sodium error", que puede operar a altas temperaturas para mediciones de pH mayores de 10, los electrodos estándar de vidrio producen valores bajos. Para medir pH inferiores a 1 emplear una membrana líquida, los electrodos estándar de vidrio producen valores altos.

4. Vasos. Usar preferiblemente vasos de polietileno o de tetrafluoroetileno (TFE, teflón).

5. Agitador. Usar un agitador magnético con barra agitadora recubierta de TFE o un agitador mecánico con hélice recubierta en plástico.

5. REACTIVOS

1. Preparación General. Calibrar el sistema de electrodos con soluciones tampón estándar de pH conocido. Debido a que las soluciones tampón se pueden deteriorar como resultado del crecimiento de mohos o por contaminación, es necesario prepararlas frescas para trabajos de precisión. Se pesan las cantidades de reactivos especificadas en la Tabla 1, se disuelven en agua destilada, a 25°C y se diluyen a 1000 mL. Esto es particularmente importante para las soluciones tampones de borato y carbonato.

2. El agua destilada, hervida y fría debe tener una conductividad menor de 2 µmhos/cm. A 50 mL agregar una gota de la solución saturada de KCl para usar en el electrodo de referencia. Si el pH de esta solución de prueba está

entre 6,0 y 7,0, se puede usar para preparar las soluciones estándar. 3. Para preparar las soluciones estándar, consultar en el "Standard Methods"

las condiciones de temperatura, tiempo, precauciones de secado de los reactivos y los pH de las soluciones tampón estándar a temperaturas diferentes de 25ºC. Por ejemplo, el KH2PO4 se debe secar a una temperatura entre 110°C y 130°C por 2 horas, el hidrato tetraoxalato de potasio,   no se debe calentar a más de 60°C, y las otras sales tampón especificadas no se deben secar. La regla general es seleccionar y preparar las soluciones tampón clasificadas como estándares primarios, mostradas en la Tabla 1; reservar los estándares secundarios para situaciones extremas encontradas en mediciones de las aguas residuales. Para uso rutinario, almacenar las soluciones tampón y las muestras en botellas de polietileno. Reemplazar las soluciones tampón cada cuatro semanas.

4. Solución saturada de tartrato ácido de potasio. Agitar vigorosamente un exceso (5 a 10 g) de cristales finos de KHC4H4O6 con 100 a 300 mL de agua destilada, a 25°C, en una botella con tapón de vidrio. Separar por decantación o filtración la solución clara del material no disuelto. Preservar, para dos meses o más, por adición de un cristal de timol (8 mm de diámetro) por cada 200 mL de solución preparada.

5. Solución saturada de hidróxido de calcio. Calcinar CaCO3 bien lavado y de bajo grado alcalino, en una cápsula de platino por ignición durante 1 hora a 1000°C. Enfriar e hidratar, adicionando lentamente agua destilada mientras se agita, calentar a ebullición, enfriar, filtrar y recoger el Ca(OH)2 sólido en un filtro de vidrio fritado de porosidad media. Secar a 110ºC, enfriar y pulverizar hasta obtener gránulos finos y uniformes. Agitar vigorosamente un exceso de estos gránulos con agua destilada en una botella de polietileno tapada. Después de mezclar, alcanzar la temperatura de 25 C. Con la ayuda de un equipo de filtración al vacío, filtrar el sobrenadante a través de un filtro de vidrio sinterizado de porosidad media y usar el filtrado como la solución tampón. Descartar la solución tampón cuando el CO2

atmosférico cause la aparición de turbidez.

6. Soluciones auxiliares: NaOH 0,1N; HCl 0,1N; HCl 5N (diluir cinco volúmenes de HCl 6N en un volumen de agua destilada), y solución ácida de fluoruro de potasio (disolver 2 g de KF en 2 mL de H2SO4 concentrado y diluir a 100 mL con agua destilada).

TABLA 1. PREPARACIÓN DE SOLUCIONES ESTANDAR DE pH

Solución Estándar (molalidad) pH a 25 ºC Peso de reactivos necesarios/1000 mL de solución acuosa a 25 ºC

Estándares Primarios:

Tartrato ácido de potasio (saturado a 3,557 > 7 g KHC4H4O6*

25°C)

Citrato diácido de potasio 0,05 3,776 11,41 g KH2C6H5O7

Biftalato de potasio 0,05 4,004 10,12 g KHC8H4O4

Fosfato diácido de potasio 0,025 +

fosfato ácido de sodio 0,025

6,863 3,387 g KH2PO4 + 3,533 g

Na2HPO4**

Fosfato diácido de potasio 0,008 695 +

fosfato ácido de sodio 0,030 43

7,415 1,179 g KH2PO4 + 4,303 g

Na2HPO4*

Borato de sodio decahidratado (bórax)

0,01

9,183 3,80 g Na2B4O7.10H2O**

Bicarbonato de sodio 0,025 + carbonato

de sodio 0,025

10,014 2,092 g NaHCO3 + 2,640 g

Na2CO3

Estándares Secundarios :

Tetraoxalato de potasio dihidratado 0,05

1,679 12,61 g KH3C4O8.2H2O

Hidróxido de calcio (saturado a 25°C)

12,454 > 2 g Ca(OH)2*

* Solubilidad aproximada

** Preparar con agua fresca, hervida y enfriada (libre de bióxido de carbono)

6. PROCEDIMIENTO

6.1. Calibración instrumental

1. En cada caso se deben seguir las instrucciones del fabricante para el manejo del pH metro y para el almacenamiento y preparación de los electrodos para su uso. Las soluciones recomendadas para períodos cortos de almacenamiento de los electrodos varían con el tipo de electrodo y el fabricante, pero generalmente tienen una conductividad mayor de 4000

µmhos/cm. El agua del grifo es un mejor sustituto que el agua destilada, pero un tampón de pH 4 es mejor para el electrodo de vidrio sencillo y una solución saturada de KCl es preferible para un electrodo de referencia de calomel y Ag/AgCl. Para un electrodo combinado es preferible una solución saturada de KCl. Mantener los electrodos húmedos retornándolos a la solución de almacenamiento mientras que el instrumento no esté en uso. Antes de usarlos, retirar los electrodos de la solución de almacenamiento, enjuagarlos y secar con un papel suave, colocar en la solución tampón inicial, y ajustar el punto isopotencial. Seleccionar un segundo tampón que esté en un rango de 2 unidades del pH de la muestra y llevar el tampón y la muestra a la misma temperatura, la cual puede ser la temperatura ambiente, una temperatura fija tal como 25ºC, o la temperatura de una muestra fresca. Retirar los electrodos del primer tampón, enjuagarlos abundantemente con agua destilada, secarlos y sumergirlos en el segundo tampón. Registrar la temperatura de medición y ajustar el indicador de temperatura en el pH-metro hasta que el equipo indique el valor de pH del tampón a la temperatura de análisis (esto es el ajuste de pendiente).

2. Utilizar el valor de pH de las tablas para el tampón usado a la temperatura del ensayo. Retirar los electrodos del segundo tampón, enjuagarlos abundantemente con agua destilada y secarlos. Sumergirlos en un tercer tampón por debajo de pH 10, aproximadamente tres unidades de pH de diferencia con el segundo; la lectura estará dentro de 0,1 unidades para el pH del tercer tampón. Si la respuesta del pH-metro muestra una diferencia mayor de 0,1 unidades de pH con respecto al valor esperado, buscar averías o fallas de los electrodos o el potenciómetro.

3. El propósito de la estandarización es ajustar la respuesta del electrodo de vidrio al instrumento. Cuando se hacen mediciones de pH sólo ocasionalmente, se debe calibrar el instrumento antes de cada medición. Cuando se hacen mediciones frecuentes y el instrumento es estable, la calibración se puede hacer con menor frecuencia. Si los valores de pH de las muestras varían ampliamente, se debe hacer una calibración para cada muestra con un tampón que tengo un pH dentro del intervalo de 1 a 2 unidades con respecto a la muestra.

6.2. Tratamiento de la muestra. Establecer el equilibrio entre los electrodos y la muestra agitándola para garantizar la homogeneización; agitar lentamente para minimizar la incorporación de dióxido de carbono. Para muestras tamponadas o con alta fuerza iónica, acondicionar los electrodos después de lavarlos dejándolos dentro de la muestra por un minuto. Secar, sumergir en una porción fresca de la misma muestra y leer el pH. Con soluciones diluidas o débilmente tamponadas, equilibrar los electrodos sumergiéndolos en tres o cuatro porciones sucesivas de muestra. Tomar una muestra fresca para medir el pH.

8. PRECISIÓN

1. Con un cuidadoso uso del pH metro y con buenos electrodos, se puede lograr una precisión de 0,02 unidades de pH y una exactitud de 0,05. Sin embargo, el límite de exactitud bajo condiciones normales es de 0,1

unidades de pH, especialmente para mediciones en agua y soluciones débilmente tamponadas. Por esta razón, reportar los valores de pH con aproximación a 0,1 unidades de pH.

2. El análisis electrométrico de una muestra sintética de pH 7,3 realizado por 30 laboratorios se obtuvo con una desviación estándar de 0,13 unidades de pH.

9. QUÍMICO RESPONSABLE

Elaboración del Protocolo: Laboratorio de Química Ambiental Ideam

Estandarización de la Técnica:Laboratorio de Química Ambiental Ideam

10. FECHAS

Elaboración del Protocolo: julio de 1997

Montaje de la Técnica:

Calibración:

Revisión:julio de 1997

11. REFERENCIAS

Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater. American Public Health Association, American Water Works Association, Water Pollution Control Federation. 19ed., New York, 1995. pp 4-65 a 4-69

Methods for Chemical Analysis of Water and Wastes. United States Environmental Protection Agency. Cincinnati, 1983.

12. BIBLIOGRAFÍA

RODIER, J. Análisis de Aguas: aguas naturales, aguas residuales, agua de mar. Omega, Barcelona, 1981.

SAWYER, C.; McCARTY, P. Chemistry for Environmental Engineering. McGraw Hill, New York, 1996

GARAY, J., PANIZZO, L., LESMES, L., RAMIREZ, G., SANCHEZ, J. Manual de Técnicas Analíticas de Parámetros Físico-químicos y Contaminantes Marinos. Tercera edición. Centro de Investigaciones Oceanográficas e Hidrográficas. Cartagena, 1993

COLOR(Unidades de Platino Cobalto; UPC)

Es una medida del Color que le confieren al agua los materales contaminantes. Para su medición se utiliza la escala de Hazen.

Para su medición se adopta el método de E. Merck Darmstadt.Todos los derechos pertenecen a : E. Merck, Darmstadt. E. Merck, 64271 Darmstadt, R.F.A., tel. (06151) 720, telex 419328-0 em d7.91144.2194/01-202177 span 4Aquaquant 14421 5-150 Hazen

PRINCIPIO DEL METODO

Se determina mediante colorimetría óptico-visual de la coloración amarillenta de aguas frente a patrones de platino-cobalto simulados según Hazen.

1. Aquaquant Color 14421.

Graduacion: 0 - 5 -10 - 20 -30 - 40 - 50 - 70 - 100 - 150 Hazen.

1.1. Determinación de la coloración aparente del agua.

Orientar el envase abierto de tal modo que los tubos se encuentren a mano izquierda. Si no se indica otra cosa, llenar el tubo exterior con respecto al operador con agua incolora límpida hasta la marca, como solución en blanco. Llenar el tubo interior hasta la marca con la muestra de agua a medir. Introducir la parte de los círculos de color de la escala desde la derecha en la ranura del fondo de la caja y correrla hasta que salga por el lado izquierdo, rotulado. Hacer coincidir la coloración del agua en el tubo interior con el círculo de color por debajo del blanco en el tubo exterior, de modo que mirando desde arriba se aprecie un color lo mas parecido posible. Leer el resultado en la parte de la escala que sobresale en el lado derecho de

la caja (en caso de que no se encuentre el color de la muestra problema en la escala, véase 3.). La medida corresponde a la coloración aparente del agua, que tratándose de muestras límpidas es también la coloración efectiva del agua.

1.2. Determinación de la coloración efectiva del agua.

Tratándose de aguas turbias, se mide primero la coloración aparente del agua (coloración efectiva + substancias turbias), tal como se describe en el apartado anterior. A fin de determinar la coloración efectiva del agua, se filtra otra muestra idéntica por el embudo filtrante, que se encuentra en el fondo del bloque comparador, y se mide de acuerdo con 1.1.

a) Llenar el tubo interior hasta la marca con la muestra de agua.b) Llenar el tubo exterior con agua incolora límpida.c) Comparar el color.

Agua no filtrada = coloración aparente.Agua filtrada = coloración efectiva.

A fin de conseguir un filtrado lo mas rápido posible, la placa filtrante del embudo es relativamente gruesa, de 50 um de tamaño máximo de los poros. Esto debe tenerse en cuenta al comparar con otros métodos en los que a veces se prescriben filtros de poro estrecho. (De todos modos, la elección de la porosidad del filtro es empírica para cada método, dado que hay una transición continua el tamaño de partículas entre las substancias enturbiadoras y colorantes.) El material retenido por el embudo filtrante ha de lavarse con agua límpida después del empleo, añadiendo mezcla crómica (art. 2499) en caso necesario. No es posible substituir el filtro de frita de vidrio por el papel de filtro corriente, ya que este puede absorber los colorantes. Las muestras han de medirse lo mas pronto posible después de su toma. En caso de almacenamiento inevitable, se recomienda emplear recipientes oscuros.

2. Colorimetría

2.1. Método.

Se compara la coloración del agua con una serie de patrones de color, que por unidad de medida simulan 1 ppm de platino como PtCI6

-

2 y 0,5 ppm de cobalto como Co+2 , en un tubo de 165 mm de altura de capa.

2.2. El sistema de valoracion de colores segun HAZEN. A

Aunque una coloraión amarilla, generalmente regional, no sea de por sí un criterio de calidad para enjuiciar la aptitud como agua potable, el consumidor exige que el agua sea incolora. Hace 100 años ya se procuraba atribuir, mediante patrones (p.ej. los colores mas o menos correctos de la reacción de Nessler), determinados valores a los matices de color del agua. Hazen (1892) (5.1.) finalmente logró introducir el sistema de patrones de platino-cobalto, que sigue empleándose en la actualidad. El fundamento lo constituye el cloroplatinato amarillo, estable en solución, correspondiendo 1 unidad de Hazen a 1 ppm de Pt. Dado que esta tonalidad amarilla no coincidía con los tonos de amarillo-naranja parduscos existentes en el agua, se añadieron 0,5 ppm de Co2+ por 1 ppm de Pt, como componente roja adicional. Este método sencillo y práctico de valoración del color forma parte de la mayoría de los procedimientos estandar del análisis del agua (5.2.).

2.3. El método de determinación óptico-visual en comparación con la medida instrumental.

Al menos cuando se requiera un método rápido normalizado, la colorimetría optico-visual es superior en varios aspectos a la medida espectrofotométrica. Así, no es posible crear una escala de valoración

universal con base instrumental, ya que solo son plenamente comparables las medidas fotométricas del mismo aparato o, en el mejor de los casos, las realizadas con el mismo tipo de aparato. En el intervalo de color amarillo de 400 - 450 nm que aquí interesa, determinados tipos de fotómetros, sobre todo los sencillos, a menudo difieren mucho unos de otros. Aunque sea posible definir las condiciones de medida longitud de onda, anchura del valor medio espectral de cada aparato, esto no permite hacer comparaciones entre laboratorios equipados con instrumentos diferentes. Otro problema es que la mayoría de los fotómetros están limitados a cubetas de longitud de capa máxima entre 10 y 50 mm, por lo que de los colores de hasta unas 20 unidades Hazen, mas frecuentes en el agua, resultan valores muy bajos, a menudo inferiores al limite de error y por tanto inservibles. A este respecto hay que mencionar finalmente que una posible turbidez puede tener un efecto dispersor de luz, generalmente dependiente del tipo de instrumento, la cual origina resultados fuertemente falseados en sentido positivo y no puede corregirse fotométricamente por compensación del valor en blanco. Es cierto que esto ocurre también en los sistemas ópticos, pero estos tienen la ventaja de que el ojo puede distinguir entre turbidez y color, cosa que no logra el instrumento.

3. Medida de colores especiales

Un inconveniente aparente del método de Hazen es su orientación hacia una serie de colores fija, aunque sea la mas frecuente. Esto se tiene en cuenta en su definición original (5.1.). Así, la unidad Hazen se refiere exclusivamente a la componente amarilla de PtCI2(2-) es decir, la tonalidad presente puede igualarse por la adición limitada de otros colores al patrón de platino. En el presente test se procede como sigue:

3.1. Tonos amarillos que tiran a pardo y verde.

Intensificar los colores de referencia, llenando el tubo exterior, que encima de los círculos de color (tubo en blanco), con solución azul de sulfato de cobre. Esta se obtiene de una solución madre de 400 ppm (1,57 g de CuSO4 5H2O por litro, art. 2790), diluyendo convenientemente.

3.2. Tonos amarillos que tiran a rojo.

Empleo análogo de una solución roja de 400 ppm de Co . (1,91 g de CoSO4 7H2 O por litro, art. 2556).

3.3. Técnica.

El tubo interior se llena hasta la marca con la muestra de agua, mientras que el tubo exterior contiene agua incolora solamente hasta

la altura de unos 11 cm. En estas condiciones ha de procurarse ajustar la muestra a un tono amarillo que (en cuanto sea comparable) sea de 1 a 2 valores inferior a la intensidad del color. Seguidamente se añade al tubo exterior, mediante bureta o pipeta aforada, la cantidad necesaria de solución madre de 400 ppm de cobre y/o cobalto para simular lo mas perfectamente posible la tonalidad de la muestra y se completa con agua incolora. Siendo el volumen de relleno del tubo de 40 ml, 1 ml de solución madre 400 ppm da una concentración efectiva de 400:40 = 10 ppm, es decir, la cantidad de unos 12 ml, aun existente en el tubo, permite compensar colores extraños de unas 120 ppm de Cu + Co. En caso de rebasarse este valor, se recomienda trabajar con soluciones madre de 4000 en lugar de 400 ppm.

3.4. Especificación de los resultados

Resultado y Especificación

Ejemplo 1. Muestra sin compensación de color adicional. Medida: 30 Hazen (30 ppm de Pt, 15 ppm de Co). 30 Hazen, por el test Aquaquant 14421 Color.

Ejemplo 2. Muestra con 40 Hazen con adición de 8,0 ml de Cu 400 ppm al tubo de referencia. 40 Hazen con 40 ppm de Pt/20 ppm de Co+ 80 ppm de Cu, por el test Aquaquant 14421 Color.

Dado que en el ejemplo 1 se trata de la combinación de colores estándar, no es necesario especificar, mientras que en el caso de colores modificados, como en el ejemplo 2, hay que indicar toda la f órmula de colores.

4. Presencia y origen de color en el agua

Las coloraciones del agua pueden clasificarse como sigue:

Naturales de origen mineral ~ hierro Naturales de Origen Animal ~ urocromosNaturales de Origen Vegetal ~ ácidos húmicosArtificiales de origen aguas industrial ~ Aguas residuales

Una subdivisión ulterior resulta de la diferenciación entre coloración aparente (coloración total de solución y suspensión) y coloración efectivo (coloración de la solución solamente). Al contrario de la coloración natural que se limita casi exclusivamente a las tonalidades amarillas y pardas, la coloración artificial puede presentar prácticamente de todas las tonalidades. Sin embargo, debido a la dilución estas son generalmente apenas perceptibles como efecto de color, aunque se trate de aguas industriales fuertemente contaminadas. Otro factor de color que no es de esperar en aguas

normales es el de origen animal, resumido frecuentemente por el término colectivo de «urocromo» y cuyas causas (estiércol liquido, aguas residuales comunales brutas) se reconocen por el olor y por valores elevados de N, P, CI y SO4. La coloración «mineral» del agua, originada por hierro(lll) hidrolizado y sedimentos finos en general, suele presentarse en forma de coloides o suspensiones y por tanto como «coloración aparente del agua». También pueden separarse por filtración las algas flotantes, generalmente verdes, que pertenecen a los factores de color vegetales.

El factor de color «efectivo» mas importante y que suele presentarse sin otros, lo constituyen los así llamados «ácidos de color» («color acids»), que son extractos del suelo y de fragmentos muertos de plantas, capaces de acidificar el agua hasta un pH 4 y característicos de aguas procedentes de regiones ricas en humus o en vegetación. Entre estas regiones se cuentan las zonas templadas frías y húmedas y la zona caliente y húmeda de vegetación cerca del ecuador. En las vecinas y mas secas zonas mediterráneas y sabaneras son mas raras las aguas coloreadas, mientras que faltan totalmente en la zona desértica situada en medio. En las zonas templadas del centro y norte de Europa, de Norteamérica, etc., predomina la formación de humus, dado que el proceso de descomposición a las temperaturas relativamente bajas no puede hacer frente a la acumulación del material vegetal. La causa principal de la coloración del agua en este caso es que esta se filtra por la capa de humus. Cuando esta última se compone casi exclusivamente de material vegetal muerto, como es el caso en los terrenos pantanosos, siendo además el principal portador del agua, las aguas coloreadas son cosa corriente. En las zonas ecuatoriales, que constituyen la segunda región en presencia de aguas coloreadas, la humedad y las elevadas temperaturas intensifican el crecimiento vegetal, que sin embargo puede formar solamente capas delgadas debido al proceso de descomposición igualmente rápido y la pronta utilización de las componentes del humus por las plantas. La gran acumulación de fragmentos vegetales en descomposición se pone de manifiesto en el caso extremo, el bosque de lluvia tropical, que con 20 kg/m2/a produce aproximadamente 50 veces la cantidad de materia orgánica muerta de un bosque caducifolio o de coníferas centroeuropeo. Son características de estas regiones las «aguas negras» de los ríos y arroyos de allí de una coloración amarilla dorada a menudo, que se debe a la gran cantidad de partes de plantas (hojas, corteza, ramos) en descomposición, en parte también vivas, y no tanto a la capa delgada de humus. Independientemente de las zonas climáticas, el material vegetal puede proceder también de la propia agua. Así, incluso los estanques de agua cementados a menudo son coloreados por los productos de descomposición hidrosolubles pardo amarillentos de las algas de temporada muertas.

Son componentes de los «ácidos de color» gran numero de ácidos polihidroxi y metoxi-carboxílicos y quinonas macromoleculares, de peso molecular entre 1000 y 100 000 (5.3., 5.4., 5.5.). Mediante ligandos potenciales, tales como grupos 0,0'- dihidroxi, éstos pueden también adicionar metales, de modo que en aguas coloreadas conteniendo hierro (numerosas «aguas negras» tropicales) puede haber hierro complejado. La alcalinización de las aguas coloreadas se acompaña generalmente de intensificación del color, que se debe a efectos de indicador de los colorantes y a veces también a la precipitación de hidróxidos de hierro. Por consiguiente, es indispensable conocer el valor del pH en todo análisis colorimétrico. Tratándose de aguas residuales, se tiende a efectuar una medida adicional al pH constante de 7,6 (5.2.2., pags. 392-394).

5. Bibliografia

5.1. HAZEN A., Am. Chem. J. 14, 300 310 (1892).5.2.1. Ausgewahlte Methoden der Wasser- untersuchung. VEB Gustav Fischer Verlag, Jena (1971).5.2.2. StandardMethods for theExamination of Water and Wastewater, 13th Ed. American Public Health Association, Washington (1971). 160 162,392-394.5.2.3. Analysis of Raw, Potable and Waste Waters. Her Majesty's Stationary Office, London (1972). 26-28.5.3. KNORR M., GRAF W. y KLATTE O. J. Arch. Hyg. Bakteriol. 147, 108 134 (1963).5.4. CHRISTMAN R. F. y GHASSEMI M. J. Am. Water Works Assn. 58, 723-741 (1966).5.5. GHASSEMI M. y CHRISTMAN R.F. Limnology and Oceanography 13, 583-597 (1968).

MEDICION DE LA TURBIDEZ DE UN LIQUIDO MEDIANTE EL MEDIDOR DE TURBIDEZ HANNA HI 93703

PRINCIPIO DE OPERACION. El HI 93703 se ha diseñado para realizar medidas según el estándar internacional de la ISO 7027. El instrumento funciona pasando un haz de luz infrarroja a través de un frasco que contiene la muestra a medir. La fuente de luz es un LED infrarrojo de alta emisión con una longitud de onda pico en 890 nm,. Esto asegura de que la interferencia causada por las muestras coloreadas es mínima. Un sensor, colocado a 90° con respecto a la dirección de la luz, detecta la cantidad de luz dispersada por las partículas sin disolver presentes en la muestra. El microprocesador convierte tales lecturas en valores FTU *.

Según lo observado arriba, la unidad de FTU es igual a la unidad de NTU. Sin embargo, hay otras unidades conocidas para la medida de la turbidez: Unidad de la turbidez de Jackson (JTU) basada en el viejo método de la vela de Jackson, y unidad de Sílice (mg/L de SiO2). Para su referencia la tabla de conversión entre estas unidades de medida se muestra abajo.

 JTU FTU/NTU SiO2(mg/L)

JTU 1 19 2.5

FTU/NTU 0.053 1 0.13

SiO2(mg/L) 0.4 7.5 1

 

*1 FTU =1 NTU