ManualPraktikum Page1of54
MK Teknik Analisis Laboratorium (Bagian Produksi Ternak)
Semester Genap 2020/2021
Page2of54
Tim Penyusun:
Hartutik, Prof. Dr. Ir., MP. IPU
Siti Chuzaemi, Prof. Dr. Ir., MS. IPU
Abd Manab, Dr. Ir. S.pt. MP
Aswah Ridhowi, S.pt., M.Sc
Asri Nurul Huda, S.pt., M.Sc. MP
Firmansyah Tri Saputra, S.pt., M.Sc
Firman Jaya, S.pt., MP
Tri Eko Susilorini, Dr. Ir. MP., IPM
Wike Andre Septian, S.pt., M.Si
Marjuki, Dr. Ir. M.Sc
Maniek E. Sawitri, Dr. Ir. MS
Aulia Puspita A.Y., S.pt., MP. M.Sc
Poespitasari Hazanah Ndaru, S.pt.,MP
Puguh Surjowardojo, Dr. Ir., MS
Muharlien, Dr. Ir., MP
FAKULTAS PETERNAKAN
UNIVERSITAS BRAWIJAYA
MALANG
2020
MK Teknik Analisis Laboratorium (Bagian Produksi Ternak)
Semester Genap 2020/2021
Page3of54
Materi I
ELEKTROFORESIS
Dasar Teori
Elektroforesis berasal dari bahasa Yunani yang mempunyai arti transport atau perpindahan
protein melalui perbedaan potesial partikel-partikel listrik. Elektroforesis adalah suatu cara analisis
kimiawi yang didasarkan pada pergerakan molekul-molekul protein bermuatan di dalam medan listrik
(titik isoelektrik). Pergerakan molekul dalam medan listrik dipengaruhi oleh bentuk, ukuran, besar
muatan dan sifat kimia dari molekul (Titrawani, 1996). Molekul terlarut dalam medan listrik bergerak
atau migrasi dengan kecepatan yang ditentukan oleh rasio muatan dan massa. Sebagai contoh jika dua
molekul mempunyai massa dan bentuk yang sama, molekul dengan muatan lebih besar akan bergerak
lebih cepat ke elektrode (David G. Watson, 2007). Bila arus listrik dialirkan pada suatu medium
penyangga yang telah berisi protein plasma maka komponen-komponen protein tersebut akan mulai
bermigrasi secara berangsur-angsur (Ricardson dkk. 1986) sesuai dengan porusitasgel.
Kecepatan molekul yang bergerak pada medan listrik tergantung pada muatan, bentuk dan
ukuran. Dengan demikian elektroforesis dapat digunakan untuk separasi makromolekul (seperti
protein dan asam nukleat). Posisi molekul yang terseparasi pada gel dapat dideteksi dengan
pewarnaan (mis: Commasie Blue) atau autoradiografi, ataupun dilakukan kuantifikasi dengan
densitometer. Elektroforesis untuk makromolekul memerlukan matriks penyangga untuk mencegah
terjadinya difusi karena timbulnya panas dari arus listrik yang digunakan.
Dasar elektroforesis adalah pembentukan suatu ketidakhomogenan atau gradasi konsentrasi
sepanjang sistem. Koloid, protein enzim menunjukkan mobilitas elektroforesis spesifik dan titik
isoelektrik yang dapat digunakan untuk identifikasi zat-zat spesifik. Pemisahan dapat dilakukan bila
senyawa-senyawa yang telah terpisah tidak secara spontan bercampur kembali akibat sirkulasi
konvektif. Pada elektroforesis, medan listrik dialirkan pada suatu medium yang mengandung sampel
yang akan dipisahkan. Sebagai akibatya adalah terbentuk pita (band) yang dapat diwarnai agar mudah
dilakukanidentifikasi.
Prinsip kerja dari elektroforesis berdasarkan pergerakan partikel-partikel bermuatan negatif
(anion), dalam hal tersebut DNA, yang bergerak menuju kutub positif (anode), sedangkan partikel-
partikel bermuatan positif (kation) akan bergerak menuju kutub negatif (anode) (Klug & Cummings,
1994: A 6). Prinsip inilah yang dipakai dalam elektroforesis untuk memisahkan molekul-molekul
berdasarkan muatannya sehingga pergerakan molekul-molekul tersebut pada suatu fase diam
(stationary phase) dalam sebuah medan listrik akan berbeda-beda. Oleh karena partikel sol bermuatan
listrik, maka partikel ini akan bergerak dalam medan listrik. Kemampuan perpindahan pergerakan
muatan molekul tersebut menuju ke arah kutub yang berlawanan merupakan suatu parameter
kecepatan dalam proses elektroforesis yang dinyatakan sebagai mobilitas elektroforetik. Mobilitas
elektroforetik merupakan laju perpindahan partikel bermuatan dalam cm per detik yang disebabkan
karena pengaruh medan listrik 1 V per cm, dinyatakan dalam cm2V-1s-1. Mobilitas elektroforetik dapat
ditetapkan hanya untuk elektrolit tertentu pada kondisi pengujian yangtepat.
Menurut Stenesh dalam Titrawani (1996) teknik elektroforesis dapat dibedakan menjadi dua
cara, yaitu : elektroforesis larutan (moving boundary electrophoresis) dan elektroforesis
Page4of54
daerah (zone electrophoresis). Pada teknik elektroforesis larutan, larutan penyangga yang
mengandung makro-molekul ditempatkan dalam suatu kamar tertutup dan dialiri arus listrik.
Kecepatan migrasi dari makro-molekul diukur dengan jalan melihat terjadinya pemisahan dari
molekul (terlihat seperti pita) di dalam pelarut. Sedangkan teknik elektroforesis daerah adalah
menggunakan suatu bahan padat yang berfungsi sebagai media penunjang yang berisi (diberi) larutan
penyangga. Media penunjang yang biasa dipakai adalah gel agarose, gel pati, gel poliakrilamida dan
kertas sellulose poliasetat. Adapun menurut Sargent & George (1975) elektroforesis daerah disebut
sebagai elektroforesis gel dengan dua buah model yaitu horizontal dan vertikal. Metode yang biasa
digunakan adalah model horizontal, karena mempunyai beberapa keuntungan yaitu peralatan yang
digunakan sangat sederhana, relatif murah dan pemisahan untuk enzim tertentu dapat menghasilkan
pemisahan yang lebih baik.
Elektroforesis biasanya memerlukan media penyangga sebagai tempat bemigrasinya
molekul-mulekul biologi. Media penyangganya bermacam-macam tergantung pada tujuan dan bahan
yang akan dianalisa. Media penyangga yang sering dipakai dalam elektroforesis antara lain yaitu
kertas, selulose, asetat dan gel. Gel poliakrilamid dan agarosa merupakan matriks penyangga yang
banyak dipakai untuk separasi protein dan asam nukleat.
Beberapa faktor mempengaruhi kecepatan migrasi dari molekul protein yakni: (Soedarmadji,
1996)
1. Ukuran molekulprotein
Migrasi molekul protein berukuran besar lebih lambat daripada migrasi molekul berukuran kecil.
2. Konsentrasigel
Migrasi molekul protein pada gel berkosentrasi rendah lebih cepat daripada migrasi molekul
protein yang sama pada gel berkosentrasi tinggi.
3. Buffer (penyangga) dapat berperan sebagai penstabil medium pendukung dan dapat
mempengaruhi kecepatan gerak senyawa karena ion sebagai pembawa protein yang bermuatan.
Kekuatan ion yang tinggi dalam buffer akan meningkatkan panas sehingga aliran listrik menjadi
maksimal. Hal ini dapat mempercepat gerakan molekul protein. Kekuatan ion rendah dalam buffer
akan menurunkan panas sehingga aliran listrik akan sangat minimal dan migrasi molekul protein
sangatlambat.
4. Mediumpenyangga
Medium pendukung ideal untuk elektroforesis adalah bahan kimia inert yang bersifat relatif stabil,
mudah ditangani dan mempunyai daya serap yang baik, sebagai migrasi elektron atau penyaringan
berdasarkan ukuran molekul seperti gel poliakrilamid (Sudarmadji, 1996).
Jika ukuran pori dari medium kira-kira sama dengan molekul, maka molekul yang lebih kecil akan
berpindah lebih bebas di dalam medan listrik, sedangkan molekul yang lebih besar akan dibatasi
dalam migrasinya. Besarnya pori-pori dapat diatur dengan mengubah konsentrasi penyusun gel
poliakrilamidnya yaitu akrilamid dan bisakrilamid.
5. Kekuatanvoltase
• Voltase yang dipakai rendah (100-500) V, kecepatan migrasi molekul sebanding dengan
tingginya voltase yangdigunakan.
• Voltase yang dipakai tinggi (500-10000) V, mobolitas molekul meningkat secara lebih tajam
dan digunakan untuk memisahkan senyawa dengan BM rendah serta jenis arus yang dipakai
selalu harus searah (bukan bolakbalik).
Page5of54
6. Temperatur medium disaat proses elektroforesis berlangsung. Jika temperatur tinggi akan
mempercepat proses bermigrasinya protein dan sebaliknya jika temperatur rendah akan
mengurangi kekuatan bermigrasinya protein.
Elektroforesis gel
Elektroforesis gel digunakan untuk memisahkan atau melihat kemurnian DNA atau protein
yang tidak bisa diperoleh dengan metode lain seperti gradient sentrifugasi. Media yang banyak
dipakai dalam proses pemisahan ini adalah agarose atau akrilamid. Agarose digunakan untuk
memisahkan molekul-molekul yang lebih besar karena memiliki ukuran partikel yang lebih besar.
Sehingga daya pisah dari agarose (resolusi) lebih kasar (lebih lemah) dibandingkan akrilamid.
Akrilamid memiliki ukuran partikel yang lebih halus sehingga daya pemisahannya lebih baik.
Elektroforesis melalui gel agarosa atau poliakrilamid merupakan Teknik ini merupakan teknik
yang sederhana, cepat, dan dapat memisahkan molekul yang diinginkan dari matriksnya yang tidak
dapat dilakukan oleh prosedur lainnya, seperti sentrifugasi gradient. (David G. Watson, 2007).
Jenis-jenis Elektroforesis Gel
a. Elektroforesis gelagarosa
Metode standar yang digunakan untuk memisahkan, mengidentifikasi dan memurnikan
fragmen DNA adalah elektroforesis gel agorose. Teknik ini sederhana, cepat terbentuk, dan mampu
memisahkan campuran potongan DNA sesuai dengan ukurannya secara akurat, dibanding dengan
densitas gradient sentrifugasi. (Maniatis T. et al, 1982)
Agarosa yang disari dari ganggang laut merupakan polimer dengan dasar struktur D- alaktosa
dan 3,6 –anhidro L-galaktosa. DNA dari 200 basa sampai 50 kilo basa dapat dipisahkan dengan gel
agarosa dengan berbagai konsentrasi agarosa. Gel agarosa biasanya dilakukan dalam konfigurasi
horizontal dalam kekuatan medan listrik dan arah tetap. (David G. Watson, 2007)
Gel agarosa dibuat dengan melelehkan agarosa dengan buffer dan kemudian dituangkan pada
cetakan dan diamkan sampai dingin. Setelah mengeras, agarosa membentuk matriks dengan
kerapatan yang ditentukan oleh konsentrasi agarosa. Jika medan magnet diberikan antara kedua ujung
gel, DNA yang bermuatan negatif pada pH netral, bergerak ke anoda. Kecepatan migrasi ini
ditentukan oleh ukuran (panjang) DNA, konformasi DNA, konsentrasi agarosa dan besaran tegangan
yang digunakan. (David G. Watson,2007)
Molekul DNA untai ganda linear, yanag diletakkan pada salah satu ujung gel, bergerak
melalui matriks gel pada kecepatan yang berbanding terbalik terhadap log jumlah asam basa. Molekul
yang lebih besar bergerak lebih lama karena terjadi gesekan lebih besar. (David G. Watson,2007)
Hal ini disebabkan DNA harus melewati pori-pori gel sehingga kurang efisien lajunya
daripada molekul yang lebih kecil.Fragmen DNA linear dengan panjang tertentu bermigrasi dengan
kecepatan yang berbeda pada gel yang mengandung konsentrasi agarosa berbeda.
Cara yang paling mudah untuk mendeteksi adanya DNA dengan menggunakan etidium
bromide, suatu senyawa berfluoresensi yang biasanya digunakan untuk mendeteksi DNA pada gel
agarosa atau poliakrilamid. (David G. Watson, 2007)
b. Elektroforesis GelPoliakrilamid
Akrilamid merupakan suatu monomer, yang jika ada radikal bebas, biasanya diberikan oleh
ammonium persulfat dan distabilkan oleh TEMED, terjadi reaksi berantai sehingga monomer
terpolimerisasi menjadi rantai panjang.
Page6of54
Gel poliakrilamid dibuat dengan cara menuangkan antar dua lempeng kaca yang dipisahkan
dengan pembatas dengan ketebalan tertentu. Gel poliakrilamid berukuran dari 5 cm sampai 50 cm
panjangnya tergantung pada keperluannya dan dilakukan elektroforesis dengan cara vertikal. (David
G. Watson,2007)
c. Elektroforesis Gel Poliakrilamid-SDS (SDS-PAGE)
Protein dapat dipisahkan berdasarkan ukuran massanya dengan elektroforesis gel
poliakrilamid dengan system gerak. Sebelumnya, campuran protein dipanasi dengan natrium dedosil
suldat (SDS), suatu detergen anionik utnuk menyelubungi molekul protein. Penyelubungan ini
menyebabkan interaksi nonkovalen terganggu sehingga molekul protein dalam struktur primer.
Anion SDS berikatan dengan rantai utama dengan rasio satu molekul SDS untuk dua residu asam
amino. . (David G. Watson,2007)
Merkaptoetanol atau ditiotreitol juga ditambahkan untuk mereduksi ikatan disulfida.
Kompleks SDS dengan protein terdenaturasi mempunyai jumlah muatan negatif yang sebanding
dengan ukuran protein. Muatan negatif yuang terdapat pada ikatan SDS ini jauh lebih besar daripada
muatan pada protein asli. Kompleks protein SDS kemudian dielektroforesis, sehingga semua molekul
protein bergerak menuju kutub positif. Ketika elektroforesis selesai, protein dalam gel dapat
ditampakkan oleh pewarnaan dengan perak atau zat warna seperti Coonassie biru, yang akan
menampakkan beberapa pita. (David G. Watson, 2007).
Analisis Protein
Protein
Protein berasal dari bahasa Yunani proteios yang berarti pertama atau utama. Protein
merupakan makromolekul yang menyusun lebih dari separuh bagian dari sel. Protein menentukan
ukuran dan struktur sel, komponen utama dari sistem komunikasi antar sel serta sebagai katalis
berbagai reaksi biokimia di dalam sel. Karena itulah sebagian besar aktivitas penelitian biokimia
tertuju pada protein khususnya hormon, antibodi dan enzim.
Semua jenis protein terdiri dari rangkaian dan kombinasi dari 20 asam amino. Setiap jenis
protein mempunyai jumlah dan urutan asam amino yang khas. Di dalam sel, protein terdapat baik
pada membran plasma maupun membran internal yang menyusun organel sel seperti mitokondria,
retikulum endoplasma, nukleus dan badan golgi dengan fungsi yang berbeda-beda tergantung pada
tempatnya. Protein-protein yang terlibat dalam reaksi biokimiawi sebagian besar berupa enzim
banyak terdapat di dalam sitoplasma dan sebagian terdapat pada kompartemen dari organel sel.
Protein merupakan kelompok biomakromolekul yang sangat heterogen. Ketika berada di luar
makhluk hidup atau sel, protein sangat tidak stabil. Untuk mempertahankan fungsi dan nya, setiap
jenis protein membutuhkan kondisi tertentu ketika diekstraksi dari normal biological milieu. Protein
yang diekstraksi hendaknya dihindarkan dari proteolisis atau dipertahankan aktivitas enzimatiknya.
Untuk menganalisa protein yang ada di dalam sel tersebut, diperlukan prosedur fraksinasi sel
yaitu (1) memisahkan sel dari jaringannya, (2) menghancurkan membran sel untuk mengambil
kandungan sitoplasma dan organelnya serta (3) memisahkan organel-organel dan molekul
penyusunnya. Prosedur (1) dan (2) dinamakan homogenasi dapat dilakukan dengan menggunakan
alat yang paling sederhana seperti homogeniser atau mortal sampai alat yang paling mutakhir seperti
pemakaian vibrasi dan sonikasi tergantung pada bahanyang akan dihomogenasi. Prosedur
(3) dilakukan dengan menggunakan sentrifus dengan kecepatan dan lama sentrifugasi tertentu.
Page7of54
Sebagian besar protein merupakan molekul yang mudah rusak bila tidak berada pada kondisi
fisiologisnya. Karena itu, untuk mempertahankan struktur dan fungsi protein, fraksinasi dilakukan
pada suhu rendah (0-40C) dalam buffer dan pH tertentu (tergantung dari jenis protein yang akan
dianalisa).
Hasil homogenasi yang dinamakan homogenat biasanya masih berupa larutan keruh yang
terdiri dari debris sel (bagian sel yang tidak hancur), organel-organel sel dan makromolekul penyusun
sel diantaranya yaitu protein. Dengan sentrifugasi, debris dan organel sel akan mengendap di dasar
tabung sentrifus (dinamakan pellet), sedangkan makromolekul (termasuk di dalamnya protein) yang
ukurannya jauh lebih kecil daripada debris dan organel sel tidak akan mengendap tetapi terlarut dalam
buffer (dinamakan supernatan yang bening). Supernatan inilah yang dipakai sebagai sampel untuk
analisa protein dalamjaringan.
Untuk analisa protein yang di dalam plasma atau serum darah, prosedur fraksionasi (1) dan
(2) tidak diperlukan karena protein sudah terlarut dalam plasma darah, sedangkan sentrifugasi tetap
diperlukan untuk mengen-dapkan sel-sel darah sehingga protein yang terlarut dalam plasma atau
serum terdapat sebagai supernatan.
Beberapa teknik analisa protein membutuhkan prosedur isolasi yaitu memisahkan proteindari
makromolekul yang lain atau memisahkan protein dengan sifat tertentu dari protein lain yang tidak
diinginkan dalam analisa. Suatu teknik isolasi dan identifikasi protein harus mempertimbangkan
sifat-sifat fisik, kimiawi dan kelistrikan suatu protein sedemikian rupa sehingga konformasi dan
aktifitasnya tidak berubah. Pada tahap awal isolasi, biasanya digunakan metode yang memiliki daya
pemisah terendah seperti pengendapan dengan amonium sulfat. Pengendapan ini dipengaruhi oleh
berbagai faktor antara lain jumlah dan posisi gugus polar, berat molekul, pH dan temperatur larutan.
Protein hasil sentrifugasi homogenat masih terdiri dari berbagai jenis protein (atau dinamakancrude
protein) ataupun protein hasil pengendapan amonium sulfat (jenis protein lebih spesifik) selanjutnya
dapat dianalisa secara kuantitatif maupun kualitatif. Analisa kuantitatif protein biasanya
menggunakan spektrofotometer dengan panjang gelombang tertentu tergantung pada jenisprotein
dan pereaksi yang dipakai. Dengan spektrofotometer dapat diketahui banyaknya atau jumlah protein
dalam suatu sampel (biasanya dinyatakan dalam mg protein/ml sampel, mg protein/ml
sampelataudalamsatuanppmtergantung darisatuan yang dipakaipadasaat membuat kurva standar).
Analisa kualitatif protein dapat menggunakan kromatografi ataupun elektroforesistergantung
padatujuan analisa. Dalam prakteknya, baik analisa kualitatif maupun kuantitatif dapat
dipakai secara terpisah ataupun dipakai secara bersamaan dalam suatu rangkaian analisa.
Presipitasi Protein Menggunakan Amonium Sulfat
Metode ini dapat dipakai untuk memisahkan protein albumin dari protein globulin dalam
plasma darah. Kelarutan protein dalam garam amonium sulfat sangat bervariasi tergantung pada
kekuatan ioniknya dan konsentrasi amonium yang ditambahkan. Proses ini dapat dikelompokkan ke
dalam dua bagian yaitu salting in dan salting out. Pada salting in, garam yang ditambahkan tidak
jenuh atau pada konsentrasi rendah sehingga protein menjadi bermuatan dan menjadi larut dalam
larutan garam. Kelarutan protein akan terus meningkat sejalan dengan peningkatan konsentrasi
garam. Bila konsentrasi garam ditingkatkan terus, maka justru kelarutan protein menjadi turun.
Bahkan pada konsentrasi garam yang lebih tinggi lagi atau jenuh, protein akan mengendap. Proses
penambahan garam amonium sulfat jenuh pada isolasi protein ini dinamakan salting out.
Mekanisme dasar salting out sangat kompleks tetapi dapat diperkirakan bahwa pengendapan
terjadi karena persaingan antara garam dan protein untuk mengikat air. Pada konsentrasi tinggi,
Page8of54
kekuatan ionik garam semakin kuat sehingga garam lebih dapat mengikat molekul air. Dengan
demikian, tidak cukup banyak air yang terikat pada protein sehingga gaya tarik menarik antar molekul
protein lebih menonjol dibandingkan dengan tarik menarik antara air dan protein. Dalam kondisi
seperti itu protein akan mengendap.
Setiap jenis protein mempunyai ke-larutan yang berbeda pada amonium sulfat jenuh. Karena
itu, salting out biasa dipakai untuk mengisolasi protein tertentu. Dengan metode salting out protein
globulin akan mengendap sebagai pelet, sedangkan protein albumin terlarut dalam garam amonium
sulfat sebagai supernatan. Hal ini disebabkan karena perbedaan kelarutan albumin dan globulin dalam
garam amonium sulfat. Garam amonium sulfat juga diper-gunakan dalam pemurnian enzim. Garam
ini sangat larut dalam air, relatif murah dan dapat diperoleh dengan tingkat kemurnian tinggi serta
tidak menurunkan aktifitas molekul yang dianalisa. Selama proses salting out berjalan, sangat penting
untuk menjaga konsentrasi garam agar tidak menurun dalam larutan sehingga tidak terjadi
pengendapan yang bersamaan antara protein yang ingin dimurnikan dengan protein yang tidak
diinginkan (protein pencemar). Dengan demikian selalu dilakukan pengadukan selama penambahan
garam dalam prosedur salting out.
Untuk mendapatkan hasil pengendapan yang sempurna dan maksimal, penambahan amonium
sulfat ke dalam larutan protein dilakukan secara bertahap. Pada setiap tahap penambahan garam,
endapan protein selalu dipisahkan dengan sentrifugasi. Endapan yang diperoleh disuspensikan
dengan larutan bufer fosfat pH 8,2. Dalam keseluruhan proses pemurnian protein, salting out tidak
hanya dilakukan sebagai tahap awal melainkan sering juga dilakukan sebagai tahap akhir.
Penambahan garam pada proses akhir pemurnian bertujuan untuk memperoleh protein yang lebih
pekat. Karena itu cara yang terakhir ini tidak ditujukan untuk memurnikan dan mengidentifikasi
protein melainkan ditujukan untuk memekatkan protein hasil.
METODE KERJA
Bahan : • Aquadest
• Trisbase
• Glisin
• SDS
• Bis-akrilamid
• Akrilamid
• Gliserol
Alat : • Elektroforesis
• Mikropipet
Cara Kerja : A. Menyiapkansampel
1. Sampel protein ditambah dengan Reducing Sample Buffer (RSB)1:1
dalam tabungEppendorf.
2. Kemudian sampel dipanaskan pada 100oC selama 5menit
3. Setelah dingin, bila sampel tidak langsung digunakan, sampel bisa simpan
pada-20oC
B. Menyiapkan separating dan stackinggel
1. Plate pembentuk gel disusun seperti petunjuk.
2. Separating gel 12,5 % dibuat dengan cara:
• Siapkan tabung polipropilen 50ml
Page9of54
• Masukkan 3,125 ml stock acrilamid dalam tabungpolipropilen
• Masukkan 2,75 ml 1 M Tris pH 8.8, tabung ditutup lalu tabung
digoyang secaraperlahan
• Masukkan aquabidest 1,505 ml, tabung ditutup lalu tabungdigoyang
secara perlahan
• Masukkan 75µl SDS 10%, tabung ditutup lalu tabung digoyangsecara
perlahan
• Masukkan 75 µl APS 10 %, tabung ditutup lalu tabung digoyang secara
perlahan
• Masukkan 6,25 µl TEMED, tabung ditutup lalu tabung digoyangsecara
perlahan
• Segera tuang larutan ke dalam plate pembentuk gel menggunakan
mikropippet 1 ml (dijaga jangan sampai terbentuk gelembungudara)
sampai batas yang terdapat padaplate
• Perlahan tambahkan aquadest diatas larutan diatas larutan geldalam
plate agar permukaan gel tidakbergelombang
3. Biarkan gel memadat selama kurang lebih 30 menit (ditandai dengan
terbentuknya garis transparan diantara batas air dan gel yang terbentuk ).
Setelah itu,air yang menutup separating geldibuang.
4. Sesudah separating gel memadat, stacking gel 3% disiapkan dengan cara
yang sama yang sama dengan point B.2 diatas, dengan volume larutan
sebagaiberikut:
• Aquabidest 2,11 ml
• 30% acrylamide–bis 0,45 ml
• 1 M TrispH6.8 0,38 ml
• 10%SDS 30µl
• 10%APS 30µl
• TEMED 5 µl
C. Memasukkan sampel pada sumur gel
1. Plate yang sudah berisi gel dimasukkan dalam chamberelektroforesis
2. Running buffer dituang sampai bagian atas dan bawah gelterendam
3. Bila terbentuk gelembung udara pada dasar gel atau diantara sumursampel
harusdihilangkan
4. Marker standar sebanyak 3-5 µl dimasukkan pada salah satu sumur (bisa
disumur yang paling tepi atau pada sumur yangtengah)
5. Sampel sebanyak 10-20 µl (yang kandungan proteinnya minimal 0,1 µg
dan maksimal 20-40 µg) dimasukkan hati-hati ke dalam dasar sumur gel,
menggunakan Hamiltonsyringe
6. Syringe dibilas sampai 3x dengan menggunakan air atau denganrunning
buffer sebelum dipakai untuk memasukkan sampel yang berbeda pada
sumur gelberikutnya
D. Runningsampel
1. Untuk memulai running perangkat elektroforesis dihubungkandengan
power supply
Page10of54
2. Running dilakuakn pada constant current 20 mA selama kurang lebih40-
50 menit atau sampai tracking dye mencapai jarak 0,5 cm dari dasargel
3. Setelah selesai, running buffer dituang dan gel diambil dariplate
E. PewarnaanGel
1. Untuk tahap ini diperlukan larutan staining untuk mewarnai protein gel,
pewarnaan yang dipakai adalah Comasie Brilliant Blue atau SilverStain
tergantung kegunaan. Staining dilakukan selama 30menit
2. Larutan destaining untuk menghilangkan warna pada gel dan memperjelas
band protein yangterbentuk.
KENDALA PADAELEKTROPHORESIS
Gel mengeras memerlukan waktu lama
• Terlalu sedikit APS atau TEMED. Naikkan komposisi sekitar50%
• Suhu terlalu rendah. Pembuatan gel sebaiknya dilakukan di suhuruang
• APS dan TEMED sudah terlalu lama. Gunakan yangbaru
• Kulaitas akrilamida yang buruk. Gunakan akrilamidaelectrophoresis-grade
• Ada bahan yang tidak dimasukkan. Pastikan bahan untuk pembuatan gel terdaftar dalam list
sehingga mudah dipantau
• Konsentrasi bahan yang tidak sesuai. Periksa konsentrasi supaya sesuai denganprotokol
Gel terlalu lunak
• Kualitas akrilamida yangburuk
• Pembentukan ikatan silang yang terlalu sedikit. Perhatikan konsentrasi bahan-bahan
penyusun
Tidak terjadi polimerisasi
• Suhu terlalurendah
• APS dan TEMED yang terlalu sedikit atau sudahlama
• Kualitas akrilamida yangburuk
Ada lekukan di permukaan gel
• Katalis yang berlebihan sehingga gel membeku terlalu cepat. Turunkan konsentrasi APSdan
TEMED masing-masing sekitar25%
• Inhibisi gel karena polimerisasi memerlukan waktu lebih dari 1 jam. Naikkan APS dan
TEMED sekitar50%
Gel mudah patah
• Terlalu banyak ikatan silang. Periksa konsentrasigel
Gel berwarna putih
• Terlalu banyak bis-akrilamida. Periksa konsentrasi bis
Kebocoran gel saat pembuatan
• Terdapat keretakan atau patahan kecil pada kaca plate. Periksa kaca plate danapabila
keretakan tidak terlalu parah maka bisa ditambal menggunakanparafilm
• Pemasangan kaca plate yang tidak sesuai. Pastika bagian bawah telah sejajar dan rata
sehingga tidak ada larutan yang bisakeluar
Gel retak saat polimerisasi
• Suhu yang terlalu tinggi. Pastikan reagen tidak terlalupanas
Sampel tidak jatuh sampai dasar sumur
• Konsentrasi gliserol yang kurang pada buffersampel
Page11of54
• Sisir yang dilepas terlalu cepat saat gel dalam prosespolimerisasi sehingga terjadi webbing
pada sumur. Pastikan gel terpolimerisasi sempurna sekitar 30 menit sebelumdigunakan
Larutan sampel berwarna kuning
• Larutan terlalu asam. Tambahkan sedikit NaOH supaya larutan berwarnabiru
• Bromofenol biru yang terlalu sedikit pada buffersampel
Gel lepas dari kaca selama elektroforesis
• Kaca yang kurang bersih. Setelah dibersihkan dengan akuades, pastikan tidak ada sisa-sia
tetesan air di dalamcetakan
Dasar sumur tampak melengkung ke bawah saat elektroforesis
• Umum terjadi apabila tedapat molekul dengan massa molekul besar dan bermuatan terjebak
di sumur. Biasanya ditemukan pada sampel yang mengandung asam nukleat dengan jumlah
banyak. Periksa kandungan asam nukleat pada sampel dan bersihkan sampai ke jumlahyang
sewajarnya
Sumur yang buruk
• Sumur dapat rusak atau terdistorsi apabila sisir tidak dilepas dengan hati-hati. Lepaskan sisir
dengan gerakanvertikal
• Apabila sisir sulit dilepaskan dari gel penahan, turunkan konsentrasi gelpenahan
• Webbing di sumur dapat disebabkan sisir yang terlalu longgar atau gel mengeras terlalu
cepat. Pastikan sisir sesuai dengan cetakan kaca yang tersedia dan periksa konsentrasiAPS
dan TEMED
Gel retak saat elektroforesis
• Kondisi elektroforesis yang terlalu hangat. Hal ini umum terjadi pada geldengan
konsentrasitinggi
Beberapa pita tidak bergerak turun
• Hal ini dapat disebabkan oleh keberadaan gelembung udara pada jalur pergerakanpita.
Pastikan tidak ada gelembung saat menuanggel
Bagian atas gel yang terlalu lengket
• Terjadi penetrasi etanol yang digunakan untuk meratakan gel pemisah ke dalam gel. Pada
saat meratakan gel, jangan sampai etanol ikut tercampur. Jangan membiarkan etanol
tertinggal terlalu lama pada gel yang terlah terpolimerisasi atau bisa etanol bisa digantikan
denganair
Resolusi pita protein yang tidak sempurna
• Waktu elektroforesis yang tidak cukup. Tambahkan wakturunning
• Ukuran pori-pori gel pemisah tidak sesuai dengan ukuran protein yang akan dianalisa.Atur
konsentrasi gelpemisah
Pita protein memiliki ketebalan yang tidak seragam
• Sampel dimuat dengan tidak seragam. Pastikan dasar sumur lurus semua danhorizontal
Page12of54
Gambar Elektroforesis Mini-Protean 3
Page13of54
Page14of54
Proses Pembuatan Gel
Proses Memasukkan Sampel
Page15of54
Proses Running
Page16of54
Tanda Tangan Dosen/Asisten :
…………………………………………………
Laporan Sementara :
Page17of54
Tanda Tangan Dosen/Asisten :
…………………………………………………
Laporan Sementara :
Page18of54
Materi II
Haemacytometer
Dasar Teori
Haemocytometer adalah alat awalnya dirancang untuk penghitungan sel darah . Sekarang
juga digunakan untuk menghitung jenis sel serta partikel mikroskopis lainnya. Hemositometer ini
ditemukan oleh Louis-Charles Malassez dan terdiri dari tebal kaca slide mikroskop dengan lekukan
persegi panjang yang menciptakan sebuah kamar. ruang ini diukir dengan laser-terukir grid garis
tegak lurus. Perangkat ini dibuat dengan hati-hati sehingga daerah yang dibatasi oleh garis diketahui,
dan kedalaman ruang ini juga diketahui. Oleh karena itu mungkin untuk menghitung jumlah sel atau
partikel dalam volume tertentu cairan, dan dengan demikian menghitung konsentrasi sel dalam cairan
secara keseluruhan.(Wiki,2011).
PEMERIKSAAN HITUNG JUMLAH LEUKOSIT / ERITROSIT
Menghitung jumlah sel-sel leukosit perliter darah (System International Units = SI unit) atau per satu
mmk darah. Nilai normalnya 4000 - 11000 / mmk.Untuk penerapan hitung leukosit ada dua metode,
manual dan elektronik. Pada umumnya metode elektronik belum digunakan secara umum.
Peralatan dan Bahan :
1. Haemocytometer
• bilikhitung
• pipetleukosit
• pipet eritrosit (untuk menghitungeritrosit)
Neubauer Improve : luas seluruh bilik 3 x 3 mm2. tinggi/dalam 0,1 mm. di dalam bilik terdapat :
kotak besar : 1 x 1 mm2
kotak sedang ada 2 macam :
ditengah : 1/5 x 1/5mm2
di empat sudut : 1/4 x 1/4 mm2
kotakkecil : 1/20 x 1/20mm2
2. Kacapenutup
3. Mikroskop
Bahan:
1. Spesimen
Darah vena atau darah kapiler
Cara Kerja
Mengisi pipet Leukosit
• Isaplah darah kapiler (kapiler, EDTA, atau oxalat) sampai pada garis tanda “0,5″tepat.
• Hapus kelebihan darah yang melekat pada ujungpipet
• Masukkan ujung pipet kedalam larutan TURK sambil mempertahankan darah tetap pada garis
tanda.
• Pipet dipegang dengan sudut 45 derajat dan larutan TURK dihisap perlahan-lahan sampai
garis tanda “11″ tepat. Hati-hati jangan sampai terjadi gelembungudara.
• Angkatlah pipet dari cairan; tutup ujung pipet dengan ujung jari kemudian lepaskan karet
penghisap.
Page19of54
• Kocoklah pipet tadi selama 15-30 detik. jika tidak segera akan dihitung letakkan pipet dalam
posisihorizontal.
Mengisi kamar hitung
• Letakkan kamar hitung yang telah benar-benar bersih dengan kaca penutup yang terpasang
mendatar di atasmeja.
• Kocoklah pipet yang berisi tadi selama 3 menit terus menerus (jangan samapai ada cairan yang
terbuang dari pipet saatmengocok)
• Buang semua cairan yang ada pada batang kapiler pipet (3 – 4 tetes) dan kemudian sentuhkan
ujung pipet (sudut 30 derajat) dengan menyinggung pinggir kaca penutup pada kamarhitung.
• Biarkan kamar hitung tersebut terisi cairan perlahan-lahan dengan gaya kapilaritasnyasendiri.
• Biarkan kamar hitung yang sudah terisi tersebut selama 2-3 menit agar leukkosit-leukosit
mengendap. jika tidak akan dihitung segera, simpan kamar hitung tersebut dalam cawan peti
tertutup yang berisi kapasbasah.
Cara menghitung sel
• Pakailah lensa objektif kecil (pembesaran 10x). turunkan lensa kondensor atau kecilkan
diafragma mikroskop meja mikroskop harusdatar.
• Kamar hitung dengan bidang bergaris diletakkan di bawah objektif dan fokus mikroskop
diarahkan pada garis-garis bagi tersebut. Dengan sendirinya leukosit-leukosit akan jelas terlihat.
• Hitunglah semua leukosit yang terdapat dalam keempat “bidang besar” pada sudut-sudut
“seluruh permukaan yangdibagi”.
• Mulailah menghitung dari sudut kiri atas, terus ke kanan, kemudian turun ke bawah dan dari
kanan ke kiri dan seterusnya.
• Kadang ada sel yang menyinggung garis suatu bidang, sel-sel yang menyinggung garis batas
sebelah kiri atau garis atas haruslah dihitung.
• Sebaliknya sel-sel yang menyinggung garis sebelah kanan dan bawah tidak boleh dihitung.
Perhitungan
• Pengenceran yang dilakukan pada pipet adalah 20kali.
• Jumlah semua sel yang dihitung dalam keempat bidang itu dibagi 4 menunjukkan jumlah
leukosit dalam 0,1 µl. Kalikan angka tersebut dengan 10 (untuk tinggi) dan 20 (untuk
pengenceran) untuk mendapatkan jumlah leukosit dalam 1 ul darah. Singkatnya : Jumlah sel
yang terhitung dikali 50 = jumlah leukosit per µldarah.
Catatan :
Pengenceran yang lazim digunakan untuk menghitung leukosit adalah 20 kali, tetapi menurut
keadaan (leukositosis tinggi atau leukopenia) pengenceran dapat diubah sesuai keadaan tersebut,
lebih tinggi pada leukositosis dan lebih rendah pada leukopenia. Sedian darah dengan oxalat yang
tidak segera dipakai ada kemungkinan terjadi penggumpalan leukosit. Jika darah tepi banyak
mengandung sel darah merah berinti maka sel tersebut akan diperhitungkan seperti leukosit, untuk
koreksi dapat dilakukan pemeriksaan sedian hapus yang dipakai untuk hitung jenis leukosit,
persentase sel darah merah berinti di catat. misalnya ; didapatkan 10.000 leukosit per µl darah dan
dari hitung jenis didapatkan tiap 100 leukosit ada 25 sel darah merah berinti, maka jumlah leukosit
yang sebenarnya adalah:
Page20of54
Gambar kamarhitung Luasan untuk menghitung
Jumlah selLeukosit
Ukuran kamar hitung
Page21of54
Laporan Sementara :
Page22of54
Laporan Sementara :
Page23of54
Materi 3
Keselamatan Kerja di Laboratorium
Upaya Pencegahan dan Tindakan Terhadap Kecelakaan
1. Kebakaran
Bahan kimia atau reagensia yang mudah terbakar antara lain: benzena, alkohol, eter, aseton.
Tindakan pencegahan agar tidak terjadi kebakaran:
• Tempat penyimpanan bahan kimia terpisah darilaboratorium
• Ruangan dirancang agar ventilasi baik, bebas dari sumber percikan listrik, asap rokok, bersuhu dingin dan kering (tidaklembab)
• Perlu diperhatikan bahwa bahan-bahan ini dapat berinteraksi dan bereaksi sehingga
mampu menimbulkan ledakan atau kebakaran, sehingga bahan-bahan ini harus disimpan
dengan urutan yang terpisah. Misalnya: asam sulfat dengan klorat, perklorat, permanganat,
air, asam asetat dengan asam kromat, asam nitrat, perklorat, peroksida, Na-nitrat dengan
amonium nitrat, kalium permanganat dengan etilen, asam sulfat, gliserin.
Tindakan yang dilakukan apabila terjadi kebakaran:
• Segera memindahkan bahan kimia yang menyebabkan kebakaran dan menjauhkkan
bahan kimia lain yang mudahterbakar
• Untuk memadamkan api digunakan alat pemadam kebakaran atau pasir. Penyebab kebakaran dari bahan kimia CCl4 dan NaHCO3 dapat dipadamkan dengan alat pemadam kebakaran. Jika memungkinkan tidak menggunakan air sebagai alat pemadam, kecuali
bila kobaran api sudah meluas.
• Korban kebakaran harus segera diselamatkan melalui pertolongandarurat.
• Jika seseorang pekerja laboratorium terbakar, pakaian segera di lepas, penderita dilarang
berlari karena mengundang angin yang kan memperbesar nyala api. Luka bakar diambil
tindakan pertama dengan mendinginkan dengan air dingin, kebersihan luka dijaga, dan
menutup dengan kain bersih. Bila kuka bakar melepuh jangan digaruk dan segera dibawa
ke rumahsakit.
• Jika api telah padam, pintu, jendela dibuka untuk sirkulasiudara.
• Bahan-bahan yang rusak dibersihkan dan dilakukan observasi terhadap bagian-bagian yangrusak.
• Dalam keadaan luka bakar ringan, daerah luka sebaiknya didinginkan dengan air dingin,
jaga kebersihan dan luka korban ditutup dengan kain yang bersih. Bila luka bakar berat,
penderita sebaiknya berbaring dan ditenangkan. Setelah baju diambil dengan gunting,
tindakan darurat selanjutnya adalah menghubungi dokter atau membawa ke rumah sakit.
2. Kaca Pecah
Tindakan yang harus dilakukan apabila terkena kaca:
• Pecahan kaca di dalam luka harusdiambil
• Setelah itu luka diberi desinfektan, agen penekan dan hemostatis serta diberi obat yang dapat menghentikanhemorhagi.
• Luka yang besar dan diikuti dengan pendarahan harus di bawah pengobatandokter.
• Jika serpihan kaca masuk ke dalam mata, jangan diusap tetapi dicuci dengan air. Dan
jika diperlukan perlu ke dokter atau rumahsakit.
Page24of54
3. Bahan Kimia Tumpah PadaKulit
Bahan kimia yang dapat merusak kulit adalah asam dan basa keras. Dalam melaksanakan
tugas di laboratorium disarankan, sebagai berikut:
• Pada saat menuang bahan kimia dari botol harus hati-hati jangan sampai menetes ke
meja dan tertinggal di meja.
• Pada saat menggunakan bahan kima, jangan meletakkan bahan kima tersebut dekat dengan mata, dan jangan mengocok karena dapattumpah
• Melarutkan asam sulfat dengan air harus sedikit dmei sedikit agar gelas tidakpecah.
• Pipet atau buret harus digunakan untuk pengambilan asam atau basa yangpekat.
• Tindakan terhadap bhan kimia yang mengenai bagian kulit dapat dicuci dengan air yang cukup. Demikian juga bila terpercik dengan bahan kimia, tidak boleh
menggosok (mengucek), tetapi harus dicuci dengan air yang mengalir. Selanjutnya dibasahi dengan larutan penetral berupa asam atau basa yanglemah.
• Apabila bahan kimia mengenai mata, maka dicuci dengan air secukupnya, tanpa diberikan penetral. Bila rasa sakit yang berlanjut maka diperlukan pertolongan dokter. Khusus gas amonia perlu perhatian serius karena dapat menyebabkan kebutaan.
4. Menghirup GasBerbahaya
Pada saat melaksnakan pencampuran bahan-bahan kimia berikut ini akan
menimbulkan gas beracun. Karena itu dikerjakan dengan hati-hati. Misalnya: senyawa nitrat
dengan asam sulfat menimbulkan gas nitrogen oksida, senyawa sulfida dengan asam
menimbulkan gas asam sianida. Gas beracun yang berasal dari bahan kimia masuk melalui
pernapasan, korban merasa tercekiki, karena menyumbat saluran pernapasan. Upaya
pencegahan dan pertolongan pertama yang dapat diberikan:
• Jangan sekali-kali menghirup gasberacun
• Melengkapi laboratorium dengan lemari asam (fume hood), pintu jendela yang dapat
dirancang dengan ventilasi yang baik sehingga membatasi pemaparan gasberacun.
• Upaya penyelamatan, korban harus segera dipindahkan ke tempat yang berudara
terbuka dan segar serta dijauhkan dari bau gas beracun. Ditidurkan telentang dan diberi selimut.
5. Menelan Bahan Kimia yangBeracun
Upaya pencegahan dan pertolongan pertama yang dilakukan:
• Pada saat memipet bahan kimia harus dilakukan denganhati-hati.
• Bila terlanjur masuk ke dalam mulut, harus segeradiludahkan.
• Bila sudah tertelan maka harus diupayakan agar korban muntah sehingga bahan kimia beracun keluar dari muut dengan menggunakan obat muntah (emetics), misalnya larutan garam 20%
• Bila berhasil (sembuh), perawatan lebih lanjut diberikan obat penawar racun (antidotes) seperti: airsusu.
6. Tersengat AliranListrik
Kejadian tersengat listrik dapat dicegah dengan cara:
• Menggunakan sepatu sebagai alaskaki
• Jangan menyentuh sumber listrik dalam keadaan tangan basah ata pada saat yang bersamaan memegang keran air distilasi karena dapat menimbulkan shock listrik yang berujung padakematian.
Page25of54
Korban yang tersengat listrik sampai (shock) atau pingsan, sumber listrik harus dicabut
terlebih dahulu dan baru penderita ditenangkan. Apabila sampai menderita luka bakar,
perlu diberikan tindakan darurat dan kemudian dibawa ke dokter atau rumah sakit.
7. Ledakan
Upaya menurunkan bahaya ledakan pada pekerja laboratorium dengan membuat dinding
besi, beton atau kaca. Sumber ledakan biasanya berasal dari:
• Pemanasan bahan kimia yang mudahterbakar
• Proses destilasi bahankimia
• Senyawa keras (caustics), seperti: metal Na, KclO,H2O2, yang dicampur dengan pelarut yang mudah menguap seperti: eter, gas metana,asetilin.
• Bahan kimia yang inkompatibel disimpanberdekatan.
Jika ledakan luka robek dan terbakar sebaiknya diberikan tindakan darurat dan korban
sebaiknya dibawa ke dokter atau ke rumah sakit setelah distabilkan.
Saran Dalam Penggunaan Alat Agar Aman:
Dalam penggunaan alat disarankan untuk melaksanakan hal-hal berikut
• Tangan harus dicuci bersih dan dijagakering.
• Jangan mengambil cawan untuk ditimbang dengan menggunakan tangan, namun harus denganforceps.
• Sering terjadi tutup desikator lepas saat diangkat, oleh karena itu memegang desikator
harus penuh hati-hati. Tutup desikator tidak boleh diletakkan terbuka di atas meja. Plate
(bagian bibir desikator) harus bersih dan terbebas dari bahan sampel yang dikeringkan.
Sampel yang dikeringkan dalam desikator jangan terlalupenuh.
• Timbangan analitis harus dalam keadaan kering dan pintu tertutup. Dihindari bahan yang lembab, kotor dan berlemak disekitar tempat menimbang (balance pan). Jangan memegang batu timbangan dan sampel yang ditimbang dengantangan.
• Penggunaan oven harus sesuai instruktur kerja atau yang telah didemonstrasikan oleh teknisi atauinstruktur.
Saran Sebelum Melaksanakan Analisis
Sebelum melaksanakan analisi disarankan, sebagai berikut:
• Belajar dari teknisi atau instruktur tentang prosedur analisis yangdilaksanakan.
• Dilarang memulai analisi sebelum mengerti prosedur analisi, setelah mengerti baru
menyiapkan bahan dan alat yangdiperlukan.
• Peraturan penggunaan laboratorium harus memakai sepatu tertutup dan jaslaboratorium.
• Setelah selesai menimbang, alat harusdibersihkan.
• Hati-hati dalam menuang bahan kimia dari botol. Jangan meninggalkan tetesan di luar botol
dan mengenailabel.
• Perhatikan apakah pipet yang digunakan itu loop pipet (pipet yang harus ditiup)
• Bila memanaskan atau memasak bahan dalam laeutan harus dimulai dengan api yang kecil terlebih dahulu.
• Jangan melaksanakaan pencampuran asam pekat dengan basapekat.
• Bila melarutkan asam atau basa pekat dengan air, maka asam atau basa pakai itu dituangkan
ke dalam air, jangan sebaliknya(Berbahaya!)
• Jangan melarutkan KOH dan NaOH ke dalam airpanas
• Semua bahan kimia yang mempunyai titer tertentu harus distandarisasi terlebih dahulu sebelumdigunakan.
Page26of54
• Perlu diperhatikan dalam pelaksanaan analisis, adaistilah:
1. Air: adalah aquadestilata, kecuali secara spesifik disebut airkran
2. Alkohol: adalah etil alkohol 95%. Bila ingin membuat alkohol yang lebih encer, misalnya
a% dapat dibuat dengan mengencerkan a ml alkohol 95% tersebut dengan air sehingga
menjadi 95ml
3. Etil eter: etil eter yang bebasperoksida
4. Tanda (1+1), (1+2) dan seterusnya: angka pertama adalah volume kimia yang digunakan
dan angka kedua adalah volumeair.
• Bila menggunakan tanur untuk pengabuan sampel harus dimulai dari suhu rendah secara bertahap naik ke suhu tinggi yangdiinginkan.
• Gelas piala, cawan dan alat dari gelas yang masih panas jangan dimasukkan langsung ke dalam air tetapi diletakkan di atas kayu yang disediakan. Jangan diletakkan di atas meja atau di atas segelporselin.
• Alat-alat yang dipecahkan harus segera diganti, bila praktikan yang melakukan maka harus
segera mengganti
• Setelah selesai analisi, alat yang digunakan dicuci sampai bersih dan bila perlu beberapa alat dikeringkan, kemudian disimpan pada tempat yangdisediakan
• Sebelum meninggalkan laboratorium agar diperiksa sekali lagi listrik, air, gas dan botol bahan kimia sehingga terjaga kondisi laboratorium yangaman.
Page27of54
Laporan Sementara :
Page28of54
Manual Praktikum
MK Teknik Analisis Laboratorium (Nutrisi dan Makanan Ternak)
Semester Genap 2019/2020
Tim Penyusun:
Hartutik, Prof. Dr. Ir., MP. IPU
Siti Chuzaemi, Prof. Dr. Ir., MS. IPU
Abd Manab, Dr. Ir. S.pt. MP
Aswah Ridhowi, S.pt., M.Sc
Asri Nurul Huda, S.pt., M.Sc. MP
Firmansyah Tri Saputra, S.pt., M.Sc
Firman Jaya, S.pt., MP
Tri Eko Susilorini, Dr. Ir. MP., IPM
Wike Andre Septian, S.pt., M.Si
Marjuki, Dr. Ir. M.Sc
Maniek E. Sawitri, Dr. Ir. MS
Aulia Puspita A.Y., S.pt., MP. M.Sc
Poespitasari Hazanah Ndaru, S.pt.,MP
Puguh Surjowardojo, Dr. Ir., MS
Muharlien, Dr. Ir., MP
FAKULTAS PETERNAKAN
UNIVERSITAS BRAWIJAYA
MALANG
2020
Page29of54
Manual Praktikum
MK Teknik Analisis Laboratorium (Nutrisi dan Makanan Ternak)
Semester Genap 2019/2020
A. Materi Laboratorium
Materi I
Analisis Van Soest
Dasar Teori
Sistem analisa Van Soest menggolongkan zat pakan menjadi isi sel (cell content) dan dinding
sel (cell wall). NDF mewakili kandungan dinding sel yang terdiri dari lignin, selulosa, hemiselulosa,
dan protein yang berikatan dengan dinding sel. Bagian yang tidak terdapat sebagai residu dikenal
sebagai Detergent Soluble (NDS) yang mewakili isi sel dan mengandung lipid, gula, asam organik,
non protein nitrogen, peptin, protein terlarut dan bahan terlarut dalam air. Serat kasar terutama
mengandung selulosa dan hanya sebagian lignin, sehingga nilai ADF lebih kurang 30 persen lebih
tinggi dari serat kasar pada bahan yangsama.
Prosedur kerja analisis kadar ADF, NDF, selulosa, hemiselulosa dan lignin menurut Van
Soest, (1976) :
Penentuan Kadar Acid Detergent Fiber (ADF)
1. Timbang sampel 0,3 gram (a gram) kemudian masukkan kedalam tabung reaksi 50ml
2. Tambahkan 40 ml laritan ADF kemudian tutup rapat tabung reaksitersebut
3. Refluks dalam air mendidih selama 1jam
4. Saring dengan sintered glass yang telah diketahui beratnya (b gram) sambil diisap dengan
pompa vacum
5. Cuci dengan lebih kurang 100 ml air mendidih sampai busa hilang dan 50 mlalkohol
6. Ovenkan pada suhu 100oC selama 8 jam atau dibiarkanbermalam
7. Dinginkan dalam eksikator lebih kurang ½ jam kemudian timbang (c gram)Perhitungan:
Penentuan Neutral Detergen Fiber (NDF)
1. Timbang sampel 0,2 gram (agram)
2. Masukkan kedalam tabung reaksi 50ml
3. Tambahkan 25 ml larutan NDS, kemudian tutup rapat tabung reaksitersebut
4. Refluks dalam air mendidih selama 1jam
5. Saring dengan sintered glass yang telah diketahui beratnya (b gram) sambil diisap dengan
pompa vacum
6. Cuci dengan lebih kurang 100 ml air mendidih hingga busahilang
7. Cuci dengan lebih kurang 50 mlalkohol
8. Ovenkan pada suhu 100oC selama 8 jam atau dibiarkanbermalam
9. Dinginkan dalam eksikator lebih kurang ½ jam kemudian timbang (c gram)Perhitungan:
Page30of54
Penentuan Selulosa dan Lignin
1. Sintered glass yang berisi ADF diletakkan diataspetridisk
2. Tambah 20 ml H2SO472%
3. Sekali-kali diaduk untuk memastikan bahwa serat terbasahi dengan H2SO4 72%tersebut
4. Biarkan selama 3jam
5. Hisap dengan pompa vacum sambil dibilas dengan air panassecukupnya
6. Ovenkan selama 8 jam pada suhu100oC atau dibiarkanbermalam
7. Masukkan ke dalam eksikator kemudian timbang (dgram)
8. Masukkan kedalam tanur listrik atau panaskan hingga 500oC selama 2 jam, biarkan agak
dingin kemudian masukkan kedalam eksikator selama ½jam
9. Timbang (e gram)Perhitungan:
Page31of54
Tanda Tangan Dosen/Asisten :
…………………………………………………
Laporan Sementara :
Page32of54
Tanda Tangan Dosen/Asisten :
…………………………………………………
Laporan Sementara :
Page33of54
Materi II
Pengukuran Kecernaan In vitro (Tilley dan Terry, 1963)
Dasar Teori
Alat :
- Labu ukur 3500ml
- Penangas yang dilengkapi dengan stirer
- Inkubator
- Karetpenutup
- Rak
- Centrifuge 2500 rpm
- Kertassaring
- Oven 1050C
- Eksikator
- Tanur
Bahan kimia :
MgCl2, CaCl2, aquades, cairan rumen, larutan buffer, gas CO2, air es, larutan HCL, pepsin. Kecernaan
secara in vtro dengan menggunakan cairan rumen sapi sebagai media percobaan untuk mengukur
kecernaan BK dan BO (Tilley dan Terry, 1963), yang dimodifikasi oleh Van der Meer (1980).
Cara Kerja :
1. Kedalam Labu ukur 3500 ml dimasukan:
- 520 ml larutana
- 5,2 g MgCl2 (larutanb)
- 5,2 g CaCl2 (larutanc)
Kemudian ditambahkan aquades sampai tepat 2069,6 ml, ambil dikocok. Diukur pH nya (Ph
= 6,9) pada temperatur 38-39 0C.
2. Mengambil cairan rumen yang telah disaring kemudian dimasukkan ke dalam larutan buffer
dengan perbandingan cairan rumen : larutan buffer 1 : 4. Selanjutnya dialiri gas CO2dan
dipanaskan di atas penangas yang dilengkapi dengan stirer pada suhu 39 0C selama 20 menit.
3. Menimbang 0,5 gram sampel (BK 88-92 %), lalu dimasukkan ke dalam tabung fermentor
yang diberi nomor (untuk setiap sampel dilakukan 2 kali ulangan), dan dimasukkan ke dalam
inkubator pada suhu 39 0C (sekitar 1 hari sebelum pelaksanaan). Ukuran sampel0,5
– 1,0 mm.
4. Kedalam tabung fermentor yang telah ditambahkan sampel 0,5 gram ditambahkan 50 ml
campuran larutan buffer dan cairan rumen dengan perbandingan 4 : 1. Sebelum tabung
ditutup dengan karet, dialiri lebih dahulu dengan CO2selama kurang lebih 15 detik agar
kondisi an-aerob. Tabung-tabung tersebut dimasukkan rak dan dimasukkan ke dalam
inkubator dengan suhu 390C.
5. Setelah 1 jam inkubasi, kocok pelan-pelan setiap tabung dengan tangan agar seluruh
partikel sampel menjadi basah. Pengocokkan selanjutnya dilakukan setiap 8jam.
6. Dibuat 4 tabung yang terdiri dari 2 tabung untuk blanko dan 2 tabung untuk standar berupa
rumput gajah yang telah diketahui kecernaan secara invivo.
Page34of54
7. Setelah inkubasi berlangsung selama 48 jam tabung-tabung diambil dari inkubator dan
aktifitas mikroba dihentikan dengan cara direndam dalam aires.
8. Dilakukan centrifuge pada 2500 rpm selama 15menit.
9. Residu sampel yang hasil centrifuge pada 2500 rpm selama 15 menit akan ditambah dengan
50 ml larutan HCL – Pepsin, dimasukkan kembali ke dalam inkubator pada suhu 39 0C,
selanjutnya diinkubasikan selama 48 jam, tanpa penutup bunsen valve dan dikocok 2 kali
sehari.
10. Kemudian didigeti selama 48 jam, tabung diambil dan dipindahkan isi tabung fermentor ke
dalam kertas saring yang telahditimbang.
11. Kertas saring dan residu dikeringkan dalam oven 105 0C satu malam, kemudian didinginkan
dalam eksikator dan ditimbang untuk mengetahui kehilangan bahankering.
12. Bahan organik diperoleh dengan mengabukan kertas saring dan residu dalam tanur pada suhu
550 0C selama 4 jam atau sampai sampel berwarna putih, didinginkan di dalam eksikator dan
ditimbang.
Dihitung presentase KcBK dan KcBO dikalikan kecernaan sampel standar sebagai faktor
korelasi. Berikut rumus kecernaan bahan kering (KcBK) dan kecernaan bahan organik (KcBO)
yaitu :
1. Kecernaan Bahan Kering (KcBK)(%)
2. Kecernaan Bahan Organik (KcBO)(%)
Page35of54
Tanda Tangan Dosen/Asisten :
…………………………………………………
Laporan Sementara :
Page36of54
Tanda Tangan Dosen/Asisten :
…………………………………………………
Laporan Sementara :
Page37of54
Materi III
Pengukuran produksi gas (Makkar et al. 1995)
Dasar Teori
Alat-alat :
1. Syringe (diameter 32 mm, panjang 200 mm, volume 100ml)
2. Waterbath
3. Termometer
4. Erlenmayer 2000ml
5. Pipetpiston
6. Timbangananalitik
7. Beakerglass
Bahan kimia :
1. NaHCO3
2. NH4HCO3
3. Na2HPO4
4. KH2HPO4
5. MgSO47H2O
6. NaCL
7. CaCL2 2H2O
8. MNCL2 4H2O
9. CoCl2 6H2O
10. FeCL3 6H2O
11. Resazurin
12. Na2S9H2O
13. NaOH 1 M
Prosedur:
Sampel digiling dengan ukuran 1 mm dan ditimbang sebnayak 0.5 gram BK dimasukkan
dalam dasar syiringe (dengan ukuran diameter 32 mm, panjang 200 mm, volume 100 ml). Selanjutnya
sebelum piston dimasukka ke dalam syiringe, terlebih dahulu diolesi dengan dengan vaselin. Ujung
dari syringe dihubungkan dengan selang karet silicon panjangnnya sekitar 5 cm dan dapat ditutup
dengan klep plastik. Cairan rumen yang digunakan dalam pengukuran gas tersebut berasal dari 1 ekor
sapi PFH jantan yang berfistula, yang telah disaring terlabuh dahulu. Cairan rumen sebelum
dimasukkan dalam sringe dicampur terlebih dahulu dengan larutan buffer dangan perbandingan
1:3.41(v/v).
Larutan buffer (tipa 1 liter) terdiri dari : NaHCO3 35 gram + NH4HCO3 4 gram, dilarutkan
dalam 1 liter aquadest. Larutan makro mineral (tiap 1 liter) terdiri dari : Na2HPO4 5,7 gram +
KH2HPO4 6,2 gram + MgSO4 7 H2O 0,6 gram + NaCL 2,22 gram dilarutkan dalam 1 liter aquadest.
Larutan mikro mineral (tiap 100 ml) terdiri dari CaCL2 2 H2O 13,2 gram+MNCL2 4 H2O 10
gram+CoCl2 6 H2O +FeCL3 6 H2O 0,8 gram, dilarutkan dalam aquadest sampai volumenya 100 ml.
Larutan resazurin : 0,1 gram resazurin dilarutkan dengan aqudest sampai volumenya 100 ml.
Redukter solvent (di- buat sesaat sebelum mengambil cairan rumen) terdiri dari Na2S 9H2O 0,58 gram
+ NaOH 1 M 3,7ml.
Larutan buffer campuran terdiri dari :
- Aquadest : 1095ml
- Buffer : 730ml
Page38of54
- Makro mineral : 365ml
- Mikro mineral : 0,23ml
- Resazurin : 1ml
- Reduktor : 60ml
Larutan buffer campuran ini dimasukkan dalam labu, dicampur dan dipanas-kan pada suhu
390C dalam waterbath. Gas CO2 dialirkan, sementara itu reduktor ditambahkan. Larutan yang
berwarna kebiru-biruan akan berubah menjadi agak merah kemudian menjadi tidak berwarna.
Cairan rumen dari cairan feses sebanyak 660 ml masing-masing dimasukkan kedalam labu, dan
CO2 tetap dialirkan dalam labu. Larutan buffer campuran dengan cairan rumen tersebut dimasukkan
dalam syringe dengan menggunakan pipet otomatis sebanyak 50 ml. Gelembung-gelembung udara
yang ada dalam syringe dikeluarkan secara perlahan melalui selang silikon selanjutnya klip plastik
pada selang silikon ditutup dan dibaca volumenya (V0), kemudian syringe ditempatkan dalam
waterbath pada suhu 390 C. Blanko dibuat dengan cara seperti diatas hanya tanpa penambahan
sampel. Pada pengukuran volume produksi gas dicatat setelah inkubasi 2, 4, 8, 12, 24, dan 48 jam.
Produksi gas dihitung dengan menggunakan rumus sebagai berikut:
Vblanko = Vblanko t – VO
Produksi gas =(V1-V0-Vblanko)
Page39of54
Tanda Tangan Dosen/Asisten :
…………………………………………………
Laporan Sementara :
Page40of54
Tanda Tangan Dosen/Asisten :
…………………………………………………
Laporan Sementara :
Page41of54
Materi IV
Pengukuran NH3
Dasar Teori
Prinsip:
Amonia (NH3) akan menguap apabila bereaksi dengan Natrium Karbonat (NaCO3), kemudian
ditangkap oleh asam borat (H3BO4) berindikator Metil Merah dan Brom Kresol, kemudian dilakukan
titrasi dengan H2SO4 0,005 N sampai warna semula, banyaknya H2SO4 untuk merubah warna
merupakan indikasi banyaknya kandungan NH3.
Alat-alat:
Petridish volume Conway, pipet ukur, beaker glass, buret dan PH meter.
Bahan:
Sampel cairan rumen, vaselin, H2SO4 pekat, larutan H3BO3 4% berindikator metal merah dan
brom kresol hijau, Na2CO3 jenuh dan H2SO4 0,005N.
Prosedur Kerja:
1. 5 ml cairan rumen dari syringe setelah pembacaan produksi gas pada inkubasi jam 24 jam ke
botol yang telah diisi 5 tetes H2SO4 pekat guna menghentikan proses fermentasi mikroba serta
mengikat N agar tidakmenguap.
2. Sebelumnya cawan Conway dan tutupnya telah diolesivaselin
3. kemudian sebanyak 1 ml cairan supernatan dimasukkan kedalam salah satu ujung alur cawan,
sedangkan pada ujung yang lain dimasukkan 1 ml NaCO3jenuh.
4. Pada bagian tengah cawan dimasukkan 1 ml larutan H3BO3 berindikator metil merah dan
Brom Kresol hijau ber PH5,2.
5. Cawan conway ditutup dengan cepat dan rapat lalu cawan dimiringkan dengan harapan
larutan Na2CO3 jenuh dapat bercampur dengansupernatan.
6. Setelah disimpan selama 24 jam dalam suhu kamar, dilakukan titrasi pada larutan H3BO3
dengan menggunakan larutan H2SO4 0,005 N hingga warna berubah dari biru menjadi merah
jingga (seperti warnasemula).
Kadar NH3 mg/100 ml cairan rumen dihitung dengan rumus:
KonsentrasiNH3 = ml titrasi H2SO4 x n H2SO4 x BM NH3 (mg/ml cairanrumen)
ml sampel
mlH2SO4 = TitrasiH2SO4
nH2SO4 = Normalitas H2SO4 (0,005N)
BM NH3 = berat molekul NH3(17)
Page42of54
Tanda Tangan Dosen/Asisten :
…………………………………………………
Laporan Sementara :
Page43of54
Tanda Tangan Dosen/Asisten :
…………………………………………………
Laporan Sementara :
Page44of54
B.M ateriLapang
Materi I
Pengambilan Sampel Pakan, Feses dan Urin
Dasar Teori
Pada periode pengumpulan data, pakan yang diberikan pada tiap ekor ternak dan yang tersisa,
urine dan juga feses yang dikeluarkannya ditimbang setiap hari dan sampel masing-masing diambil.
Kemudian sampel yang terkumpul dianalisa kandungan zat makanannya di laboratorium.
Alat yang digunakan :
1. Timbangananalitik
2. Kantongplastik
3. Label
4. Alatsemprot
5. Penyaring
6. Gelasukur
Prosedur Pengambilan Sampel :
1. Pengambilan sampel bahan pakan:
• Sampel hijauan 200 g, diambil setiap kali pemberian pakan dimasukkan dalam kantong
plastik dan diberilabel
• Sampel konsentrat 50 g, diambil satu kali karena kandungan nutrisinya konstan, masukkan
dalam kantong plastik dan diberilabel
2. Pengambilan sampel sisa pakan
• Diambil pada pagi hari
• Ditimbang seluruh sisa pakan dan diambil sampel sisa pakan sebanyak 10 % dari bobot
sisa pakan, dimasukkan dalam kantong plastik dan diberilabel
3. Pengambilan sampelurine
• Diambil pagi hari seluruhurine
• Disaring urine dan dimasukkan dalam gelas ukur (ukurvolume)
• Diambil sampel sebanyak 10%
• Dimasukkan botol, ditetesi dengan H2SO4 dan diberilabel
4. Pengambilan sampelfeses
• Diambil feses pada pagi hari danditimbang
• Diambil sampel sebanyak 10 % dari bobotfeses
• Dimasukkan dalam kantong plastik, semprot formalin dan diberilabel
Page45of54
Tanda Tangan Dosen/Asisten :
…………………………………………………
Laporan Sementara :
Page46of54
Tanda Tangan Dosen/Asisten :
…………………………………………………
Laporan Sementara :
Page47of54
Materi II
Kecernaan In Vivo
Dasar Teori
Pengukuran daya cerna secara in vivo merupakan cara pengukuran daya cerna suatu pakan
dengan menggunakan hewan percobaan. Pakan yang diuji diberikan secara langsung pada hewan
percobaan, kemudian diukur berapa jumlah yang dikonsumsi dan yang dikeluarkan lewat feses. Pakan
yang dikonsumsi merupakan selisih antara jumlah pakan yang diberikan dan jumlah pakan yang
tersisa. Pengukuran ini menggunakan kandang khusus yang disebut kandang metabolis, yaitu
kandang yang dilengkapi dengan tempat pakan, tempat minum dan tempat koleksi feses serta urine.
Dalam pelaksanaannya, pengukuran daya cerna dengan cara ini dilakukan paling sedikit
selama 14 hari yang dibagi menjadi dua periode yaitu periode pendahuluan (preliminary period) dan
periode pengumpulan data (collecting period). Periode pendahuluan dilakukan sedikitnya selama 7
hari atau sampai hewan percobaan terbiasa dengan pakan yang sedang diuji. Hal ini ditandai dengan
konsumsi pakan yang relatif konstan setiap hari. Tujuan periode ini adalah agar terjadi penyesuaian
hewan percobaan terhadap pakan yang sedang diuji dan untuk meniadakan pengaruh pakan yang
dikonsumsi oleh ternak pada beberapa waktu sebelumnya. Setelah periode pendahuluan dilaksanakan
maka diikuti dengan periode pengumpulan data yang dilakukan selama 7-14 hari. Pada periode ini,
pakan yang diberikan pada tiap ekor ternak dan yang tersisa dan juga feses yang dikeluarkannya
ditimbang setiap hari dan sampel masing-masing diambil sebanyak kurang lebih 10 %. Kemudian
sampel yang terkumpul dianalisa kandungan zat makanannya di laboratorium.
Alat dan Bahan
Alat yang digunakan dalam praktikum ini adalah :
- Timbangan
- Kandang metabolis sebanyak ternak yangdigunakan
- Ember penampung/pengumpul feses masing-masing kandang 1buah
- Ember pengumpul urine masing-masing kandang 1buah
- Kantong plastik tempat sampel urine, feses, pakan hijauan dankonsentrat
- Sebuah freezer ataukulkas
- Spidol permanen untuk memberitanda
- Gelas ukur 10ml
- Chopper untukhijauan
Bahan yang digunakan dalam praktikum ini adalah :
- Kambing
- Pakan ternak kambing (hijauan dankonsentrat)
- Airminum
- Larutan H2SO410%
- Formalin
Page48of54
Tanda Tangan Dosen/Asisten :
…………………………………………………
Laporan Sementara :
Page49of54
Tanda Tangan Dosen/Asisten :
…………………………………………………
Laporan Sementara :
Page50of54
Materi III
Kecernaan In Sacco
Dasar Teori
Untuk mengetahui nilai manfaat suatu pakan perlu dilakukan percobaan kecernaan pakan pada
ternak, karena dari hasil analisis kimia terhadap suatu pakan hanya menggambarkan nilai zat-zat makanannya
tanpa nilai manfaatnya. Kecernaan in sacco merupakan pengukuran kecernaan pakan dengan memasukkan
bahan pakan dalam kantong nilon ke dalam alat pencernaan ruminansia. Kecemaan secara in sacco dengan
menggunakan metode kantong nilon adalah suatu metode yang sederhana untuk mendapatkan informasi
dasar tentang nilai nutrisi pakan (kecernaan), dengan cara menempatkan kantong nilon berisi sampel pakan
di dalam rumen selama waktu tertentu. Pori-pori kantong nilon berkisar antara 20- 50m yang ditempatkan
dalam rumen temak ruminansia meialui canula, berat sampel yang di masukkan kedalam kantong nilon
berkisar 2,5-5 gram bahan kering. Faktor yang mempengaruhi kecemaan in sacco antara lain : lama inkubasi,
ukuran sampel dan saat pencucian. Masa inkubasi pakan di dalam rumen meialui percobaan kecemaan in
sacco adalah 12-36 jam untuk konsentrat, 24-60 jam untuk hijauan bemilai nutrisi baik dan 48- 72 jam untuk
hijauan berserat kasar tinggi, sehingga dengan mengetahui jumlah pakan yang hilang dari
kantong nilon, maka dapat diketahui koefesien kecemaan dan laju degradasi.
Penentuan degradasi bahan pakan di dalam rumen pada berbagai masa inkubasi telah
dijelaskan oleh Ørskov et al. (1980).
Penyiapan sampel
Materi yang digunakan adalah satu ekor sapi berfistula rumen dengan diameter bagian dalam
1 cm. Selama percobaan, sapi diberi makanan basal yang mengandung bahan pakan sesuai perlakuan
secara ad libitum. Kantung yang digunakan dalam percobaan berbahan polyester dengan ukuran 6 cm
x 12 cm dengan lubang pori-pori lebih kurang 60 mikron. Berat kantung nilon kering sekitar 0,5 g-
1,0 g. Setiap kantung diberi nomor sebagai tanda perlakuan, dan setiap bahan pakan membutuhkan
dua kantung untuk pengamatan secara duplo. Sampel yang digunakan adalah bahan pakan kering
udara (as fed basis) dan telah dihaluskan dengan hammer mill sampai berukuran 1 mm.
Prosedur Teknik Kantung Nilon
Teknik kantung nilon ini dapat digunakan untuk menyaring pakan pada tingkat taksiran awal
nilai gizinya. Prosedur teknik kantung nilon adalah sebagai berikut:
1. Timbang kantung nilon kering, kemudian catat bobot kantung (agram).
2. Timbang 3 gram untuk bahan pakan hijauan atau 5 gram untuk bahan pakan sumber
protein (biji-bijian), kemudian catat bobot bahan (bgram).
3. Ikat kantung nilon pada tali plastik yang telah diberi pemberat.ƒ
4. Masukkan ke dalam rumen untuk inkubasi pada waktu yangberbeda-beda.
Masa inkubasi
Sampel dimasukkan kedalam rumen untuk inkubasi selama 3 jam, 6 jam, 12 jam, 24 jam,
48 jam, dan 72 jam. Masa inkubasi 0 jam berarti sampel tidak dimasukkan ke dalam rumen,
tetapi cukup dicuci dengan air mengalir selama lima menit untuk menghilangkan partikel-
partikel terlarut, kemudian dikeringkan pada 60ºC selama 18–24 jam. Mengambil kantung
dari rumen, pencucian, danpengeringan:
Page51of54
1. Keluarkan kantung nilon beserta tali dari dalam rumen dan masukkan ke dalam timba
yang berisi air hangat untuk menjaga fermentasi dan mencuci partikel-partikel pakan keluar
darikantung.
2. Lepas kantung nilon dari tali pengikat dengan menggunakangunting.
3.Cuci kantung nilon dengan air mengalir sampai air berwarnajernih.
4. Keringkan kantung nilon pada 60ºC selama 18-24 jam atau sampai beratnya tidak
berubah.
5. Timbang kantung nilon beserta bahan pakan, catat bobot sampel (cgram).
6. Persentase residu sampel dapat dihitung menggunakanrumus:
Laju degradasi BK dapat dihitung menggunakan persamaan Ørskov dan McDonald
(1979):
p = a + b (1- e -ct), di mana:
p = degradabilitas pada waktu t.
a = bagian yang dapat larut dalam air (%, waktu 0 jam)
b = bagian yang potensial dapat didegradasi (%)
c = laju degradasi dari b (%/jam)
e = konstanta eksponensial
t = waktu inkubasi (jam)
Nilai parameter degradasi a, b, dan c dihitung dengan menggunakan paket program
Neway Excel.
Page52of54
Tanda Tangan Dosen/Asisten :
…………………………………………………
Laporan Sementara :
Page53of54
Tanda Tangan Dosen/Asisten :
…………………………………………………
Laporan Sementara :
Page54of54