Vasconcellea cauliflora resistance to Papaya ringspot ... · Sin embargo, en México la papaya...

571Publicacion en línea, SePtiembre 2017

Ordaz-Pérez D, Gámez-Vázquez J, Hernández-Ruiz J, Espinosa-Trujillo E, Rivas-Valencia P, Castro-Montes I. 2017. Vasconcellea cauliflora resistance to Papaya ringspot potyvirus (PRSV-P) and its introgression in Ca-rica papaya. Revista Mexicana de Fitopatología 35(3): 571-590.DOI: 10.18781/R.MEX.FIT.1703-4

Primera publicación DOI: 30 de Agosto, 2017.First DOI publication: August 30, 2017.

Resumen. El cultivo de papaya (Carica papa-ya L.) posee gran importancia económica, la cual es afectada por enfermedades causadas por virus, principalmente transmitidas por áfidos vectores. Aunque las prácticas convencionales de control de vectores parecen mantener al margen la propaga-ción del virus, no es suficiente para evitar pérdidas en la producción. Existen desarrollos de la ingenie-ría genética que permiten obtener plantas resistentes

Vasconcellea cauliflora resistance to Papaya ringspot potyvirus (PRSV-P) and its introgression in Carica papaya

Resistencia de Vasconcellea cauliflora al Virus de la mancha anular de la papaya-potyvirus (PRSV-P) y su introgresión en Carica papaya

Daniela Ordaz-Pérez, Instituto de Biociencias, Universidad Autónoma de Chiapas, Blvd. Príncipe Akishino s/n colonia Solidaridad 2000, Tapachula, Chiapas, C.P. 30798, México; Josué Gámez-Vázquez, Campo Experimental Bajío-INIFAP, Km 6.5 carretera Celaya a San Miguel de Allende, Celaya, Guanajuato, C.P. 38010, México; Jesús Hernández-Ruiz, Edgar Espinosa-Trujillo*, Universidad de Guanajuato, División de Ciencias de la Vida, Km 9 carretera Irapuato-Silao, ExHda. El Copal, Irapuato, Guanajuato, C.P. 36500, México; Patricia Rivas-Valencia, Campo Experimental Valle de México-INIFAP, Km. 13.5 carretera Los Reyes-Texcoco, Coatlinchán, Texcoco Estado de México, C.P. 56250, México; Ivonne Castro-Montes, Investigador independiente. *Autor para corres-pondencia: [email protected].

Recibido: 16 de Marzo, 2017. Aceptado: 27 de Julio, 2017.

Abstract. Papaya is a crop of major economic importance, but it is threatened by the presence of viral diseases that are mainly transmitted by vector insects. Although conventional pest control practices seem to keep out the spread of the virus, it is not enough to avoid production loses. There are some molecular tools from genetic engineering to obtain disease resistant plants with potential to solve the problem. This review is an information compilation about the problem caused by virus with more impact on papaya production: Papaya ringspot potyvirus (PRSV-P) and Papaya mosaic virus (PapMV), their genetic variability and some strategies used to develop disease resistant hybrids resulting from the recombination between Vasconcellea genus and Carica papaya commercial varieties.

Key words: Intergeneric hybrids, viruses, genetic improvement.

Publicacion en línea, SePtiembre 2017 572

Fully Bilingual

reviSta mexicana de FitoPatoloGíamexican Journal oF PhytoPatholoGy

a las enfermedades virales. En la presente revisión, se aborda la problemática asociada a los virus con mayor impacto para el cultivo de la papaya: Pa-paya ringspot potyvirus (PRSV-P) y el Papaya mosaic virus (PapMV), su variabilidad genética y las estrategias de mejoramiento genético que han permitido la generación de poblaciones resistentes a través de la recombinación de especies del género Vasconcellea con variedades comerciales de Cari-ca papaya.

Palabras clave: Híbridos intergenéricos, virus, mejoramiento genético.

La familia Caricaceae se divide en seis grupos constituidos por 35 especies, distribuidos amplia-mente en el mundo. En África tropical se encuen-tran dos especies del género Cylicomorpha, en América Central se encuentran los géneros endé-micos Horovitzia y Jarilla, además de Jacaratia y Vasconcellea que se encuentran en América del Sur (Antunes y Renner, 2014). La especie Carica papaya silvestre se encuentra extendida en bosques tropicales que van de México hasta Costa Rica (Chávez-Pesqueira et al., 2014). La versión herma-frodita de C. papaya cultivada es producto de la domesticación por grupos étnicos de México, pre-sumiblemente los mayas (VanBuren et al., 2015).

Por lo anterior, se considera a los países de Amé-rica Central y del Sur como centros de diversidad genética y biológica de la papaya e idóneos para la producción comercial del cultivo. Sin embargo, en México la papaya enfrenta varios problemas fito-patológicos de relevancia. Las enfermedades vira-les, transmitidas por insectos vectores, ocasionan pérdidas hasta del 90% de la plantación; es decir, hay merma en la densidad de plantas (Mora et al., 1992).

The family Caricaceae is classified in six groups formed by 35 species widely distributed worldwide. Two species of the Cylicomorpha genus are in tropical Africa, while the endemic Horovitzia and Jarilla genera prevail in Central America, and Jacaratia and Vasconcellea, in South America (Antunes and Renner, 2014). Carica papaya wild species are widely distributed in tropical forests from Mexico up to Costa Rica (Chávez-Pesqueira et al., 2014). The hermaphrodite version of C. papaya currently sown is the result of domestication by Mexican ethnic groups, presumably the Mayas (VanBuren et al., 2015).

For this reason, Central and South American countries are considered the centers of genetic and biological diversity and suitable for papaya commercial production. However, in Mexico, papaya production is affected by major relevant phytopathological problems such as viral diseases caused by vector insects resulting in losses of 90% in plantations, i.e., reductions in plant density (Mora et al., 1992).

At least 12 viruses are reported worldwide that pose a threat to papaya production: Papaya ringspot virus (PRSV-P), Papaya leaf distortion mosaic virus (PLDMV), Zuchinni yellow mosaic virus (ZYMV), Papaya mosaic virus (PapMV), Papaya leaf curl virus (PaLCV), Chilli leaf curl virus (ChiLCuV), Tomato leaf curl New Delhi virus (ToLCNDV), Croton yellow vein mosaic virus (CYVMV), Papaya droopy necrosis virus (PDNV), Tomato spotted wilt virus (TSWV), Papaya lethal yellowing virus (PLYV) and Papaya meleira virus (PMeV) (Mishra et al., 2015).

From these viruses, those of major importance in Mexico are PRSV-P, PapMV and PMeV, which are a problem because of the economic losses they cause (Silva-Rosales et al., 2010; Rivas-Valencia et al., 2008). Infections produced by those viruses


Fully BilingualreviSta mexicana de FITOPATOLOGÍA

mexican Journal oF PhytoPatholoGy

En el mundo se reportan, al menos, 12 virus que representan una amenaza para la producción de fruta de papaya: Papaya ringspot virus (PRSV-P), Papaya leaf distortion mosaic virus (PLDMV), Zuchinni yellow mosaic virus (ZYMV), Papaya mosaic virus (PapMV), Papaya leaf curl virus (PaLCV), Chilli leaf curl virus (ChiLCuV), Tomato leaf curl New Delhi virus (ToLCNDV), Croton ye-llow vein mosaic virus (CYVMV), Papaya droopy necrosis virus (PDNV), Tomato spotted wilt virus (TSWV), Papaya lethal yellowing virus (PLYV) y Papaya meleira virus (PMeV) (Mishra et al., 2015).

De ellos, los de mayor importancia en México son el PRSV-P, PapMV y PMeV, los cuales repre-sentan un problema por las pérdidas económicas causadas (Silva-Rosales et al., 2010; Rivas-Valen-cia et al., 2008). Esto por efecto de reducción del rendimiento de fruta por hectárea, lo cual reduce el ingreso neto por hectárea hasta 275% (Yorobe, 2009). El mayor impacto en la producción de pa-paya se debe, principalmente, a que ninguna de las variedades comerciales presenta resistencia genéti-ca al PRSV-P y al PMeV (Abreu et al., 2014; Singh et al., 2005); sin embargo, se ha reportado que al-gunas variedades no comerciales presentan bajos niveles de susceptibilidad (Rodríguez et al., 2013).

El PRSV-P es uno de los virus que provoca mayor daño en la productividad de papaya, que alcanza valores superiores al 70% (Tennant et al., 2007); en contraste, los efectos del PapMV no son tan agresivos. De forma natural la papaya hospeda ambos virus al mismo tiempo (Noa-Carranza et al., 2006), por lo cual pueden presentarse dos eventos: 1) Sinergismo, infección primaria por el PRSV-P y posteriormente la infección del virus PapMV, 2) Antagonismo, que se desarrolla con la primera in-fección de PapMV y posteriormente por PRSV-P, lo que sugiere que PapMV activa la respuesta de defensa en cascada en la planta infectada (Chávez-Calvillo et al., 2016).

reduce fruit yield per hectare that in turn reduces up to 275% the net income per hectare (Yorobe, 2009). The highest impact on papaya production is mainly due to the fact that none of the commercial varieties has genetic resistance to PRSV-P or PMeV (Abreu et al., 2014; Singh et al., 2005). However, some non-commercial varieties have been reported to have low levels of susceptibility (Rodríguez et al., 2013).

PRSV-P is one of the viruses causing the greatest damage to papaya productivity with values higher than 70% (Tennant et al., 2007); in contrast, the effects of PapMV are not so aggressive. Papaya naturally hosts both virus at the same time (Noa-Carranza et al., 2006), and for this reason two events may take place: 1) Synergism, which is the primary PRSV-P infection followed by PapMV infection; 2) Antagonism, that results from the first PapMV infection followed by PRSV-P infection, which suggests that PapMV activates a cascade pathway in defense response in the infected plant (Chávez-Calvillo et al., 2016).

An alternative for developing genetic resistance to PRSV-P is to genetically transform somatic embryos obtained in vitro (or any other explant) using Agrobacterium (strain C58-Z707) or particle pumping. The gen transferred to papaya is the one encoding the capsid protein of a specific virus isolate. However, if the transgene is built with the sequence of a local virus, there is a relatively high probability that the transgenic plants do not develop resistance to viruses from other geographical origin (Mishra et al., 2015). Two transgenic varieties of papaya of the Solo morphotype are currently available in the international market (Rainbow and SunUp) (Mishra et al., 2015) that are characterized by being small fruits weighing from 300 to 600 g; they were modified using the PRSV-P HA 5-1 strain originally from Hawaii (Gonsalves, 2006).

As an additional alternative, 31 varieties of C. papaya (primary genetic pool) were evaluated to


Fully Bilingual


Una de las alternativas para generar resistencia genética al virus PRSV-P es la transformación ge-nética de embriones somáticos obtenidos in vitro, o de algún otro explante, por medio de Agrobacte-rium (cepa C58-Z707) o con el bombeo de partícu-las. El gen transferido a la papaya es el que codifica la proteína de la cápside de un aislamiento viral de-terminado; sin embargo, si el transgen es construi-do con la secuencia de un virus local, entonces se genera una probabilidad relativamente alta de que las plantas transgénicas no sean resistentes a los vi-rus de otro origen geográfico (Mishra et al., 2015). Actualmente están disponibles en el mercado inter-nacional dos variedades transgénicas (Rainbow y SunUp) de frutos del morfotipo Solo (Mishra et al., 2015), las cuales se caracterizan por ser de fruto pequeño con peso de 300 a 600 g, y fueron modi-ficadas utilizando el gen del PRSV-P cepa HA 5-1 originaria de Hawaii (Gonsalves, 2006).

Como otra alternativa, se han evaluado 31 va-riedades de C. papaya (acervo genético primario) en búsqueda de resistencia genética, pero solo se ha identificado tolerancia en la variedad Califlora (Roff, 2007). Por tal razón se ha identificado la re-sistencia genética al PRSV-P, en la especie Vascon-cellea cauliflora (acervo genético secundario) para posteriormente introducirla (introgresión) a los materiales del C. papaya, mediante técnicas de me-joramiento convencionales (Yanthan et al., 2017).

Toda vez que en México está prohibido el es-tablecimiento de papaya transgénica (NOM-056-FITO-1995), la presente revisión aborda el avance del conocimiento en la introgresión de la resisten-cia genética a virus PRSV-P, a partir de algunas especies del genero Vasconcellea, mediante su re-combinación con C. papaya, como alternativa para generar resistencia genética.

Diversidad genética viral

El PRSV pertenece al género Potyvirus, familia Potyviridae. Estos virus son transmitidos por semilla,

find genetic resistance, but only tolerance was found in the Califlora variety (Roff, 2007). For this reason, genetic resistance to PRSV-P was identified in Vasconcellea cauliflora species (secondary genetic pool) that was later introduced (introgression) in C. papaya materials using conventional improvement techniques (Yanthan et al., 2017).

Given that in Mexico the establishment of transgenic papaya is banned (NOM-056-FITO-1995), this review is intended to update progress on introgression of resistance to the PRSV-P, virus from some species of the Vasconcellea genus by recombining them with C. papaya, as an alternative for developing genetic resistance.

Viral genetic diversity

PRSV belongs to the genus Potyvirus, family Potyviridae. These viruses are transmitted by seed, mechanical means and over 25 aphid species in a non-persistent way, a distinctive feature of the group. There are two biotypes: “P” that infects papaya and “W” that damages some members of the cucurbit family, such as watermelon (Citrullus lanatus) and melon varieties (Cucumis melon) (Tripathi et al., 2008).

The genetic variability of PRSV-P is as wide as the diversity of ecological niches where papaya is grown. According to Bateson et al. (2002), there is 12% of variability in the nucleotidic sequence among geographic regions such as Asia, Australia and North America. It has also been suggested that it first appeared in Asia from where it spread to the rest of the world.

In Mexico, PRSV-P was first reported in the state of Veracruz in 1964. So far, five genetic groups have been reported to be distributed across the Pacific coast, the Gulf coast, Cotaxtla regions (Veracruz), the Yucatán peninsula and the western Pacific coast (Noa-Carranza et al., 2006). Within this diversity, two isolates from Veracruz and one from Chiapas are highly correlated with isolates from North




de forma mecánica y por más de 25 especies de áfidos de forma no persistente, lo que constituye una característica distintiva del grupo. Existen dos biotipos: el “P” que infecta a la papaya y el “W” que ataca a cucurbitáceas como la sandía (Citru-llus lanatus) y a las variedades del Melón (Cucumis melon) (Tripathi et al., 2008).

La variabilidad genética del PRSV-P es tan am-plia como la diversidad de los nichos ecológicos en donde se cultiva la papaya. De acuerdo con Bate-son et al. (2002), existe variabilidad en la secuencia nucleotídica del 12% entre regiones geográficas, tales como Asia, Australia y América del Norte. Además, se ha propuesto que Asia es su centro de origen y de ahí se propagó al resto del mundo.

En México, el primer informe de la presencia del PRSV-P fue registrado en Veracruz en 1964. Actualmente se reportan cinco grupos genéticos que se distribuyen en la costa del Pacifico, la cos-ta del Golfo, regiones de Cotaxtla (Veracruz), la península de Yucatán y la costa occidental del Pa-cifico (Noa-Carranza et al., 2006). Dentro de esa diversidad, dos aislamientos de Veracruz y una de Chiapas están fuertemente correlacionadas con ais-lamientos de América del Norte y Australia; a la vez, todos estos aislamientos son genéticamente diferentes a los de China, Taiwán, Vietnam e India (Silva-Rosales et al., 2000).

Se han secuenciado 22 genomas completos del PRSV-P procedentes de varios países, y los análisis filogenéticos revelan que los aislamientos se agru-pan en función de su país de origen; de esta forma Taiwán, China, Tailandia e India integran un gru-po, y un segundo grupo se conforma por los aisla-mientos del continente americano (Brasil, México, Estados Unidos) (Mishra et al., 2015). En contra-posición, los análisis de nucleótidos de los genes de proteína de la cápside de muestras virales colec-tadas en Cuba (7 muestras) y Brasil (21 muestras), indicaron que la distancia genética entre ellas va-rió de 0% a 9.2%. Los análisis dentro de cada país

America and Australia, they are also genetically different from those from China, Taiwan, Vietnam and India (Silva-Rosales et al., 2000).

Twenty-two complete PRSV-P genomes from several countries have been sequenced, and the phylogenetic analyses show that the isolates are grouped according to their country of origin. Therefore, Taiwan, China, Thailand and India form one group, and a second group includes isolates from the Americas (Brazil, Mexico, United States) (Mishra et al., 2015). In contrast, nucleotide analyzes of the capsid protein genes from virus samples collected in Cuba (7 samples) and Brazil (21 samples) show that the genetic distance among them ranged from 0% to 9.2%. Analyses performed in each country showed formation of genetic subgroups according to the geographic regions where the samples were taken, i.e., there is higher similarity among isolates from neighboring regions. However, when genetic information from the virus GenBank was included, two groups with 86% maximum genetic similarity were identified. The first group included viruses from India, Hawaii, Mexico, Venezuela, Cuba and Brazil, and the second, viruses from China, Taiwan, Thailand, South Korea and Malaysia (Rodríguez et al., 2014).

The Papaya Mosaic virus (PapMV) is a member of the Potexvirus genus and the family Alfaflexiviridae (Mishra et al., 2016). It was first reported in Mexico in 2001 (Noa-Carranza et al., 2006). Comparisons of protein coat of strains from Canada with strains from China showed 98% similarity (Sit et al., 1989). However, comparisons between strains from China and strains from Mexico showed 73% similarity (Tennant et al., 2007), whereas in Mexico strains of that virus showed similarity higher than 91% (Noa-Carranza et al., 2006).

In general, it seems that the genetic variability of viruses PRSV-P and PapMV makes it necessary to use isolates from each region for genetic


Fully Bilingual


indicaron la formación de subgrupos genéticos en función de la región geográfica de colecta; es decir, la similitud genética es mayor entre aislamientos procedentes de regiones vecinas. No obstante, al incluir información genética del GenBank de virus de otros países se determinaron dos grupos, con una similitud genética máxima de 86%; el prime-ro lo conformaron virus de India, Hawaii, México, Venezuela, Cuba y Brasil. El segundo grupo inclu-yó a los virus de China, Taiwán, Tailandia, Corea del sur y Malasia (Rodríguez et al., 2014).

El virus del mosaico de la papaya (PapMV) es miembro del género Potexvirus y de la familia Al-faflexiviridae (Mishra et al., 2016). El primer re-porte de su presencia en México fue en 2001 (Noa-Carranza et al., 2006). Al comparar la proteína de la cubierta de las cepas de Canadá con las cepas de China la similitud es del 98% (Sit et al., 1989); sin embargo, al comparar cepas provenientes de Chi-na con las de México la similitud ha sido del 73% (Tennant et al., 2007), mientras que en México las cepas de ese virus presentan similitud mayor al 91% (Noa-Carranza et al., 2006).

En forma general, se percibe que la variabilidad genética de los virus PRSV-P y PapMV, dan lugar a la necesidad de usar los aislamientos de cada re-gión para eventos de transformación genética, ge-neración de virus atenuados o desarrollo de esque-mas de selección convencional de materiales gené-ticos de papaya por tolerancia a la virosis. Ambos están presentes en las diversas regiones ecológicas de México (Figura 1).

Síntomas ocasionados por PRSV-P Y PapMV

Las plantas infectadas de PRSV-P se caracteri-zan por presentar mosaico, deformación foliar, ama-rillamiento o clorosis (Figura 2), achaparramiento, manchas anilladas en las frutas, manchas de mo-saico; además de bandas oleosas y acuosas en el

transformation events, to create attenuated viruses or develop conventional schemes for selecting papaya genetic materials for virus tolerance. Both are present in diverse ecological regions of Mexico (Figure 1).

Symptoms caused by PRSV-P AND PapMV

Characteristic symptoms of PRSV-P virus-infected plants include mosaic, leaf deformation, yellowing or chlorosis (Figure 2), stunting, ring spots on fruit, mosaic spots, and oil and water-soaked bands on petioles and the upper part of the stem. Infected plants develop abnormally, are smaller and have low vigor and less production and commercial quality (Kumar et al., 2014). Changes observed in mass accumulation in PRSV-P virus infected plants are associated with a decrease in the photosynthesis rate and an increase in the respiration rate (Marler et al., 1993).

Symptoms of PapMV infected plants include mottling of young leaves, chlorosis of veins and leaf lamina curved towards the underside (Figure 2); also, infected plants are shorter and have small leaves (Taylor, 2001). However, a co-infection by both viruses produces apical leaf necrosis, twisting, mottling and mosaic (Noa-Carranza et al., 2006).

The presence and severity of symptoms produced by both viruses depend on diverse environmental factors that, when present, can increase or mitigate the severity of the infection. The susceptibility of plantlets inoculated with PRSV-P increases when they are subjected to short periods of darkness because the carbohydrate content in leaves decreases, which may interfere with the establishment of the virus in the cells. Temperature is also crucial for disease development. According to Cabrera et al. (2010), when temperatures are higher than 40 °C, the viral accumulation decreases; the same occurs when




peciolo y en la parte superior del tallo. Las plantas infectadas presentan desarrollo anormal, menor ta-maño, poco vigor y menor producción y calidad co-mercial (Kumar et al., 2014). Los cambios obser-vados en la acumulación de biomasa en las plantas infectadas con PRSV-P se asocian a la reducción de la tasa de fotosíntesis y al incremento de tasa de respiración (Marler et al., 1993).

Los síntomas en las plantas infectadas por PapMV expresan un moteado en hojas jóvenes, aclaramiento de venas y curvatura de la lámina foliar hacia el envés (Figura 2); además, las plan-tas infectadas poseen porte bajo y hojas pequeñas (Taylor, 2001). Sin embargo, con la co-infección de ambos virus se observan síntomas foliares de

temperatures are lower than 20 °C. However, when room temperature ranges between 26 °C and 31 °C, the viral accumulation and expression of symptoms reaches its maximum level. This could be because the defense mechanism of silencing regulated by ARN can be easily suppressed by the environmental temperature (Mangrauthia et al., 2009).

Strategies for managing viral infections

Management strategies for diseases associated with virus infections include using virus-free propagules, removing plants with early infections, establishment of planting dates, control and study of vector aphid populations, transmission

Figura 1. Distribución de los virus PRSV y PapMV en México. Elaboración propia de acuerdo al estudio de plantas con virosis, en 41 localidades, realizado por Noa-Carranza et al. (2006).

Figure 1. Distribution of PRSV and PapMV in Mexico. Developed by the authors based on a study on virus-infected plants conducted by Noa-Carranza et al. (2006) in 41 locations.


Fully Bilingual


necrosis apical, torsión, moteado y mosaico (Noa-Carranza et al., 2006).

La presencia y severidad de los síntomas de-bido a ambos virus depende de diversos factores ambientales que, en caso de presentarse, pueden aumentar o atenuar la severidad. Según Kassanis (2008), la susceptibilidad de plántulas inoculadas con PRSV-P aumenta si se someten a periodos cor-tos de oscuridad, debido al decremento del conte-nido de carbohidratos en la hoja, los cuales pue-den interferir con el establecimiento del virus en

interference by aphids (plant barriers), mineral oil application, cross protection, genetic improvement for resistance, development of transgenic plants and quarantine practices (Villegas, 2001; Rivas-Valencia et al., 2003; 2008; Subramanya and Zitter, 2014).

The most common strategy for controlling vector aphids is insecticide spraying. However, it seems possible to develop variants resistant to specific molecules such as neonicotinoids (Koo et al., 2014). For this reason, the populations

Figura 2. Síntomas ocasionados por PRSV-P y PapMV en una hoja de Carica papaya L. variedad Maradol. A) Hoja con sín-tomas de PRSV-P en fase intermedia. B) Hoja con síntomas de PRSV en fase avanzada. C) Hoja con síntomas de PapMV en fase intermedia. D) Hoja con síntomas de PapMV en fase avanzada. Tapachula, Chiapas, México, 2016.

Figure 2. Symptoms produced by PRSV-P and PapMV in a leaf of Carica papaya L. Maradol variety. A) Leaf showing symp-toms of PRSV-P at intermediate phase. B) Leaf showing PRSV symptoms at advanced phase. C) Leaf showing symptoms of PapMV at intermediate phase. D) Leaf showing symptoms of PapMV at advanced phase. Tapachula, Chiapas, Mexico, 2016.

A B

C D




las células. Así mismo, la temperatura se considera determinante para el desarrollo de la enfermedad. De acuerdo con Cabrera et al. (2010), con tempera-turas superiores a 40 °C la acumulación viral des-ciende, lo mismo ocurre en temperaturas inferiores a 20 °C; pero con la oscilación de la temperatura del ambiente entre 26 °C y 31 °C la acumulación viral y expresión de los síntomas alcanza un nivel máximo. Esto podría deberse a que el mecanismo de defensa de silenciamiento regulado por ARN puede suprimirse fácilmente por la temperatura ambiental (Mangrauthia et al., 2009).

Estrategias de manejo de la virosis

Entre las estrategias de manejo de enfermeda-des relacionadas con virus están: uso de propágu-los libres de virus, eliminación de plantas con in-fecciones tempranas, determinación de fechas de siembra, control y estudio de poblaciones de áfidos vectores, interferencia de la trasmisión por áfidos (barreras vegetales), aplicación de aceites mine-rales, protección cruzada, mejoramiento genético por resistencia, desarrollo de plantas transgénicas y prácticas cuarentenarias (Villegas, 2001; Rivas-Valencia et al., 2003; 2008; Subramanya y Zitter, 2014).

La estrategia más común de control de áfidos vectores es la aspersión de insecticidas; sin embar-go, es latente la posibilidad de desarrollar varian-tes resistentes a determinadas moléculas como los neonicotinoides (Koo et al., 2014); por tanto, la diná-mica de las poblaciones se considera importante en los análisis de incidencia de la enfermedad en plan-taciones de papaya. Como ejemplo, Mora-Aguilera et al. (1996) indican que la localidad y fecha de trasplante (en febrero, abril o junio) son factores agronómicos importantes para coincidir con la me-nor incidencia de plantas infectadas, en la región central del estado de Veracruz, México.

dynamics is important in disease incidence analyses in papaya plantations. For example, Mora-Aguilera et al. (1996) state that the transplanting location and date (in February, April or June) are important agronomic factors to make them coincide with a lower incidence of infected plants in the central region of the state of Veracruz, Mexico.

Cross protection involves the use of attenuated virus to infect the plant and activate its genic silencing mechanism before it becomes infected by virulent strains (Fermin et al., 2010). In Taiwan, Thailand and Hawaii, two attenuated isolates have been used in papaya production: PRSV-P HA 5-1 and PRSV-P HA 6-1. Although, these isolates do not provide total protection, papaya growers obtain acceptable yields consistently and predictably (Subramanya and Zitter, 2014).

Development of transgenic papaya

There are tree strategies to produce papaya resistant to PRSV-P (Villegas, 2001): 1) interspecific crosses aimed at developing a moderate-tolerant variety to be used as a genetic source; 2) interspecific crosses between C. papaya and its resistant wild relatives (such as Vasconcellea cauliflora, V. quercifolia and V. pubescens) to develop resistant hybrids; and 3) using genetic engineering to obtain resistance by transferring the gene of the virus capsid to papaya grown and develop transgenic papaya.

In 1981, Hawaii’s papaya improvement program implemented the use of biotechnological tools such as: in vitro tissue culture for micropropagation of lines, rescue of embryos of interspecific crosses and genetic engineering (Villegas, 2001). Papaya was conceived to be transgenic by inserting the gene that encodes the protein coat of the PRSV virus HA 5-1 strain in the papaya genome. Later, tests were


Fully Bilingual


La protección cruzada involucra la infección de la planta con virus atenuados para activar mecanis-mos de silenciamiento génico en la planta, antes de que sea infectada por cepas virulentas (Fermin et al., 2010). En el cultivo de papaya en Taiwán, Tailandia y Hawaii se han usado dos aislamientos atenuados: PRSV-P HA 5-1 y PRSV-P HA 6-1. Es-tos no generan una protección absoluta pero los productores obtienen un rendimiento aceptable, de forma consistente y más predecible (Subramanya y Zitter, 2014).

Desarrollo de papaya transgénica

Se han desarrollado tres estrategias para gene-rar papayas resistentes al PRSV-P (Villegas, 2001): 1) cruzas intraespecíficas para desarrollar una va-riedad con tolerancia moderada y utilizarla como fuente de genes; 2) cruzas inter-específicas de C. papaya con los parientes silvestres resistentes (como Vasconcellea cauliflora, V. quercifolia y V. pubescens) y así desarrollar híbridos resistentes; y 3) obtener resistencia transfiriendo el gen de la cápside viral, mediante técnicas de ingeniería gené-tica, a la papaya cultivada y así obtener una papaya transgénica.

El programa de mejoramiento de papaya de Hawaii, en 1981, se suplementó con herramientas biotecnológicas tales como: el cultivo de tejidos in vitro para la micropropagación de líneas, el rescate de embriones de cruzas interespecíficas y la inge-niería genética (Villegas, 2001). Se concibió la pa-paya transgénica insertando el gen que codifica la cubierta proteínica del virus PRSV-P cepa HA 5-1 en el genoma de la papaya. Luego se probaron en campo, inoculándolas mecánicamente y se indujo la infección con el pulgón Aphis spp. El 95% de los individuos evaluados presentaron resistencia. No obstante, el transgen solo fue efectivo para prote-ger la papaya contra el virus local, pero no contra el

conducted in the field using mechanical inoculation to induce infection with aphids, finally 95% of the evaluated individuals showed resistance. However, the transgene was only efficient in protecting papaya against the local virus but not against PRSV from Taiwan, Thailand and Mexico (Gonsalves, 2006). These results confirmed that transgenesis requires a compatibility level higher than 98% between the virus and the transgene, and that the diversity of PRSV-P strains in the world’s ecological niches limits their use (Gonsalves, 1998).

On the other hand, Davis and Ying (2004) transformed papaya lines using genes of the protein coat of PRSV-P H1K isolate from Florida. It should be noted that, after transformation, the percentage of susceptible plants was associated with the molecular architecture of the transgene used for transformation, the number of copies of the transgene present in the tissue and the effect of the genetic background on the varieties crossed with transgenic lines.

Currently, in Hawaii, over 70% of the area devoted to papaya cultivation corresponds to the transgenic hybrids SunUp and Rainbow (Azad et al., 2014). Due to this tendency, countries like Jamaica, Venezuela and Thailand created their own technology to develop genetic materials resistant to PRSV-P endemic strains. In recent years, transgenic papaya has been established in Australia, Jamaica, Venezuela, Vietnam, Thailand, Taiwan and the Philippines (Fermin et al., 2010).

In Mexico, there are legal restrictions for the establishment of commercial transgenic papaya plantations, as stated in the Norma Oficial Mexicana NOM-056-FITO-1995. Between 1995 and 2015, COFEPRIS evaluated food safety and authorized 146 events of genetically modified products but did not include papaya (COFEPRIS, 2015). This is a measure to protect plant centers of origin and domestication, as is the case of papaya in Mexico.




PRSV-P procedente de Taiwán, Tailandia y México (Gonsalves, 2006). Esto corroboró que la transgé-nesis requiere que la compatibilidad entre el virus y el transgen sea mayor a 98%, y a la vez que la diversidad de cepas de PRSV-P en los nichos eco-lógicos del mundo limita su uso (Gonsalves, 1998).

Por otra parte, Davis y Ying (2004) transforma-ron líneas de papaya con genes de la proteína de la cápside del PRSV-P, aislamiento H1K, de Florida. Se destaca que el porcentaje de plantas suscepti-bles, después de la transformación genética, estu-vo relacionado con la arquitectura molecular del transgen usado en la transformación, el número de copias del transgen presente en el tejido, y el efecto del fondo genético de las variedades cruzadas con las líneas transgénicas.

En Hawaii, actualmente, más del 70% de la superficie dedicada al cultivo de la papaya corres-ponde a híbridos transgénicos SunUp y Rainbow (Azad et al., 2014). Por esta tendencia, algunos países como Jamaica, Venezuela y Tailandia desa-rrollaron tecnología propia, con el fin de generar materiales genéticos resistentes a las cepas endé-micas de PRSV-P. En los últimos años la papaya transgénica se ha establecido en Australia, Jamaica, Venezuela, Vietnam, Tailandia, Taiwán y Filipinas (Fermin et al., 2010).

En el caso de México, existen limitantes legales para el establecimiento de plantaciones comercia-les con papayas transgénicas, lo cual está estable-cido en la Norma Oficial Mexicana NOM-056-FITO-1995. La COFEPRIS, entre 1995-2015, ha evaluado la inocuidad alimentaria y autorizado 146 eventos de productos genéticamente modifica-dos, dentro de los cuales no se incluye al cultivo de papaya (COFEPRIS, 2015). Esto es debido a la protección de los centros de origen y domestica-ción de plantas, como es el caso de la papaya en México.

Introgression of resistance genes in virus

Gene introgression among species occurs naturally and has enhanced genetic diversity through cross-pollination (Droogenbroeck et al., 2006). This also allows the development of new varieties because disease resistance genes from wild species can be introgressed into important commercial varieties (Dinesh et al., 2013).

Interspecific hybridization is the result of a long-term genetic strategy for controlling viral infections that consists in making artificial crosses between domesticated papaya (C. papaya L.) and other species of the Vasconcellea genus that is a member of the family Caricaceae (Drew, 2014).

There are 21 Vasconcellea species (Coppens d’Eeckenbrugge et al., 2014) in Central and South America, and this will allow us to evaluate genetic material with potential resistance to native viruses that could be used to develop resistant populations. However, in this process, it is important to consider both the presence of prezygotic and postzygotic barriers to produce useful hybrid seeds (poor pollen germination and sterile seed development, due to embryo and ovule abortion) (Veena and Dinesh, 2013), and the genetic distances among species in crossing schemes (Sharma and Tripathi, 2016). For this reason, introgression requires identifying species and varieties that are resistant to PRSV-P and also compatible in artificial crosses, to serve as parents.

In Mexico, the importance of evaluating wild relatives of C. papaya as sources of genetic resistance to PRSV-P and PapMV was recognized since 1978. At that time, Vasconcellea cauliflora (Vc), V. pubescens, V. stipulata and V. candicans were reported as being resistant to papaya ringspot virus (PRSV) and Vc is the only one found in Mexico. However, crosses between C. papaya and


Fully Bilingual


Introgresión de genes de resistencia a virus

La introgresión de genes entre especies ocurre de manera natural y ha enriquecido la diversidad genética a través de la polinización cruzada (Dro-ogenbroeck et al., 2006). Inclusive, esto facilita el desarrollo de nuevas variedades porque es factible la introgresión de genes de resistencia a enferme-dades, a variedades importantes comercialmente, a partir de las especies silvestres (Dinesh et al., 2013).

La hibridación interespecífica ha resultado una estrategia de control genético de la virosis de largo plazo, la cual consiste en cruzar artificialmente la papaya domesticada (C. papaya L.) con otras espe-cies del género Vasconcellea que forma parte de la familia Caricaceae (Drew, 2014).

En América Central y Sur existen 21 especies sil-vestres de Vasconcellea (Coppens d’Eeckenbrugge et al., 2014). Esto permitiría escudriñar este mate-rial genético, potencialmente resistente a virus na-tivos, para usarse en la generación de poblaciones resistentes. No obstante, en ese proceso es impor-tante considerar la presencia de barreras precigóti-cas y postcigóticas para la producción de semillas híbridas funcionales: fallas en la germinación del polen y el desarrollo de semillas estériles debido al aborto de embriones y óvulos (Veena y Dinesh, 2013); pero también es importante considerar las distancias genéticas entre las especies en el esque-ma de cruzamiento (Sharma y Tripathi, 2016). Por lo anterior, la introgresión requiere la identificación de especies y variedades que presenten resistencia a virus PRSV-P y que sean compatibles en sus cru-zas artificiales para usarse como progenitores.

En México, desde 1978 se manifestó la rele-vancia de evaluar los parientes silvestres de la C. papaya como fuentes resistencia genética a los vi-rus PRSV-P y PapMV. En aquel tiempo, se reportó que Vasconcellea cauliflora (Vc), V. pubescens, V.

Vasconcellea spp. exhibited compatibility barriers, such as development of F1 seed without embryo and F1 seed without endosperm (Mosqueda, 1978). When parents show low compatibility, a protocol is needed to rescue immature hybrid embryos using in vitro tissue culture techniques (Azad et al., 2014).

Some Vasconcellea species are resistant to certain PRSV-P strains; for example, V. quercifolia is resistant to virus strains from Florida, Hawaii and Australia but susceptible to isolates from Venezuela; V. cauliflora is considered to be resistant to strains from Maracay (Venezuela), Mexico, Australia and India but susceptible to isolates from Florida and some from Venezuela; other species are resistant: V. pubescenes, V. stipulata, V. heilbornii and V. candicans (Horovitz and Jimenez, 1967; Sharma and Tripathi, 2016). Results from these experiments showed resistance variability in terms of the geographic origin of PRSV-P.

Horovitz and Jimenez (1967) made interspecific crosses and found some hybrids resistant to PRSV-P. The authors also stated that a dominant gene is responsible for resistance to virus infections. In crosses between papaya and V. quercifolia several fertile hybrids have been obtained (Villegas, 2001). In 2011, segregant populations were obtained from four backcrosses (Backcross: BC1 to BC4) between V. quercifolia and C. papaya lines. After mechanical inoculation with PRSV-P isolated in the Philippines, plantlets without symptoms (72.3% to 96.1%) under greenhouse conditions were recorded. After 18 months in the field, plants from the BC4 backcross were analyzed using the ELISA technique but only 66% of them were resistant (Siar et al., 2011). In BC3 plants, the ratio of resistant: susceptible segregants was 3:1, whereas in BC4 plants two types of ratio were observed: 2:1 and 4:1. These results indicated that the resistance to virus infection is polygenic (Alamery and Drew, 2014). Although in combinations of C. papaya x




stipulata y V. candicans son especies resistentes al virus de la mancha anular, siendo Vc la única que se puede localizar en México. No obstante, las cruzas entre C. papaya y Vasconcellea spp. presentaron barreras de la compatibilidad, como el desarrollo de semillas F1 sin embrión y semillas F1 sin endos-permo (Mosqueda, 1978). En el caso de que los parentales tengan baja compatibilidad, es necesario contar con un protocolo de rescate de embriones híbridos inmaduros, mediante técnicas de cultivo de tejidos in vitro (Azad et al., 2014).

Algunas especies de Vasconcellea son resisten-tes a ciertas cepas de PRSV-P, e. g. V. quercifolia es resistente a cepas del virus originarias de Florida, Hawaii y Australia, pero presenta susceptibilidad a los aislamientos de Venezuela; V. cauliflora se considera resistente a cepas originarias de Maracay (Venezuela), México, Australia e India, no obs-tante, es susceptible a los aislamientos de Florida y también a algunos de Venezuela; otras especies resistentes son V. pubescenes, V. stipulata, V. heil-bornii y V. candicans (Horovitz y Jimenez, 1967; Sharma y Tripathi, 2016). Estos resultados experi-mentales muestran la variabilidad de la resistencia en función del origen geográfico del virus PRSV-P.

Horovitz y Jimenez (1967) realizaron cruza-mientos interespecíficos y algunos de los híbridos resultaron resistentes al PRSV-P; además postula-ron que es un gen dominante el responsable de la resistencia a la virosis. También en las cruzas de papaya con V. quercifolia se han obtenido varios híbridos fértiles (Villegas, 2001). Adicionalmen-te, en 2011 se obtuvieron poblaciones segregantes mediante cuatro retrocruzas (Backcross: BC1 a BC4) entre V. quercifolia y líneas de C. papaya. Después de inocularlas mecánicamente con PRSV-P, aislado en Filipinas, se registraron de 72.3% a 96.1% de plántulas sin síntomas en condiciones de inverna-dero. Después de 18 meses de desarrollo en campo, las plantas de la BC4 se analizaron con la técnica de

V. pubescens resistance to PRSV-P was also found, their progeny was sterile to continue a conventional improvement scheme. For this reason, a bridge has been proposed to transfer resistance genes through V. pubescens x V. parviflora crosses, and then make crosses with C. papaya (Drew, 2014). On the other hand, Kumar and Tripathi (2016) proposed another transference bridge by intercrossing V. cundinamarcensis x V. parviflora, and then pollinate F1 individuals with C. papaya to obtain hybrids resistant to virus infections.

Genetic studies using an F2 generation from V. pubescens (resistant) x V. parviflora (susceptible) crosses showed a STK (serine threonine protein kinase marker gene) associated with resistance to PRSV-P. Based on this result, Haireen and Drew (2014) cloned the STK gene and observed that its genomic sequence is similar to that of Carica papaya (known as: CP_STK). They also found an equivalent gene in V. pubesces (VP_STK2). When they compared their genomic sequences, they noted structural differences and, for this reason, the protein products may show a differentiated role, a fact that may influence the species susceptibility or resistance to the virus.

Intergeneric hybrids with Vasconcellea cauliflora

Magdalita et al. (1997) made C. papaya x Vc crosses and rescued in vitro F1 embryos to develop hybrid individuals. The hybrid plants were artificially inoculated with two PRSV-P isolates from Australia. From 114 plants inoculated in the greenhouse, 22 survived and 100% did not develop virus infection symptoms. In another lot of 20 hybrid plants established in the open field, 12 survived and none of them developed virus infection, a fact that was confirmed using the ELISA technique.

There are currently protocols for in vitro tissue culture to rescue embryos resulting from manual


Fully Bilingual


ELISA y solo el 66% de ellas se consideraron re-sistentes (Siar et al., 2011). En la BC3 la proporción de segregantes resistentes: susceptibles fue de 3:1; por el contrario, en la BC4 se detectaron dos tipos de proporciones: 2:1 y 4:1, información que indicó que la resistencia a la virosis es de tipo poligénica (Alamery y Drew, 2014).

En la combinación de C. papaya x V. pubescens también se ha encontrado resistencia al PRSV-P, pero la descendencia ha resultado estéril para con-tinuar un esquema de mejoramiento convencional. Por ello, se ha planteado un puente para la transfe-rencia de genes de resistencia al cruzar V. pubes-cens x V. parviflora y luego con C. papaya (Drew, 2014). Por otro lado, Kumar y Tripathi (2016) plan-tean otro puente de transferencia al entrecruzar V. cundinamarcensis x V. parviflora, luego los indi-viduos F1 se polinizan con C. papaya y así obtener híbridos resistentes a la virosis.

En estudios genéticos de la generación F2, a partir de la cruza de V. pubescens (resistente) x V. parviflora (susceptible) encontraron un gene mar-cador, STK (serine threonine protein kinase, por sus siglas en inglés), relacionado a la resistencia al PRSV-P. Con base en eso, Haireen y Drew (2014) clonaron el gene STK y descifraron que su secuen-cia genómica es equivalente al de Carica papaya (denominado: CP_STK). También determinaron un gen equivalente en V. pubesces (VP_STK2). Al compararse las secuencias genómicas evidenciaron diferencias estructurales y por lo tanto los produc-tos proteicos presentarían una función diferencia-da, lo cual estaría influyendo en la susceptibilidad o resistencia de las especies al virus.

Híbridos intergenéricos con Vasconcellea cauli-flora

Magdalita et al. (1997) realizaron cruzamientos de C. papaya x Vc y los embriones F1 se rescataron

pollination of papaya with Vc pollen. It has been stated that the optimum date to extract embryos from immature seeds is 90 days after pollination (Azad et al., 2014; Vegas et al., 2003).

Another alternative for obtaining intergeneric embryos would be to break the compatibility barriers present in artificial crosses between papaya and Vc. For this purpose, Dinesh et al. (2007) applied a 5% sucrose solution to flower stigmas before manual pollination and obtained hybrid seeds in crosses between Surya and Pusa Dwarf papaya varieties x Vc. 71.1% of pollinated flowers bore fruit and produced 13.7 F1 seeds in average. Using ISSR molecular markers, the authors confirmed that the seeds were interspecific hybrids. Later, Dinesh et al. (2013) created a selection scheme making crosses between C. papaya var. Arka Surya x Vc (Figure 3) and achieved encouraging results (Yanthan et al., 2017).

Jayavalli et al. (2011, 2012) made crosses between Vc and 9 papaya varieties from India to which they also applied 5% sucrose solutions combined with calcium chloride and boron. From the total of pollinated flowers (n=1197), 25.7% bore fruits. Each fruit had 2.3 hybrid seeds in average, and from the total number of seeds, 58.1% germinated. F1 plants performed well and were inoculated with PRSV-P; 23.6% did not develop viral symptoms, but the remaining percentage exhibited mosaic and deformation of merismatic leaves, so it was determined that Pusa Nanha x Vc was the best intergeneric hybrid.

Sudha et al. (2013) evaluated an F2 generation of crosses between Vc and Pusa Nanha, CP50 and CO7 varieties. From 700 F2 plants inoculated with PRSV-P, 46% of them did not show virus infection symptoms. Considering the number of days from the inoculation date to the appearance of symptoms, as well as their severity, the best F2 family resulted from the cross between Pusa Nanha x Vc. Using an F3 generation, Sudha et al. (2015)




in vitro para regenerar los individuos híbridos. Las plantas híbridas se inocularon artificialmente con dos aislamientos de PRSV-P de Australia. De 114 plantas inoculadas en invernadero, 22 sobrevivie-ron y el 100% no presentó síntomas de virosis. En otro lote de 20 plantas híbridas establecidas en campo abierto sobrevivieron 12 y todas estuvieron libres de virosis, lo cual se confirmó con la técnica de ELISA.

Actualmente existen protocolos de cultivo de tejidos in vitro, para rescatar los embriones resul-tantes de la polinización manual de la papaya con polen de Vc; se ha determinado que la fecha óptima para extraer los embriones de las semillas inmadu-ras deberá ser a los 90 días posteriores a la poliniza-ción (Azad et al., 2014; Vegas et al., 2003).

Otra alternativa de obtención de híbridos inter-genéricos es romper las barreras de compatibilidad presentes en las cruzas artificiales de papaya con Vc. Con tal fin, Dinesh et al. (2007) aplicaron una solución de sacarosa al 5% en los estigmas florales antes de la polinización manual; con ello, lograron obtener semillas hibridas al cruzar variedades de papaya Surya y Pusa Dwarf con Vc; el 71.1% de las flores polinizadas produjeron frutos y desarrollaron 13.7 semillas F1 en promedio. La confirmación de que las semillas eran híbridos interespecíficos se realizó a través del uso de marcadores moleculares tipo ISSR. Posteriormente, Dinesh et al. (2013), generaron un esquema de selección a partir de la cruza C. papaya var. Arka Surya x Vc (Figura 3), con avances alentadores (Yanthan et al., 2017).

Por su parte, Jayavalli et al. (2011, 2012) reali-zaron cruzas de Vc con nueve variedades de papaya de la India; también aplicaron soluciones de saca-rosa al 5% y en combinación con cloruro de Calcio y Boro. Del total de flores polinizadas (n=1197), el 25.7% desarrollaron frutas. Cada fruta tuvo 2.3 semillas híbridas en promedio y del total de semillas germinaron el 58.1%. Estas plantas F1 desarrollaron

evaluated 1,778 F3 plants inoculated with PRSV-P and found that 30.7% did not show virus infection symptoms after 27 days; therefore, according to the severity scale, they were considered resistant; the remaining percentage of plants were classified as susceptible and highly susceptible. When the resistant plants were taken to the greenhouse and evaluated up to 270 after inoculation, plants from the cross between Pusa Nanha x Vc were found to be resistant- and intermediate resistant.

Jayavalli et al. (2015) also studied an F2 generation from crosses CO7 x Vc, Pusa Nanha x Vc y CP50 x Vc. For this purpose, they inoculated 683 plantlets of the three crosses with PRSV-P, and found that 12.8% did not show infection symptoms, but in a virus detection trial using DAS-ELISA they obtained low absorbance values (< 0.24). In a CO7 x Vc cross, they obtained resistant plants in a 15:1 ratio (susceptible:resistant), while in the other two crosses (Pusa Nanha x Vc and CP50 x Vc), the resistant plants segregated in a 13:3 ratio.

The genetic structure proposed by Jayavalli et al. (2015), where they suggested that the presence of two dominant genes may explain such ratio of susceptible individuals, is shown in Table 1. They pointed out that there was no segregation in a 3:1 ratio as in the Mendelian inheritance. Also, the ratios observed indicate that there are multiple alleles in both species that when interacting produce genetic combinations associated with the PRSV-P virus.

CONCLUSIONS

Studies on virus resistance have been mainly focused on PRSV-P due to its capacity to reduce papaya commercial yields. PapMV had not been fully addressed because of its low economic impact in papaya crops, but based on the evidence of co-infection and its effects on the severity of symptoms


Fully Bilingual


Selección de plantas con baja severidad de virosis,

bajo índice de absorbancia

Polinización controlada entre plantas

Diagnóstico molecular de presencia de virus y de la hibridación intergenérica

Variedad Caricapapaya

(hembra)

V. cauliflora

ProgenieInoculaciónartificial con virus PRSV y

PapMV

Generación de líneas hermafroditas S1 hasta S5

X

V. cundinamarcensis

V. parviflora

V. pubescens

X

X X*

Selección por calidad y rendimiento de fruta

Figura 3. Esquema de cruzas entre especies de Vasconcellea con Carica papaya, para desarrollar líneas tolerantes a la virosis. Importante el uso de marcadores de ADN para confirmar los híbridos intergenéricos y pruebas de ELISA para estimar el nivel de carga viral en el tejido de las plantas. Elaborado con base en Dinesh et al. (2013) y Kumar y Tripathi (2016). X= Cruza, X*= Retrocruza.

Figure 3. Scheme of crosses between Vasconcellea and Carica papaya species to develop lines tolerant to virus infections. It is important to use DNA markers to confirm intergeneric hybrids, and ELISA tests to estimate the level of viral charge in the tissue of the plants. Based on Dinesh et al. (2013) and Kumar and Tripathi (2016). X= Cross, X*= Backcross.

and damage to papaya crops, it is important to integrate PapMV in studies on virus resistance in Mexico.

Considering the importance of papaya crops and yield reductions attributable to PRSV-P and PapMV in Mexico, alternatives for developing

y se inocularon artificialmente con PRSV-P, de las cuales el 23.6% no mostró síntomas de virus, pero el restante porcentaje mostró mosaico y deforma-ción en las hojas meristemáticas, con lo cual de-terminaron que el mejor híbrido intergenérico fue Pusa Nanha x Vc.




Así mismo, Sudha et al. (2013), evaluaron la generación F2 de las cruzas de Vc con las varie-dades Pusa Nanha, CP50 y CO7; inocularon 700 plantas F2 con PRSV-P, el 46% de ellas no mostró síntoma alguno de virosis. Considerando los días transcurridos a partir de la inoculación hasta la apa-rición de síntomas y la severidad de los mismos, la mejor familia F2 procedió de la cruza Pusa Nanha x Vc. En la generación F3, evaluada por Sudha et al. (2015), se inocularon 1778 plantas con PRSV-P de las cuales el 30.7% no mostraron síntomas de viro-sis después de 27 días, y se consideraron resistentes de acuerdo con la escala de severidad; el porcentaje restante de plantas se clasificaron como suscepti-bles y altamente susceptibles. Al llevar las plantas resistentes a un invernadero y evaluarse hasta los 270 días después de la inoculación, aquellas plan-tas derivadas de la cruza Pusa Nanha x Vc fueron resistentes y medianamente resistentes.

La generación F2 de las cruzas: CO7 x Vc, Pusa Nanha x Vc y CP50 x Vc, también fue estudiada por Jayavalli et al. (2015). Para ello inocularon 683 plántulas de las tres cruzas con PRSV-P, encontrán-dose que el 12.8% de ellas no presentaron síntomas y en el ensayo de detección de virus con la técnica DAS-ELISA tuvieron bajos valores de absorbancia (< 0.24). En la cruza CO7 x Vc se obtuvieron plan-tas resistentes en proporción 15:1 (susceptibles: resistentes), mientras que en las otras dos cruzas (Pusa Nanha x Vc y CP50 x Vc) las plantas resis-tentes segregaron en proporción 13:3.

La estructura genética propuesta por Jayavalli et al. (2015), mediante la cual dedujeron que son dos genes dominantes los que estarían explican-do esa proporción de individuos susceptibles, se muestra en el Cuadro 1. Además, señalan que no hubo segregación en proporción 3:1 como ocurre en la herencia mendeliana. En adición, las propor-ciones observadas indican que hay múltiples alelos en ambas especies que, al interaccionar, dan lugar a

varieties resistant to these viruses are required. Given the restrictions on using transgenic papaya varieties, an alternative is genetic improvement by making crosses between C. papaya lines and species of the Vasconcellea genus as donors for resistance to viruses, especially V. cauliflora that is naturally distributed across Mexico. It gives also an opportunity to include this kind of research in a genetic improvement program that can meet the demand of non-transgenic resistant varieties, through direct crosses or establishing a bridge to transfer virus-resistance genes using the interspecific triple cross among V. cundinamarcensis x V. parviflora x C. papaya to develop virus-resistant hybrids.

End of the English version

combinaciones genéticas relacionadas con la resis-tencia al virus PRSV-P.

CONCLUSIONES

Los estudios de resistencia a virus se han cen-trado principalmente en el PRSV-P, debido a su efecto en reducir el rendimiento comercial del fru-to. Mientras que PapMV no ha tenido gran auge en este tipo de investigaciones por su bajo impacto económico en el cultivo; sin embargo, con la evi-dencia de la co-infección y sus efectos en la seve-ridad de los síntomas y daños, es importante incor-porar a PapMV en el estudio de resistencia a virosis en México.

Considerando la importancia del cultivo de pa-paya y la disminución en el rendimiento atribuido al PRSV-P y PapMV en México, se requieren de alternativas para el desarrollo de variedades re-sistentes a estos virus. Dadas las restricciones del


Fully Bilingual


uso de variedades de papaya transgénica, se tiene la alternativa del mejoramiento genético a través del cruzamiento de líneas de C. papaya con espe-cies del género Vasconcellea como donadoras de la resistencia a virus; en especial, V. cauliflora que se distribuye naturalmente en México. Además, es una oportunidad de insertar este tipo de investiga-ciones en un programa de mejoramiento genético que pueda atender la demanda de variedades resis-tentes no transgénicas, mediante cruzas directas o estableciendo un puente de transferencia de genes de resistencia al virus al usar la cruza triple interes-pecífica: V. cundinamarcensis x V. parviflora x C. papaya, y de esta forma obtener híbridos resisten-tes a la virosis.

LITERATURA CITADA

Abreu PMV, Gaspar CG, Buss DS, Ventura JA, Ferreira PCG, and Fernández PMB. 2014. Carica papaya microRNAs are responsive to papaya meleira virus infection. PLoS ONE 9(7): e103401. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0103401

Alamery S and Drew R. 2014. Studies on the genetics of PRSV-P resistance genes in intergeneric hybrids between Carica papaya and Vasconcellea quercifolia. Acta Horticulturae 1022: 55-61. DOI:10.17660/ActaHortic.2014.1022.5

Antunes CF and Renner SS. 2014. The phylogeny of the cari-caceae. Pp:81-92. In: R. Ming and Moore PH (eds.). Gene-tics and Genomics of Papaya. Springer Science Business Media, New York, USA. 438p.

Cuadro 1. Estructura genética de variedades de C. papaya, de V. cauliflora y de sus poblaciones segregantes en función de la reacción al virus PRSV.

Table 1. Genetic structure of C. papaya and V. cauliflora varieties and of their segregant populations in terms of their reac-tion to PRSV.

Parentales C. papaya var. C07 V. cauliflora C. papaya vars. Pusa Nanha y CP50 V. cauliflora

Genotipo de los parentales S1S1S2S2 s1s1s2s2 S3S3s4s4 s3s3S4S4

Genotipos en la generación F2 (proporción)

S1_S1_ (9 susceptibles) S3_S4_ (9 susceptibles)S1_s2s2 (3 susceptibles) S3_s4s4 (3 susceptibles)s1s1S2_ (3 susceptibles) s3s3S4_ (3 resistentes ) s1s1s2s2 (1 resistente) s3s3S4S4 (1 susceptible)

Fuente: elaborado a partir de Jayavalli et al. (2015) / Source: Adapted from Jayavalli et al. (2015).

Azad MAK, Amin L and Sidik NM. 2014. Gene techno-logy for papaya ringspot virus disease management. The Scientific World Journal: 1-11. http://dx.doi.org/10.1155/2014/768038.

Bateson MF, Lines RE, Revill P, Chaleeprom W, Ha CV, Gibbs AJ and Dale JL. 2002. On the evolution and molecular epi-demiology of the potyvirus papaya ringspot virus. Journal of General Virology 83:2575-2585. DOI:10.1099/0022-1317-83-10-2575

Cabrera MD, Cruz MM y Portal VO. 2010. Efecto de la tempe-ratura en la virulencia del virus de la mancha anular de la papaya (PRSV-P). Fitosanidad 14(2):123-125. Disponible en línea: http://scielo.sld.cu/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S1562-30092010000200009

Chávez-Calvillo G, Contreras-Paredes CA, Mora-Macías J, Noa-Carranza JC, Serrano-Rubio AA, Dinkova TD, Carrillo-Tripp M and Silva-Rosales L. 2016. Antagonism and synergism between papaya ringspot virus and papa-ya mosaic virus in Carica papaya in determined by their order of infection. Virology 489:179-191. http://dx.doi.org/10.1016/j.virol.2015.11.026

Chávez-Pesqueira M, Suárez-Montes P, Castillo G and Núñez-Farfán J. 2014. Habitat fragmentation threatens wild po-pulations of Carica papaya (Caricaceae) in a lowland ra-inforest. American Journal of Botany 101(7):1092-1101. DOI:10.3732/ajb.1400051

COFEPRIS, Comisión Federal para la Protección contra Ries-gos Sanitarios. 2015. http://www.cofepris.gob.mx/AZ/Paginas/OGMS/Cultivos.aspx. Consulta: Noviembre de 2016.

Coppens d’Eeckenbrugge G, Drew R, Kyndt T and Schel-deman X. 2014. Vasconcellea for Papaya Improvement. Pp:47-79. In: R Ming and Moore PH (eds.) Genetics and Genomics of Papaya. Springer Science Business Media, New York, USA. 438p.

Davis MJ and Ying Z. 2004. Development of papaya bree-ding lines with transgenic resistance to papaya ringspot virus. Plant Disease 88:352-358. https://doi.org/10.1094/PDIS.2004.88.4.352

Dinesh MR, Rekha A, Ravishankar KV, Praveen KS and San-tosh LC. 2007. Breaking the intergeneric crossing barrier




in papaya using sucrose treatment. Scientia Horticulturae 114: 33–36. DOI:10.1016/j.scienta.2007.05.010

Dinesh MR, Veena GL, Vasugi C, Krishna MR and Ravis-hankara KV. 2013. Intergeneric hybridization in papaya for ‘PRSV’ tolerance. Scientia Horticulturae 161: 357–360. DOI:10.1016/j.scienta.2013.07.009

Drew R. 2014. The use of non-transgenic technologies for the development of papaya ringspot virus resistance in Carica papaya. Proc. Acta Horticulturae 1022:22-29. DOI:10.17660/ActaHortic.2014.1022.2

Droogenbroeck BV, Kyndt T, Romeijn-Peeters E, Thuyne WV, Goetghebeur P, Romero-Motochi JP and Gheysen G. 2006. Evidence of natural hybridization and intro-gression between Vasconcellea species (Caricaceae) from Southern Ecuador revealed by chloroplast, mithocondrial and nuclear DNA markers. Annals of Botany 97:793-805. DOI:10.1093/aob/mcl038

Fermin GA, Castro LT and Tennant PF. 2010. CP-Transgenic and non-transgenic approaches for the control of papa-ya ringspot: current situation and challenges. Transgenic Plant Journal 4 (Special Issue 1):1-15. Disponible en línea: http://www.globalsciencebooks.info/Online/GSBOnline/images/2010/TPJ_4(SI1)/TPJ_4(SI1)1-15o.pdf

Gonsalves D. 1998. Control of papaya ringspot virus in papa-ya: a case study. Annual Review of Phytopatology 36:415-437. https://doi.org/10.1146/annurev.phyto.36.1.415

Gonsalves D. 2006. Transgenic papaya: development, relea-se, impact and challenges. Advances in Virus Research 67:317-354. DOI:10.1016/S0065-3527(06)67009-7

Haireen MRR and Drew RA. 2014. Isolation and characteri-zation of PRSV-P resistance genes in Carica and Vascon-cellea. International Journal of Plant Genomics 5:145403. http://dx.doi.org/10.1155/2014/145403

Horovitz S y Jiménez H. 1967. Cruzamientos interespecíficos e intergenéricos en caricáceas y sus implicaciones fitotéc-nicas. Agronomia Tropical 17(4): 323-343.

Jayavalli R, Balamohan TN, Manivannan N and Govindaraj M. 2011. Breaking the intergeneric hybridization barrier in Carica papaya and Vasconcellea cauliflora. Scientia Horticulturae 130:787-794. http://dx.doi.org/10.1016/j.scienta.2011.09.004

Jayavalli R, Balamohan TN, Manivannan N and Robin S. 2012. Analysis of papaya intergeneric hybrids for mor-phological traits. Madras Agriculture Journal 99 (4-6): 166-170. Disponible en línea: https://www.cabdirect.org/cabdirect/abstract/20123213250

Jayavalli R, Balamohan TN, Manivannan N, Rabindran R, Pa-ramaguru P and Robin R. 2015. Transmission of resistance to papaya ringspot virus (PRSV) in intergeneric popula-tions of Carica papaya and Vasconcellea cauliflora. Scien-tia Horticulturae 187:10-14. http://dx.doi.org/10.1016/j.scienta.2015.01.020

Kassanis B. 2008. Some effects of high temperatu-re on the susceptibility of plants to infection with viruses. Annals of Applied Biology 39:358-363. DOI:10.1111/j.1744-7348.1952.tb01018.x

Koo HN, Jeong-Jin An, Sang-Eun P, Ju-Il K and Gil-Hah K. 2014. Regional susceptibilities to 12 insecticides of me-lon and cotton aphid, Aphis gossypii (Hemiptera: Aphi-didae) and a point mutation associated with imidacloprid

resistance. Crop Protection 55:91-97. DOI:10.1016/j.cro-pro.2013.09.010

Kumar GR, Hohn T and Sharma P. 2014. Plant virus-host inte-raction. Molecular approaches and viral evolution. Pp:177-194. In: Gaur RK, Hohn T and Sharma P (eds.). Papaya Ringspot Virus-P: Overcoming Limitations of Resistance Breeding in Carica papaya L. Elsevier. USA. 408p.

Kumar SS and Tripathi S. 2016. Resistance against papaya ringspot virus in Vasconcellea species: present and po-tential uses. Pp:215-230. In: Gaur RK, Petrov NM, Patil BL and Stoyanova MI (eds.). Plant Viruses: Evolution and Management. Springer Science Business Media, Singapo-re. 312p.

Magdalita PM, Persley DM, Godwin ID, Drew RA and Adkins SW. 1997. Screening C. papaya x C. cauliflora hybrids for resistance to papaya ringspot virus -type P. Plant Pathology 46:837–841. DOI:10.1046/j.1365-3059.1997.d01-90.x

Mangrauthia SK, Singh VPS, Jain RK, Praveen S. 2009. Am-bient temperature perception in papaya for papaya ringspot virus interaction. Virus Genes 38:429-434. DOI:10.1007/s11262-009-0336-3

Marler TE, Mickelbart MV and Quituga R. 1993. Papaya rings-pot virus influences net gas exchange of papaya leaves. HortScience 28(4): 322-324. Disponible en línea: http://hortsci.ashspublications.org/content/28/4/322.full.pdf

Mishra R, Kumar RG and Patil BL. 2015. Current knowledge of viruses infecting papaya and their transgenic manage-ment. Pp: 109-203. In: Gaur RK, Petrov NM, Patil BL and Stoyanova MI (eds.). Plant viruses: Evolution and Mana-gement. Springer Science Business Media, Singapore. 312 p.

Mora-Aguilera G, Nieto-Ángel D, Campbell CL, Téliz D and García E. 1996. Multivariate comparison of papaya rings-pot epidemics. Phytopathology 86:70-78. DOI:10.1094/Phyto-86-70

Mosqueda VR. 1978. Papayo, Piña y Guayabo. Pp:299-309. In: Cervantes ST (ed.). Recursos Genéticos Disponibles a México. Sociedad Mexicana de Fitogenética A. C., Cha-pingo, México. 492p.

Noa-Carranza JC, González-de-León D, Ruiz-Castro BS, Pi-ñero D and Silva-Rosales L. 2006. Distribution of papaya ringspot virus and papaya mosaic virus in papaya plants (Carica papaya) in Mexico. Plan Disease 90:1004-1011. http://dx.doi.org/10.1094/PD-90-1004

Rivas-Valencia P, Mora-Aguilera G, Téliz-Ortiz D y Mora-Aguilera A. 2003. Influencia de variedades y densidades de plantación de papayo (Carica papaya L.) sobre las epidemias de mancha anular. Revista Mexicana de Fito-patología 21(2):109-116. Disponible en línea: http://www.redalyc.org/articulo.oa?id=61221203

Rivas-Valencia P, Mora-Aguilera G, Téliz-Ortiz D y Mo-ra-Aguilera A. 2008. Evaluación de barreras vegetales en el manejo integrado de la mancha anular del papa-yo en Michoacán, México. Summa Phytopathologi-ca 34(4):307-312. http://dx.doi.org/10.1590/S0100-54052008000400001

Rodríguez MD, Alonso M, Tornet Y, Valero L, Lorenzetti ER y Pérez R. 2013. Evaluación de accesiones cubanas de papaya (Carica papaya) ante la mancha anular. Sum-ma Phytopathologica 39(1):24-27. Disponible en línea:


Fully Bilingual


http://scielo.sld.cu/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S0258-59362014000300004

Rodríguez MD, de Sousa GDP, González OJ and dos Reis FA. 2014. Molecular and biological studies of papaya ringspot virus isolates from Brazil and Cuba. American Journal of Agriculture and Forestry 2(5):209-218. DOI:10.11648/j.ajaf.20140205.11

Roff MNM. 2007. Disease rating of papaya cultivars to papaya ringspot virus in Malaysia. Acta Horticulturae. 740:277-281. Disponible en línea: http://www.actahort.org/bo-oks/740/740_34.htm

Sharma SK and Tripathi S. 2016. Resistance against papaya ringspot virus in Vasconcellea species: present and poten-tial uses. In: Gaur RK, Petrov NM, Patil BL and Stoyano-va MI (eds.). Plant Viruses: Evolution and Management. Springer Science Business Media, Singapore. 312p.

Siar SV, Beligan GA, Sajise AJC, Villegas VN and Drew RA. 2011. Papaya ringspot virus resistance in Carica papaya via introgression from Vasconcellea quercifolia. Euphytica 181:159–168. DOI:10.1007/s10681-011-0388-z

Silva-Rosales L, González-de-León D, Guzmán-González S, and Chauvet M. 2010. Why there is no transgenic papaya in México. Transgenic Plant Journal 4: 45-51. Disponible en línea: http://www.globalsciencebooks.info/Online/GS-BOnline/images/2010/TPJ_4(SI1)/TPJ_4(SI1)45-51o.pdf

Silva-Rosales L, Becerra-Leor N, Ruiz-Castro S, Téliz-Ortiz D and Noa-Carranza JC. 2000. Coat protein sequence com-parisons of three Mexican isolates of papaya ringspot virus with other geographical isolates reveal a close relationship to American and Australian isolates. Archives of Virology 145:835-843. DOI:10.1007/s007050050676

Singh V, Rao GP and Shukla K. 2005. Response of com-mercially important papaya cultivars to papaya ringspot virus in eastern U.P. conditions. Indian Phytopathology. 58(2):212-216. Disponible en línea: https://www.resear-chgate.net/profile/Vimla_Singh2/publication/268449279_Response_of_commercially_important_papaya_culti-vars_to_papaya_ringspot_virus_in_eastern_UP_condi-tions/links/546c2aff0cf2397f7831d08a/Response-of-com-mercially-important-papaya-cultivars-to-papaya-ringspot-virus-in-eastern-UP-conditions.pdf

Sit TL, Abouhaidar MG and Holy S. 1989. Nucleotide sequen-ce of papaya mosaic virus RNA. Journal of General Viro-logy 70:2325-2331. DOI:10.1099/0022-1317-70-9-2325

Subramanya SK and Zitter TA. 2014. Plant Virus and Viroid Diseases in The Tropics. Vol. 2: Epidemiology and Ma-nagement. Springer Netherlands. New Delhi, India. 489p.

Sudha R, Balamohan TN, Soorianathasundaram K, Manivan-nan N and Rabindran R. 2013. Evaluation of F2 intergene-ric population of papaya (Carica papaya L.) for resistance to papaya ringspot virus (PRSV). Scientia Horticulturae 158:68-74. DOI:10.1016/j.scienta.2013.04.031

Sudha R, Balamohan TN, Soorianathasundaram K, Rabindran R and Manoranjitham SK. 2015. Studies on resistance

to papaya ring spot virus (PRSV) in intergeneric popu-lations of Carica papaya L. and Vasconcellea cauliflora. SABRAO Journal of Breeding and Genetics 47(2): 113-123. Disponible en línea: http://www.sabrao.org/journals/June2015/SABRAO-J-Breed-Genet-47-2-113-123-Sudha.pdf

Taylor D.R. 2001.Virus diseases of Carica papaya in Africa: their distribution, importance, and control. Pp:25-32. In: Hughes JDA and Odu BO (eds.). Plant virology in Sub-Saharan Africa: Proceedings of a Conference Organized by IITA: 4-8 June 2001, International Institute of Tropical Agriculture, Ibadan, Nigeria. Africa. Disponible en línea: http://docplayer.net/35000541-Virus-diseases-of-carica-papaya-in-africa-their-distribution-importance-and-con-trol.html

Tennant PF, Fermin GA and Roye ME. 2007. Viruses infecting papaya (Carica papaya L.): etiology, pathogenesis, and molecular biology. Plant Viruses 1(2):178-188. Disponi-ble en línea: http://www.globalsciencebooks.info/Online/GSBOnline/images/0712/PV_1(2)/PV_1(2)178-188o.pdf

Tripathi S, Suzuki JY, Ferreira SA and Gonsalves D. 2008. Papaya ringspot virus-P: characteristics, pathogenicity, se-quence variability and control. Molecular Plant Pathology 9(3):269-280. DOI:10.1111/j.1364-3703.2008.00467.x

VanBuren R, Zeng F, Chen C, Zhang J and Wai CM. 2015. Origin and domestication of papaya Yh chromosome. Ge-nome Research. 25: 524-533. http://dx.doi.org/10.1101/gr.183905.114

Veena GL and Dinesh MR. 2013. Utilization of wild species and molecular markers in papaya crop improvement. Inter-national Journal of Recent Scientific Research 4(11):1858-1861. DOI:10.24327/IJRSR

Vegas A, Trujillo G, Sandrea Y y Mata J. 2003. Obtención, regeneración y evaluación de híbridos intergenéricos entre Carica papaya y Vasconcellea cauliflora. Inter-ciencia 28(12):710-714. Disponible en línea: http://www.scielo.org.ve/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S0378-18442003001200008

Villegas VN. 2001. Approaches in developing ringspot virus resistant papaya. Agricultural Sciences Division. Transac-tions of the National Academy of Science & Technology. 23:63-70.

Yanthan JL, C Vasugi, MR Dinesh, MK Reddy and R Das. 2017. Evaluation of F6 intergeneric population of papaya (Carica papaya L) for resistance to papaya ring spot virus (PRSV) Int. J. Curr. Microbiol. App. Sci 6(5): 289-298. https://doi.org/10.20546/ ijcmas.2017.605.033

Yorobe J M. 2009. Costs and benefits of bioengineered papa-ya with resistance to papaya ringspot virus in the Philip-pines. Pp: 23-34. In: GW Norton and DM Hautea (eds.). Projected impacts of agricultural biotechnologies for fruits & vegetables in the Philippines & Indonesia. ISAAA- SEAMEO, Philippines. 184 p. Disponible en línea: https://www.isaaa.org/programs/impact_assessment_of_crop_biotechnology/download/Costs%20and%20Benefits%20of%20PRSV-resistant%20Papaya.pdf

Vasconcellea cauliflora resistance to Papaya ringspot ... · Sin embargo, en México la papaya...

Documents

Transcript of Vasconcellea cauliflora resistance to Papaya ringspot ... · Sin embargo, en México la papaya...