Présentée par - univ-oran1.dz · recommended to store the samples in low-temperature s to protect...

Mémoire présenté en vue de l’obtention du diplôme de

MAGISTER

en Gestion des Ressources Aquatiques

LABORATOIRE D’AQUACULTURE ET DE BIOREMEDIATION (AQUABIOR)

Présentée par:

Melle. BENCHEGRA Khadidja

Devant la commission du jury :

Président : BENSAHLA-TALET Ahmed Professeur à l’université d’Oran

Examinateur : ALI MEHIDI Smail M.C.A. à l’université d’Oran

Examinateur : AIT YAHIA Dalila Professeur à l’université d’Oran

Promoteur : ABI AYAD S.-M. El-amine Professeur à l’université d’Oran

Co-promoteur: DRICI Habiba M.C.A. à l’université d’Oran

Soutenu le :

Faculté des Sciences

Département de Biotechnologie

Dynamique dans la formation de l’amine biogène, histamine,

des hydroperoxydes, des TBA-rs et le suivi de la qualité

microbiologique chez la sardine (Sardina pilchardus)

Année universitaire : 2011 - 2012

Remerciements

Remerciement

Ce travail est le fruit d’une aventure de 3 ans qui n’aurait pas pu voir le jour sans le soutien

de nombreuses personnes que je tiens à remercier.

Je remercie en premier lieu le Créateur des cieux et des terres, notre Grand Dieu Tout

Puissant qui par Sa Volonté m’a permis d’affronter les difficultés rencontrées et aboutir à la

réalisation de ce travail.

Je souhaite adresser mes remerciements les plus sincères à mon encadreur, Professeur

Abi-Ayad Sidi Mohammed El-amine. Sa gentillesse, sa patience et sa grande humanité ont

fait de ces années de travail à ses côtés un réel plaisir. Je n’oublierai jamais la qualité de son

encadrement. Merci de m’avoir donné l'opportunité de faire une maîtrise. Merci pour vos

bons conseils et votre grande disponibilité tout au long des expérimentations et de la

rédaction, et aussi pour l'inspiration, l'aide et le temps que vous avez bien voulu me

consacrer.

Un profond respect et un merci tout spécial au Docteur Drici Habiba mon co-encadreur

pour son soutien permanent, sa confiance, son esprit scientifique, sa patience et pour avoir su

répondre à mes innombrables questions existentielles. Je souhaite être à la hauteur de votre

attente et votre espérance.

Je remercie également Monsieur BENSAHLA TALET Ahmed, Professeur a la faculté

des sciences d'Oran pour sa gentillesse, pour l'encouragement qu’il m’a apporté tout au long

de ces trois années. J'ai apprécié son enthousiasme qui a constitué un précieux soutien et qui

m’a fait l’honneur d'avoir accepté de présider ce jury.

La présence dans mon jury de Professeur AIT YAHIA Dalila m’honore très

sincèrement. Elle a très aimablement accepté d’examiner ce travail. Qu’elle veuille trouver ici

ma profonde gratitude.

J’exprime mes sincères remerciements à Monsieur ALI MEHIDI Smail pour avoir bien

voulu examiner ce travail je le remercie pour l’honneur qu’il me fait en acceptant de le juger.

Je le remercie également pour les nombreuses questions que j’ai du lui poser depuis six ans

maintenant dès les années de l’ingéniorat et qu’il a pris le temps gentiment pour me répondre

et m’expliquer…….

Je tiens également à remercier chaleureusement les membres de l’équipe du laboratoire

d’AQUABIOR qui ont su allumer et nourrir la petite flamme que j’avais pour la recherche, je

ne citerai pas de noms par peur d’oublier quelques uns leur place est bien réservée dans mon

cœur. Mais je veux que vous sachiez que vous m’avez tous apporté quelque chose pour la

Remerciement

réalisation de ce travail. Mais c’est surtout sur le plan humain que je voudrais vous remercier.

Il est vrai que je n’oublierai pas les discussions scientifiques, et encore moins l’entraide, tous

les services, les petits mots de réconfort…et parfois les petites tensions qui font que les

semaines se suivent sans se ressembler…c’était excellent !!!…

Je tiens aussi à exprimer ma gratitude et ma reconnaissance aux chercheurs séniors du

laboratoire d’AQUABIOR, qui nous ont encadré pendant notre année théorique et nous ont tant

assisté pendant la phase expérimentale tout particulièrement : Professeur BENSAHLA,

Docteur ALI MEHIDI, Docteur LAMARA, Professeur BABA HAMED, Docteur

TALEB et je ne saurai dépasser ce stade sans remercier Professeur BOUKORTT.

Un grand merci à tous les membres d’administration et techniciens du département de

Biotechnologie, tout particulièrement Louisa, Atika et Kader pour les nombreuses heures

d’aide pendant la réalisation de ce travail.

Je ne pourrai jamais assez remercier ma famille, tout particulièrement mon G.P.S qui me

guide dans ma vie : ma maman et mes deux sœurs Wafaa et Rachida. Ainsi que ma grand-

mère, mes tantes : hbiba Ramzia, Houria, Malika et mes oncles : hbibi Hafid, hbibi Mustapha,

Hassen et leurs enfants tout particulièrement ma petite nièce Iness, qui m’ont tant soutenu

tout au long de mes années d’étude et qui ont cru en moi, chose qui n’a fait que me pousser

pour donner encore plus.

Un merci tout spécial à la famille Kabouche : Baraat, Fateh, Malak, Nidal et également

Soraya et Amineainsi que Fatiha et ses enfants : Bouchra, Meriem et Mouhamed pour les

nombreux moments de pure délire qui m’ont aidé à dépasser des moments difficiles : MERCI

BEAUCOUP.

Je remercie toutes les personnes qui ont contribué de loin ou de près à la réalisation du

présent mémoire.

Remerciement

A mes parents

A Rachida

A Wafaa

A tous ceux que j’aime

Résumé

L’objectif de cette étude est la mise en évidence et le suivi de l’évolution temporelle des

changements post-mortem que subit le muscle de poisson par une approche biochimique et

microbiologique et leur corrélation avec l’altération sensorielle. Ce travail expérimental porte

sur l’étude de l’effet du mode (température ambiante : 25° C et réfrigérée : 4° C) et de la

durée de conservation sur l’altération de la qualité chez la sardine (Sardina pilchardus).

La première partie de ce mémoire est consacrée aux paramètres biochimiques; la

dynamique de production des hydroperoxydes et des TBA-rs, l’apparition de l’azote basique

volatile total (ABVT) et la mesure de la quantité des protéines totales. Ces paramètres

montrent des différences significatives (p<0,05) en fonction du temps et du mode de

conservation.

Dans un deuxième temps, l’altération d’origine microbienne a été étudiée, ainsi la flore

mésophile aérobie totale, les coliformes totaux, les coliformes fécaux, les streptocoques

thermotolérants, les staphylocoques, les bactéries sulfito-réductrices, les pseudomonas, les

salmonelles et les shigelles ont été dénombrées ou isolées. Enfin, certaines activités

enzymatiques microbiennes d’altération comme la lipolyse et la gélatinolyse sont aussi

abordées. L’utilisation des milieux sélectifs ont permis de démontrer la présence de ces

activités qui apparaissent et disparaissent à des moments différents en fonction de la période

et du mode de conservation.

Le suivi de la cinétique de production de l’amine biogène, histamine, nous a permis de

voir le moment de son apparition et de sa disparition ainsi que sa quantification et d’isoler

également les bactéries responsables de sa production.

Nous observons l’existence d’une synergie entre l’évolution de l’altération biochimique

et la détérioration microbiologique. Ces dernières, sont en corrélation positive avec la perte de

la qualité sensorielle. Par ailleurs, il s’avère que la réfrigération retarde ces activités

d’altération en faveur de cette dernière. Il est, donc, conseillé de stocker les échantillons à

basse température afin de préserver leur qualité, et de les consommer, au plus tard, dans les

deux jours qui suivent leur capture.

Mots-clé : Hydroperoxydes, TBA-rs, ABVT, flore bactérienne, activité lipolytique,

activité gélatinolytique, histamine, Sardina pilchardus.

Abstract

The objective of this experimental work was to study the time evolution of the

post-mortem changes taking place in the fish muscle by a biochemical and microbiological

approach and their correlation with the sensory change. The work concerned the temperature

(25 ° C, 4 ° C) and the time effect on changes of sardina (Sardina pilchardus) quality.

The first part of this report is consecrated to the biochemical parameters; the dynamics

of production of hydroperoxydes and TBA-rs, appearance of the total volatile basic nitrogen

(TVBN) and the measure of the quantity of total proteins. These parameters show significant

differences (p < 0,05) according to the preservation.

Secondly, the microbial spoiling was studied, so the aerobic mesophilic total flora, the

total coliformes, the faecal coliformes, the thermotolerants streptococci, the staphylococci, the

sulfito-reducing bacteria, the pseudomonas, the salmonellas and shigelles was counted or

isolated. Finally, certain spoilage microbial enzymatic activities as the lipolysis and the

gelatinolysis are also approached. The use of the selective mediums allowed demonstrating

the presence of these activities which appear and disappear at the different moments

according to period and of the mode of preservation.

The follow-up of the kinetic production of the biogenic amine histamine, allowed us to

determine the moment of its appearance and its disappearance as well as its quantification and

to isolate also the bacteria responsible for its production.

We observe the existence of a synergy between the evolution of the biochemical change

and the microbiological spoilage. They were in positive correlation with the loss of the

sensory quality. Besides, it turns out that the refrigeration delays these activities. It is

recommended to store the samples in low-temperature s to protect their quality, and consume

them, at the latest, in two days follow their capture.

Keywords: Hydroperoxydes, TBA-rs, proteins, TVBN, bacterial flora, lipolytic

activity, gelatinolytic activity, histamine, Sardina pilchardus.

ملخص

بعذ يح رنك عضم انسك انذف ي زا انعم انكشف انخببعت انزييت نهخطساث انبجت في

.بقبسبت بي كييبئيت ييكشبينجيت عالقخب ببنخغيش انحسي

فيsardina pilchardus))طشيقت انحفبظ عهي عيت انسشدي حأثيشيقو زا انعم انخجشيبي عهي دساست

.)دسجت يئيت 4دسجت يئيت ،دسجت انخبشيذ 52:دسجت حشاسة انغشفت ) األخيشحغييش عيت زا

إخبجدساست انخغيشاث انبيكييبئيت ديبييكيت إنيي زا انخقشيش يخصص األلانجزء

حػش ز انخغيشاث اخخالف ,،كيت انبشحيبث انكهيتABVT إخبجكزانك TBA-rsانيذسبيشكسيذ

.( p< 0,05)كبيش يهحظ

انخغيشاث انذسست .نيكشبينجيت انجزء انثبي ي انخقشيش خصص نذساست انخغيشاث في انعيت ا

إجبنيت coliformesانخي ح في دسجت حشاسة يخسطت، اإلجبنيتحخص انكبئبث انجشيت انائيت

Staphylocoques ,Streptocoque thermotolérants , coliformes fécaux. بكخيشيب يخجت

Shigelles , Salmonelles, Pseudomonas.نهكبشيج

انسؤل ع ذو انذيبث اإلزيى: انسؤنت ع انخهف انيكشبينجي اإلزييتانغبئف أخيشا

غس اخخفبء ز انغبئف .الحع يى نهبكخيشيب انذسست .انسؤل ع ذو انجيالحي اإلزيى

انسؤنت ع سحج نب بعزل انبيكخيشيب سخذي إخبجيخببعت حشكيت .كزا يشاحم انخخزي يشحبط بكيفيت

.اإلخبجزا

الحع جد عالقت بي انخهف انبيكيبئي انيكشبينجي ،زي االخيشي بذسب يحثب ايجببيب

غس عاليبث انخهف نزا صح ببنخخزي في الحع كزانك ا انخبيشد يقص ايؤخش.انخهف انحسي

.دسجت حشاسة يخفضت

:بث انفخبحيت انكه

غيفت ازييت نذو انذ ،غيفت ايزييت نذو ،ABVT, ،بشحيبثTBA-rs،يذسبيشكسيذ

. Sardina picharrdus , سخذي, ،بيكخيشيب انجيالحي

SOMMAIRE

Page

1. INTRODUCTION………………………………………………………………....

2. ETUDE BIBLIOGRAPHIQUE……………………………………………………

2.1. Présentation de l’espèce cible : La sardine commune (Sardina pilchardus) …...

2.1.1. Position systématique…………………………………………………………..

2.1.2. Biologie de la sardine………………………………………………………….

2.2. Caractéristiques de la chair de poisson ………………………………………….

2.2.1. Généralités……………………………………………………………………..

2.2.1.a. Structure physique …………………………………………………………...

2.2.1.b. Composition chimique …………..…………………………………………..

Composés lipidiques………………………………………………………………..

Composés protéiques……………………………………………………………….

Vitamines et sels minéraux…………………………………………………............

2.2.2. Caractéristiques de la chair de sardine………………………………………...

Acides gras (n-3)…………………………………………………………………...

Protéines……………………………………………………………………............

2.3. Altération de la qualité sensorielle du poisson…………………………………...

2.4. Oxydation des lipides…………………………………………………………….

2.5. Altération microbienne de la chair de poisson………………………………......

2.6. Formation de l’amine biogène (Histamine)……………………………………...

2.6.1. Généralités sur les amines biogènes et l’histamine…………………………….

2.6.2. Les bactéries productrices d’histamine ………………………………………..

2.6.3. Intoxication histaminique………………………………………………………

a. Dose toxique……………………………………………………………………….

b. Aspect réglementaire………………………………………………………………

3. MATERIEL ET METHODES ……………………………………………………

3.1. Echantillonnage et conditionnement…………………………………………….

3.2. Appréciation sensorielle…………………………………………………………

3.3 .Analyses biochimiques…………………………………………………………..

3.3.1. Analyses physico-chimiques…………………………………………………...

3.3.1.a. pH ……………………………………………………………………………

3.3.1. b. Teneur en eau……………………………………………………………….

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3.3.2. Etude de la peroxydation lipidique…………………………………………….

3.3.2. a. Teneur en hydroperoxydes ………………………………………………….

3.3.2.b. Teneur en TBA-rs …………………………………………………………...

3.3.3. Concentration en protéines totales……………………………………………..

3.3.4. Teneur en azote basique volatil total (ABVT)…………………………………

3.3.5. Teneur en histamine……………………………………………………………

3.4. Analyse microbiologique………………………………………………………..

3.4.1. Echantillonnage………………………………………………………………..

3.4.2. Traitement de l’échantillon : préparation de la solution mère…………………

3.4.3. Numération de la flore aérobie mésophile totale………………………………

3.4.4. Numération des coliformes totaux……………………………………………..

3.4.5. Numération des coliformes fécaux ou coliformes thermotolérants……………

3.4.6. Numération des Streptocoques fécaux ou thermotolérants…………………….

3.4.6.a. Etape 1 ou test présomptif……………………………………………………

3.4.6.a. Etape 2 ou test confirmatif…………………………………………………...

3.4.7. Numération des Clostridium sulfito-réducteurs……………………………….

3.4.8. Recherche de Staphylococcus aureus………………………………………….

3.4.9. Recherche de Salmonella et de Shigella ………………………………………

3.4.10. Recherche de Pseudomonas…………………………………………………..

3.5. Activité enzymatique d’altération d’origine bactérienne………………………..

3.5.1. Recherche de l’activité lipolytique…………………………………………….

3.5. 2. Recherche de l’activité gélatinolytique………………………………………..

3.6. Bactéries productrices d’histamine………………………………………………

3.6.1. Isolement des bactéries productrices d’histamine……………………………...

3.6.2. Purification et essai d’identification……………………………………………

3.7. Etude statistique………………………………………………………………….

4. RESULTATS………………………………………………………………………

4.1. Analyse sensorielle………………………………………………………………

4.2. Caractéristiques biochimiques………………………………………………….

4.2.1. Variation du pH ……………………………………………………………….

4.2.1.1. Effet de la durée de conservation….…………………………………………

4.1.1.2. Effet du mode de conservation………………………………………………

4.2.2. Détermination de la teneur en eau …………………………………………….

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4.2.2.a. Effet de la durée de conservation…………………………………………….

4.2.2.b. Effet du mode de conservation……………………………………………….

4.2.3. Evolution du niveau d’oxydation des lipides…………………………………..

4.2.3.a. Teneur en hydroperoxydes…………………………………………………...

* Effet de la durée de conservation…………………………………………………..

* Effet du mode de conservation……………………………………………………..

4.2.3.b. Teneur en TBA-rs……………………………………………………………

* Effet de la durée de conservation…………………………………………………..

* Effet du mode de conservation……………………………………………………..

4.2.4. Estimation de la concentration des protéines totales ………………………….


4.2.4.b. Effet du mode de conservation……………………………………………….

4.2.5. Concentration de l’azote basique volatil total (ABVT) ………………………


4.2.5.b. Effet du mode de conservation………………………………………………

4.2.6. Teneur en histamine……………………………………………………………

4.2.6.a. Effet du temps de conservation………………………………………………

4.2.6.b. Effet du mode de conservation………………………………………………

4.3. Analyse microbiologique………………………………………………….....….

4.3.1. Numération de la flore aérobie mésophile totale………………………………

4.3.2. Numération des coliformes totaux …………………………………………….

4.3.3. Numération des coliformes fécaux ou coliformes thermotolérants……………

4.3.4. Numération des Streptocoques fécaux ou thermotolérants…………………….

4.3.5. Numération des Clostridium sulfito-réducteurs ……………………………….

4.3.6. Présence / numération des Staphylocoques ……………………………………

4.3.7. Présence / numération Salmonelles et Shigelles ………………………………

4.3.8. Présence / numération de Pseudomonas……………………………………….

4.3.9. Activités enzymatiques bactériennes d’altération ……………………………..

4.3.9.a. Activité lipolytique …………………………………………………………..

4.3.9.b. Activité gélatinolytique ……………………………………………………...

4.3.10. Bactéries productrices d’histamine ……………………………………..........

4.3.10.a. Cinétique d’apparition des bactéries histaminogènes………………………

5. DISCUSSION ……………………………………………………………………..

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6. CONCLUSION ET PERSPECTIVES …………………………………………….

7. REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES ………………………………………….

8. ANNEXES ………………………………………………………………………...

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LISTE DES FIGURES ET DES PLANCHES

Planche 1 : Aspect extérieur de la sardine pendant la conservation.

Figure 1 : La sardine commune : Sardina pilchardus (Walbaum, 1792).

Figure 2 : Estimation de la capture globale mondiale de Sardina pilchardus

(FAO, 2011).

Figure 3 : Auto-oxydation des lipides polyinsaturés (Al-Sayed, 2007).

Figure 5 : Dégradation enzymatique des acides aminés.

Figure 6: Structure de l’histamine.

Figure 7: Evolution temporelle du pH chez la sardine (S. pilchardus). Les

histogrammes portant des lettres et des chiffres différents sont significativement

différents (p < 0,05).

Figure 8 : Effet du mode de conservation sur le pH chez la sardine (S. pilchardus).

Les histogrammes portant des lettres et des chiffres différents sont significativement


Figure 9 : Evolution temporelle de la teneur en eau chez la sardine (S. pilchardus).

Les histogrammes portant des lettres et des chiffres différents sont significativement


Figure 10 : Effet du mode de conservation sur la teneur en eau chez la sardine (S.

pilchardus). Les histogrammes portant des lettres et différents sont

significativement différents (p < 0,05).

Figure 11 : Evolution temporelle de la teneur en hydroperoxydes (mmoles Eq

CuOOH/g M.H.) chez la sardine (S. pilchardus). Les histogrammes portant des

lettres et des chiffres différents sont significativement différents (p < 0,05).

Figure 12 : effet du mode conservation sur la teneur en hydroperoxydes (mmoles

Eq CuOOH/g M.H. chez la sardine (S. pilchardus). Les histogrammes portant des

lettres et des chiffres différents sont significativement différents (p < 0,05).

Figure 13 : Evolution temporelle de la teneur en TBA rs (mg Eq MDA/ g de M.F.)

chez la sardine (S. pilchardus). Les histogrammes portant des lettres et des chiffres

différents sont significativement différents (p < 0,05).

Figure 14 : effet du mode de conservation sur la teneur en TBA rs (mg Eq MDA/ g

de M.F.) chez la sardine (S. pilchardus). Les histogrammes portant des lettres et

chiffres différents sont significativement différents (p < 0,05).

Figure 15 : Evolution temporelle de la teneur en protéines (g de protéines/ 100 g de

chair) chez la sardine (S. pilchardus). Les histogrammes portant des lettres et des


Figure 16: Effet du mode de conservation sur la teneur en protéines (g de

protéines/ 100 g de chair) chez la sardine (S. pilchardus). Les histogrammes portant

des lettres et des chiffres différents sont significativement différents (p < 0,05).

Figure 17 : Evolution temporelle de la teneur en ABVT (mg d’ABVT / 100 g de

chair) chez la sardine (S. pilchardus). Les histogrammes portant des lettres et des


Figure 18 : Effet du mode de conservation sur la teneur en ABVT (mg d’ABVT /

100 g de chair) chez la sardine (S. pilchardus). Les histogrammes portant des lettres

et chiffres différents sont significativement différents (p < 0,05).

Figure 19 : Evolution temporelle de la teneur en histamine (mg/100gM.H.) chez la

sardine (S. pilchardus). Les histogrammes portant des lettres et des chiffres


Figure 20 : Effet du mode de conservation sur la teneur en histamine

(mg/100gM.H.) chez la sardine (S. pilchardus). Les histogrammes portant des

lettres et chiffres différents sont significativement différents (p < 0,05).

Figure 21 : Evolution temporelle de la flore aérobie mésophile totale chez la

sardine (S. pilchardus).

Figure 22 : Aspect des colonies de bactéries isolées sur milieu Plate Count Agar

(P.C.A) pour dénombrement.

Figure 23 : Evolution temporelle de la teneur des coliformes totaux chez la sardine

(S. pilchadus).

Figure 24 : Aspect du bouillon au pourpre de bromocrésol (BCPL) avant et après

incubation (virage du milieu au jaune et production de gaz récolté dans la cloche de

Durham).

Figure 25 : Evolution temporelle de la teneur des coliformes fécaux chez la sardine

(S. pilchardus).

Figure 26: Evolution temporelle de la teneur des streptocoques thermotolérants

chez la sardine (S. pilchardus).

Figure 27 : Aspect des colonies de bactéries isolées sur milieu Chapman.

Figure 28 : Aspect des colonies de bactéries isolées sur milieu King A.

Figure 29 : Aspect des colonies de bactéries isolées sur milieu King B.

Figure 30: Evolution temporelle de l’activité lipolytique bactérienne chez la


Figure 31 : Aspect macroscopique de la manifestation de l’activité lipolytique.

Figure 32: Evolution temporelle de l’activité gélatinolytique bactérienne chez la


Figure 33 : Aspect macroscopique de la manifestation de l’activité gélatinolytique.

Figure 34 : Aspect d’une colonie de bactéries aminogènes.

LISTE DES TABLEAUX

Tableau 1 : composition proximale d’une portion de sardine (Santé Canada, 2005)

Tableau 2 : Dénombrement bactérien sur la sardine fraiche (cfu/g) selon

Abbabouch, 1996.

Tableau 3: Quelques espèces de poissons pouvant causer une intoxication

histaminique (Boucher et Djabali, 1998)

Tableau 4 : Principales bactéries productrices d’amines biogènes (Boulay, 1991).

Tableau 5 : Evolution temporelle de la concentration cellulaire des clostridium

sulfito-réducteurs chez la sardine (S. pilchardus) conservée à température ambiante

/ réfrigérée et réfrigérée.

Tableau 6 : Evolution temporelle des Staphylocoques sur milieu Chapman chez la

sardine (S. pilchardus) conservée à température ambiante.

Tableau 7 : Evolution temporelle des Staphylocoques sur milieu Chapman chez la

sardine (S. pilchardus) à réfrigérée.

Tableau 8 : Evolution temporelle des isolats sur milieu S-S chez la sardine (S.

pilchadus) à température ambiante et réfrigérée.

Tableau 9 : Evolution temporelle des Pseudomonas chez la sardine (S. pilchardus)

à température ambiante.

Tableau 10 : Evolution temporelle des Pseudomonas chez la sardine (S. pilchardus)

conservée à température réfrigérée.

Tableau 11 : Tableau récapitulatif de l’évolution temporelle de l’apparition et de la

disparition des bactéries productrices d’amines biogènes chez la sardine (S.

pilchardus).

LISTE DES ABREVIATIONS

ABVT : Azote basique volatil total.

A.G.: Acide gras.

A.G.P.I.: Acide gras polyinsaturé.

A.D.P.: Adénosine diphosphate.

A.H.A: American Heart Association.

A.M.P. : Adénosine monophosphate.

AOCA : Association Officielle des Chimistes Analystes.

A.T.P. : Adénosine triphosphate.

B.H.T.: 3,5-ditertiobutyl-4-hydroxytoluène.

D.H.A : Docosahexaécoique.

E.P.A : Eicosapentaénoique.

F.A.O.: Food and Agriculture Organization.

FDA: Food and Drug Administration.

H2S: Sulfure d’hydrogène.

Hx : Hypoxantine.

I.M.P. : Inosine monophosphate.

M.D.A. : Malondialdéhyde.

M.H. : Matière humide.

M.S. : Matière sèche.

O.T.M.A. : Oxyde de triméthylamine.

P.C.: Phosphatidylcholine.

P.L.: Phospholipide.

T.G.: Triglyceride.

TBA-rs : Thiobarbituric acid reactive substances (substances réactives à l’acide

thiobarbiturique).

T.M.A. : Triméthylamine.

U.F.C : Unité formant colonie.

U.F.T : Unité formant trouble.

Introduction

Introduction

1

1. INTRODUCTION

Depuis toujours, dans de nombreuses régions du monde, les produits de la mer font

partie du régime alimentaire quand ils ne constituent pas, comme c’est le cas dans certains

pays, la principale source de protéines animales. De nos jours, de plus en plus nombreux sont

ceux qui voient dans le poisson un substitut à la viande rouge, jugée meilleure pour la santé

(Martin, 2001 ; AFSSA, 2003). La faible teneur en matières grasses de plusieurs espèces de

poissons et les effets sur les cardiopathies coronariennes des acides gras (n-3) polyinsaturés

(Dumay, 2006), constituent des caractéristiques extrêmement précieuses d’un point de vue

sanitaire, notamment dans les pays où la mortalité par les maladies cardiovasculaires est la

plus élevée. Les protéines très digestes et la grande variété de sels minéraux, d'oligo-éléments

et des vitamines sont des constantes caractéristiques de la chair de poisson qui en font un

produit unique dans le monde animal.

La qualité et la sécurité des produits de la pêche et de l’aquaculture sont des éléments

cruciaux tout au long de la chaîne, depuis la production primaire jusqu’à l’usager final. Les

produits de la mer englobent une grande diversité d’espèces qui va des poissons aux

mollusques et crustacés. Différents risques sont liés à chacune des espèces et peuvent en

influencer la qualité et la sécurité du consommateur. L'amélioration de la qualité des produits

de la pêche et de l’aquaculture est devenue une préoccupation majeure des pouvoirs publics et

de tous les acteurs opérant dans ce domaine. Le contrôle des taux de substances générées dans

les tissus des poissons, destinées à la consommation, telles que l'histamine, l'azote basique

volatil total « ABVT » et récemment les métaux lourds (Hg, Cd, ...), est devenu obligatoire.

La demande des consommateurs a conduit à la mise en place de nouveaux procédés,

comme le traitement minimal des produits et la production d’aliments prêts à l’emploi. Une

profonde connaissance de la composition du poisson et des modifications qui surviennent lors

de la manipulation, de la transformation et du stockage est un élément essentiel dans la prise

de décisions concernant les méthodologies à mettre en place pour l’évaluation de la qualité et

de la sécurité.

En effet, les produits de la pêche subissent une dégradation naturelle post mortem,

résultante de réactions endogènes et exogènes. Ces dernières sont de natures chimiques,

enzymatiques et microbiologiques (Koutsoumanis et al., 2002). Cette altération est

dépendante en grande partie des conditions de stockage qui favorisent davantage ces

réactions. L’absence d’infrastructures adéquates accentue la détérioration des produits et

http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0889157507000907#ref_bib16

http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0889157507000907#ref_bib2

Introduction

2

réduit de manière conséquente leur valeur. On assiste à des hydrolyses lipidiques,

protéiques,….etc, dont la résultante est une multitude de produits responsables de l’altération

de la qualité organoleptique, sanitaire, nutritionnelle du produits, dont certains constituent un

danger mortel telles que les intoxications histaminiques (Parente et al., 2001) .

Nous assistons partout dans le monde à un développement rapide des méthodes

microbiologiques, chimiques et autres, ce qui a permis d’améliorer notablement les

performances des analyses en matière de qualité des produits de la mer.

C’est dans ce contexte que s’insère notre travail expérimental qui vise à développer des

outils de diagnostic permettant d’évaluer les niveaux d’altération et de déterminer les points

critiques de la conservation des produits de la pêche et de l’aquaculture. Dans notre travail

nous nous sommes intéressés à:

L’évaluation dans le temps, de la dynamique de production des produits

d’oxydation lipidique primaire et secondaire à savoir ; les hydroperoxydes et les

TBA-rs.

La détermination de l’état hygiénique microbiologique de nos échantillons.

L’estimation des teneurs des protéines ainsi que de l’ABVT produit au cours du

processus de conservation.

L’isolement des bactéries productrices de l’histamine, leur purification et essai

de leur identification.

Le suivi dans le temps de la dynamique de production de l’histamine par HPLC.

La corrélation entre les paramètres organoleptiques, biochimiques et

microbiologiques dans l’appréciation de la qualité de l’espèce cible.

ETUDE

BIBLIOGRAPHIQUE

Etude bibliographique

3

2. ETUDE BIBLIOGRAPHIQUE

2.1. Présentation de l’espèce cible : La sardine commune (Sardina pilchardus) (figure 1)

2.1.1. Position systématique

Embranchement : Vertebrés

Sous embranchement : Gnathostomes

Super classe : Poissons

Classe : Ostéichtyens

Sous classe : Téléostéens

Super ordre : Clupéiformes

Ordre : Clupéoides

Famille : Clupéidés

Genre : Sardina

Espèce : Sardina pilchardus (Walbaum, 1792)

Figure 1 : La sardine commune : Sardina pilchardus (Walbaum, 1792)

1cm

AQUABIOR, 2011


4

2.1.2. Biologie de la sardine

La sardine (S. pilchardus) est un poisson de la famille des Clupeidae, qui comprend

également le hareng et l'alose. Selon la région, elle prend les noms de célan, célerin, pilchard,

sarda, sardinyola. Son nom provient de la Sardaigne car les Grecs avaient remarqué qu'elle

abondait dans ces eaux côtières. Ce n'est pas une espèce considérée comme menacée, mais à

la suite d'une surpêche elle a fortement régressé dans une grande partie de son aire de

répartition où elle a été très abondante jusqu'au début du XXe siècle.

La sardine commune (S. pilchardus) est un poisson pélagique vivant dans les eaux côtières

et jusqu'à 120 m de profondeur. Elle vit en bancs parfois très compacts, près de la surface la

nuit et plus en profondeur le jour, entre 10 et 50 mètres. Elle mesure au plus une vingtaine de

centimètres de long, et possède un ventre argenté et un dos bleuté. Elle se caractérise par un

opercule strié, des tâches sombres sur le dos, une carène ventrale peu aigüe, des écailles

sessiles, les deux derniers rayons de l’arête anale plus longs.

Ce poisson vit en Méditerranée et dans presque tout l'Atlantique nord, de l'Irlande jusqu'aux

Açores, en zone tropicale (le Sénégal et la Mauritanie) aux côtes Atlantiques Marocaines et

européennes en zone pélagique côtière de 15 à 35 m de profondeur. En méditerranée, elle

constitue le second poisson le plus pêché (16 %) parmi les petits pélagiques (qui constituent

50 % de la pêche totale), loin derrière l'anchois (Engraulis encrasicolus) qui constitue 59 %

des captures de petits pélagiques (FAO, 2009). En Méditerranée, la situation dans son

ensemble est restée stable. Les principaux stocks de petits pélagiques (sardines et anchois)

sont pleinement exploités (figure 2) (FAO, 2011).

http://fr.wikipedia.org/wiki/Poisson

http://fr.wikipedia.org/wiki/Clupeidae

http://fr.wikipedia.org/wiki/Hareng

http://fr.wikipedia.org/wiki/Alose

http://fr.wikipedia.org/wiki/Sardaigne

http://fr.wikipedia.org/wiki/Histoire_de_la_Gr%C3%A8ce_antique

http://fr.wikipedia.org/wiki/Surp%C3%AAche

http://fr.wikipedia.org/wiki/M%C3%A8tre

http://fr.wikipedia.org/wiki/Bleu

http://fr.wikipedia.org/wiki/Mer_M%C3%A9diterran%C3%A9e

http://fr.wikipedia.org/wiki/Oc%C3%A9an_Atlantique

http://fr.wikipedia.org/wiki/Irlande_(%C3%AEle)

http://fr.wikipedia.org/wiki/A%C3%A7ores

http://fr.wikipedia.org/wiki/S%C3%A9n%C3%A9gal

http://fr.wikipedia.org/wiki/P%C3%A9lagique

http://fr.wikipedia.org/wiki/Engraulis_encrasicolus


5

Figure 2 : Estimation de la capture globale mondiale de Sardina pilchardus (FAO, 2011)

La reproduction a lieu en haute mer et peut advenir toute l'année, avec une période de ponte

variant en fonction de la répartition géographique (Dumay, 2006). Au large de l'Afrique, la

reproduction semble maximale de novembre à février (Amenzoui, 2005). La sardine se

reproduit dans une eau dont la température varie de 16°C à 19°C. La réussite de la

reproduction dépend, aussi, des remontées d'eau froide ou upwellings. Après une phase

planctonique, les alevins rejoignent les côtes au printemps, et y restent jusqu'au début de

l'hiver.

La pêche à la sardine remonte à l'Antiquité et est une activité fortement influencée par les

conditions hydrologiques. En effet, la température agit directement sur les migrations ainsi

que sur l’importance et la localisation des concentrations de sardines et, donc sur leur

accessibilité aux flottilles de pêche. La sardine est pêchée à la boliche et de plus en plus, au

chalut pélagique. Elle est consommée fraîche, salée, parfois fumée mais principalement en

conserve.

La sardine est un poisson de grande consommation. Elle est commercialisée dans sa majeure

partie en Algérie dans les centres urbains les plus importants (Alger, Annaba, Oran,

Constantine…). En effet, elle jouit d’excellents apports nutritionnels ainsi que d’un prix

1950 1960 1970 1980 1990 2000 2010

1600

1400

1200

1000

800

600

400

200

0

Tonnes (x1000)

Année

http://fr.wikipedia.org/wiki/Reproduction

http://fr.wikipedia.org/wiki/Remont%C3%A9e_d%27eau

http://fr.wikipedia.org/wiki/Planctonique

http://fr.wikipedia.org/wiki/Alevin

http://fr.wikipedia.org/wiki/Printemps

http://fr.wikipedia.org/wiki/Hiver

http://fr.wikipedia.org/wiki/P%C3%AAche_(halieutique)

http://fr.wikipedia.org/wiki/Antiquit%C3%A9


6

raisonnable et convenable à toutes les bourses. Cependant, nous assistons récemment à une

diminution des débarquements accompagnée d’une flambée des prix atteignant jusqu’à

600 D.A. le kilogramme.

2.2. Caractéristiques de la chair de poisson

2.2.1. Généralités

La chair de poisson présente une structure similaire à celle des autres animaux. Toutefois,

elle est particulière de part la structure physique et de la composition chimique spécifique des

poissons.

2.2.1.a. Structure physique

Le muscle de poisson se compose essentiellement de deux types de muscles : le muscle blanc

et le muscle rouge.

La plus grande partie du tissu musculaire est blanche. Cependant, on rencontre chez de

nombreux poissons une certaine quantité de tissu brun ou rougeâtre. Le muscle rouge forme

une lame sous-cutanée et dans le cas de certaines espèces actives, une bande près de l’épine

dorsale. La proportion du muscle rouge (type oxydatif) par rapport au muscle blanc (type

glycolytique) varie selon l’activité du poisson. Ainsi, chez les poissons pélagiques tels que la

sardine, le muscle rouge peut représenter jusqu’à 48% du poids du poisson (Love, 1980).

Chez les poissons dérmersaux, qui se nourrissent au fond des mers et ne se déplacent que

périodiquement, ce taux est trop faible. La composition chimique des deux types de muscles

est également différente. Les muscles rouges contiennent des taux élevés de lipides,

d’hémoglobines, de glycogène et de la plupart des vitamines. La teneur élevée en lipides

présente un intérêt technologique particulier en raison des problèmes de rancidité.

Les muscles rouges et les muscles blancs possèdent des fonctions différentes. Il est estimé que

les premiers sont essentiellement des muscles de croisière, c'est-à-dire utilisés pour les

mouvements continus et lents alors que les seconds sont des muscles de propulsion servant

aux mouvements rapides et soudains.


7

2.2.1.b. Composition chimique

La composition chimique du poisson varie considérablement d’une espèce et d’un individu à

l’autre selon l’âge, le sexe, l’environnement et la saison. Les variations de la composition

chimique du poisson sont étroitements liées à son alimentation, aux déplacements migratoires

et aux changements sexuels en rapport avec la ponte.

Composés lipidiques

Les lipides présents dans les espèces de poissons téléostéens peuvent être divisés en deux

groupes principaux: les phospholipides et les triglycérides. Les phospholipides constituent la

structure intégrale des membranes cellulaires et sont de ce fait appelés souvent lipides

structuraux. Les triglycérides sont des lipides utilisés pour entreposer l’énergie dans les dépôts

de graisse, habituellement à l’intérieur des cellules grasses spéciales entourées d’une

membrane de phospholipides et d’un réseau assez faible de collagène.

Les poissons peuvent être classés en espèces maigres ou grasses selon l’organe de stockage.

Les poissons maigres utilisent le foie comme réservoir d’énergie tandis que les poissons gras

répartissent leurs lipides dans les cellules grasses situées au niveau du tissu sous-cutané, les

muscles de la paroi abdominale et dans les muscles animant les nageoires et la queue. Chez

certaines espèces, qui stockent des quantités extrêmement importantes de lipides, la graisse

est localisée dans la cavité abdominale.

Le contenu élevé en acides gras (n-3) dans les poissons, leur confère des avantages

incontestables pour la santé. La littérature scientifique abonde à ce sujet, et l’impact de la

consommation de poissons sur la diminution du risque de maladies cardiovasculaires fait

maintenant l’unanimité auprès des chercheurs (Calder, 2004). Des études ont démontré que

les personnes consommant plus de poissons présentaient moins de cas de dépression (Ness,

2003) et moins de risques d’être atteints de la maladie d’Alzheimer (Morris, 2003). De plus,

d’autres études ont montré un lien entre la consommation de poissons gras et la diminution de

l’incidence de l’arthrite (Pedersen, 2005 et Pattison, 2004). L’American Heart Association

(AHA) recommande aux adultes de consommer au moins deux repas de poisson par semaine,

principalement les poissons gras, afin de profiter de leurs effets bénéfiques sur la santé

(Krauss, 1992).

http://www.passeportsante.net/fr/Maux/Problemes/Fiche.aspx?doc=troubles_cardiovasculaires_pm

http://www.passeportsante.net/fr/Maux/Problemes/Fiche.aspx?doc=depression_pm

http://www.passeportsante.net/fr/Maux/Problemes/Fiche.aspx?doc=alzheimer_pm

http://www.passeportsante.net/fr/Maux/Problemes/SectionSpeciale.aspx?doc=arthrite_spec


8

Composés protéiques

Les protéines des tissus musculaires du poisson peuvent être divisées en trois groupes:

Les protéines structurelles (actine, myosine, tropomyosine et actomyosine),

constituent de 70 à 80 % de la teneur totale en protéines (comparée à 40 % chez les

mammifères).

Les protéines sarcoplasmiques (myoalbumine, globuline et enzymes) représentent

25 à 30 % des protéines.

Les protéines du tissu conjonctif (collagène) constituent environ 3 % des protéines

chez les téléostéens et environ 10 % chez les élasmobranches (comparé à 17 % chez

les mammifères).

La composition en acides aminés du muscle des poissons est approximativement la même que

pour les protéines correspondantes dans le muscle des mammifères bien que les propriétés

physiques puissent être légèrement différentes. En effet, le point iso-électrique (pI) se situe

aux environs d’un pH de 4,5 à 5,5.

Par ailleurs, plusieurs études ont révélé que la consommation de protéine de poisson, en

l’occurrence la protéine de morue, améliorerait la sensibilité à l'insuline et augmenterait

l’absorption du glucose par l’organisme (Lavigne, 2001).

Chez certaines espèces, on note la présence de protéines basiques (protéines riches en acides

aminés basiques) qui jouent un rôle dans l’inhibition de la croissance bactérienne (Kamal-

Eldin, 2002), ainsi qu’à l’amélioration des propriétés fonctionnelles des autres protéines

alimentaires (Philips et al., 2002).

Vitamines et sels minéraux

La teneur en vitamines et sels minéraux est spécifique aux espèces et peut, varier selon la

saison. En général, la chair du poisson est une source en vitamines B et également, dans le cas

des espèces grasses, en vitamines A et D. En ce qui concerne les éléments minéraux, la chair

du poisson est considérée comme une source appréciable en calcium et en phosphore en

particulier mais également en fer, cuivre et sélénium. Les poissons d’eau de mer ont une forte

teneur en iode.


9

2.2.2. Caractéristiques de la chair de sardine

Acides gras (n-3)

La sardine est une excellente source d’acide eicosapentaénoïque (EPA) et d’acide

docosahexaénoïque (DHA) (tableau1). Ces acides gras agissent comme précurseurs de

messagers chimiques favorisant le bon fonctionnement du système immunitaire, circulatoire

et hormonal. Plusieurs études épidémiologiques et cliniques ont démontré que la

consommation d’acides gras (n-3) exerçait des effets favorables sur la santé et réduisait la

mortalité par les maladies cardiovasculaires (Calder, 2004). Ces acides gras sont connus pour

agir de plusieurs façons sur l’organisme, notamment en réduisant la tension artérielle, les

triglycérides sanguins et la formation de caillots sanguins, diminuant ainsi les risques

d’athérosclérose. La consommation régulière d’acides gras (n-3) diminuerait l’arythmie

cardiaque et pourrait même inhiber la croissance des cellules cancéreuses (Horrocks, 1999 et

Larsson, 2004).

La sardine est l’un des six poissons les plus riches en acides gras EPA et DHA, avec la truite

(Oncorhynchus mykiss) , le maquereau (Scomber scombrus), le thon (Thunnus alalunga), le

hareng (Clupea harengus) et le saumon (Salumo salar). Il est bon de noter que le contenu en

lipides et en acides gras (n-3) de la sardine varie considérablement selon la saison. Elles sont

plus riches en lipides en été et moins en hiver (Macciola, 2004).

Protéines

La protéine de sardine a été isolée et distribuée à des animaux afin d’évaluer son impact sur le

sang (Murata, 2004). Les résultats ont montré que la fibrinolyse et le temps de coagulation du

sang augmentaient. Ces effets pourraient être bénéfiques pour les individus à risque de

thromboses.

http://www.passeportsante.net/fr/Nutrition/EncyclopedieAliments/Fiche.aspx?doc=truite_nu

http://www.passeportsante.net/fr/Nutrition/EncyclopedieAliments/Fiche.aspx?doc=maquereau_nu

http://www.passeportsante.net/fr/Nutrition/EncyclopedieAliments/Fiche.aspx?doc=thon_nu

http://www.passeportsante.net/fr/Nutrition/EncyclopedieAliments/Fiche.aspx?doc=hareng_nu

http://www.passeportsante.net/fr/Nutrition/EncyclopedieAliments/Fiche.aspx?doc=saumon_nu


10

Tableau 1 : Composition proximale d’une portion de sardine (Santé Canada, 2005).

* EPA, DHA et acide alpha-linolénique(LNA)

2.3. Altération de la qualité sensorielle du poisson

L'évaluation sensorielle permet de déterminer l’état de fraîcheur des produits à consommer et

d’estimer le moment de rejet organoleptique.

L’évaluation sensorielle du poisson frais sur les marchés et aux débarcadères se fait en

vérifiant l’aspect, la texture et l’odeur. La plupart des systèmes d’évaluation se basent sur les

modifications qui se produisent pendant le stockage dans la glace fondante. Il faut rappeler

que les changements dépendent des méthodes de stockage. L’aspect du poisson stocké au

froid sans glace ne change pas autant que celui du poisson sous glace. De ce fait, une

connaissance des conditions temps/température de conservation s’avère nécessaire au

débarquement.

Le changement le plus important est l’établissement de la rigor-mortis. Immédiatement après

la mort, le muscle est totalement détendu et la texture élastique et souple dure habituellement

quelques heures, après quoi le muscle se contracte. Quand il durcit, le corps se raidit et le

poisson est alors en état de rigor-mortis. Cet état dure habituellement un jour ou plus et alors

la rigor disparaît, ce qui détend le muscle à nouveau et le rend souple mais il n’est plus aussi

Poids/volume Pour 100 g de sardine

Calories 208 k cal

Protéines 24,6 g

Glucides 0,0 g

Lipides 11,5 g

- saturés 1,5 g

- monoinsaturés 3,9 g

- polyinsaturés 5,2 g

- oméga-3* 1,5 g

Cholestérol 142 mg

Fibres alimentaires 0,0 g


11

élastique qu’avant la rigor. Le rapport entre l’apparition et la disparition de la rigor varie

d’une espèce à l’autre et est affecté par la température, la manutention, la taille et la condition

physique du poisson. Les directives de la CEE, élaborées à cet effet donnent une description

générale pour l’examen de la qualité du poisson (voir annexe : p102).

2.4. Oxydation des lipides

La stabilité des lipides vis-à-vis de l’oxydation dépend de leur localisation dans les différents

tissus (Eymard, 2003). Lorsque le tissu est vivant, il existe des mécanismes naturels de

contrôle qui permettent de prévenir la destruction oxydative des lipides membranaires, des

protéines et des acides nucléiques. Le dérèglement intervient lors de la destruction du tissu

(Hultin, 1994), notamment lors de la dégradation des membranes (Hwang et al., 1993).

Concernant les lipides, les facteurs qui influencent l‘oxydation sont nombreux : composition

en acides gras, nombre et position des insaturations, présence de pro-oxydant (ions

métalliques, enzymes) ou d’antioxydants naturels (tocophérols, caroténoides….), la surface

exposée à l’oxygène, la température, la lumière, etc….

L’oxydation des lipides peut résulter de causes multiples. Ainsi l’auto-oxydation est catalysée

par la température, les ions métalliques, les radicaux libres. La photo-oxydation est initiée par

la lumière en présence de photo-sensibilisateurs. L’oxydation enzymatique est initiée par la

lipoxygénase.

Il s’agit dans tous les cas d’une réaction auto-catalytique, par enchainement de réactions

radicalaires se déroulant en trois étapes. Une première réaction produit un radical libre par

élimination d’un hydrogène de l’acide gras en présence de lumière ou d’oxygène (initiation).

Elle se poursuit par une étape de propagation (réaction en chaine) et s’arrête par une phase de

terminaison quand les substrats radicalaires sont épuisés (figure 3).


12

H° : Hydrogène

L° : Radical libre de lipide

AH : Antioxydant

A° : Radical libre

Figure 3 : Auto-oxydation des lipides polyinsaturés (Al-Sayed, 2007)

Pendant les phases d’initiation et de propagation, des hydroperoxydes apparaissent. Ces

molécules sont des intermédiaires importants et sont systématiquement dosés lors des

analyses d’oxydation. Cependant, ce sont des composés instables qui se dissocient par

scission homolytique de la liaison O-O pour former un radical alcoyl et un radical hydroxyl

qui interviennent dans une série de réactions complexes aboutissant notamment à la formation

de composés secondaires, tels que des aldéhydes et des hydrocarbures. L’analyse des

peroxydes n’est donc pas un critère suffisant pour déterminer l’état oxydatif du milieu (Al-

Sayed, 2007).

LH (chaine acyle d’acide gras)

L° LOO° Propagation LOOH

LOOH

(hydroperoxydes)

LH

Terminaison

Produits secondaires

(Aldéhydes, cétones, alcools à chaine

courte, alcanes)

H° Initiation

(Antioxydant)

AH A°


13

D’autres indicateurs doivent être utilisés. C’est le cas des diènes, de polyènes et d’autres

méthodes indirectes, comme la détermination du taux de caroténoïdes (astaxanthine, par

exemple) et de l’évolution de la couleur. Une technique prometteuse, quoique coûteuse, est

l’analyse par spectrométrie infra-rouge à transformée de Fourier. Une investigation fine de

certaines bandes met en évidence des caractéristiques extrêmement précises de l’état

d’oxydation des molécules.

Le phénomène d’oxydation des acides gras insaturés peut également être d’origine

enzymatique. La lipoxygénase et la cyclo-oxygénase sont les deux enzymes principales

impliquées (Hultin, 1994). Les substrats privilégiés de la lipoxygénase de poisson sont les

acides gras polyinsaturés.

L’oxydation se produit même aux températures les plus basses. En effet, à l’état congelé

cette activité est très faible. Une fois la décongélation amorcée et à des températures variant

entre 0°C et 4°C, cette activité reprend et s’accentue (Frankel, 1998). Les lipoxygénases du

poisson sont inactivées à des températures supérieures à 60°C, mais c’est, alors, l’oxydation

non enzymatique qui est favorisée.

2.5. Altération microbienne de la chair de poisson

On doit faire la distinction entre les termes flore d’altération et bactérie d’altération. La

première décrit simplement les bactéries présentes sur le poisson quand il s’altère tandis que

la seconde constitue le groupe spécifique qui produit les odeurs et les goûts désagréables

associés à la dégradation. Une grande partie des bactéries présentes sur le poisson altéré ne

joue aucun rôle dans son altération. Chaque poisson possède ses propres bactéries spécifiques

d’altération dont le nombre à l'opposé du nombre total de bactéries, sera en rapport avec la

durée de conservation.

La chair du poisson sain, vivant ou fraîchement pêché, est stérile car le système immunitaire

du poisson empêche les bactéries de se multiplier et proliférer dans la chair. A la mort du

poisson, le système immunitaire s’effondre et les bactéries peuvent proliférer librement. A la

surface de la peau, les bactéries colonisent largement les alvéoles des écailles. Pendant le

stockage, elles envahissent la chair en se déplaçant entre les fibres musculaires. Murray et

Shewan (2000) ont montré que seul un nombre très limité de bactéries envahissent la chair

pendant la conservation sous glace. Ruskol et Bendsen (1992) ont montré que les bactéries

peuvent être détectées au microscope dans la chair, stockée sous glace ou à température

ambiante, quand le nombre d’organismes à la surface de la peau dépasse 106 UFC/cm².


14

Aucune différence du mode d'invasion n'a été détectée dans les bactéries spécifiques

d’altération (S. putrefaciens) et les autres bactéries.

Du fait que seul un nombre limité d’organismes envahit réellement la chair et que le

développement microbien (tableau 2) se situe essentiellement à la surface, l’altération s’avère

probablement, pour une grande part, être une conséquence de la diffusion des enzymes

bactériennes dans la chair et des nutriments résultants de leur activité à l’extérieur.

Tableau 2 : Dénombrement bactérien sur la sardine fraiche (cfu/g) selon Abbabouch, 1996.

Flore

Bactérienne

Sardines conservées dans la glace Sardines non conservées dans la glace

Muscle branchies Peau Viscères Muscle branchies Peau viscères

Mésophile 2.104 10

7 4.10

4 4.10

3 10

5 6.10

6 1,6.10

6 3.10

5

Psychrophile 2.104 9.10

6 3.10

5 4,3.10

4 1,6.10

5 5.10

6 2.10

6 4.10

5

Le poisson s’altère à des vitesses très variables. Certains auteurs expliquent ce fait par des

différences dans les propriétés de la surface du poisson. La peau des poissons est de texture

différente selon l’espèce. Le merlan (Merlangius merlangus) et la morue (Gadus

morhua) s’abiment très rapidement, en raison de leur tégument fragile, comparativement aux

poissons plats. En effet, le carrelet (Pleuronectes platessa) possède un derme et un épiderme

très robustes. Ce dernier a de plus une couche épaisse de mucus qui comprend plusieurs

substances antibactériennes tels que des anticorps et des enzymes bactériolytiques (Murray et

Fletcher, 1976).


15

2.6. Formation de l’amine biogène (Histamine)

2.6.1. Généralités sur les amines biogènes et l’histamine

Les amines biogènes sont, des composés azotés basiques non volatils, formés essentiellement

par décarboxylation des acides aminés (figure 5), par amination et transamination des

aldéhydes et des cétones (Maijala et al., 1993) ou hydrolyse de composés azotés par des

enzymes endogènes ou exogènes. Ce sont des bases organiques avec un poids moléculaire

faible et sont des métabolites normaux de microorganismes, de plantes et d’animaux (Brink

et al., 1990)

Figure 5 : Dégradation enzymatique des acides aminés.

On peut considérer que ces molécules sont des traceurs de la dégradation des aliments,

particulièrement celle des protéines, et traduisent, ainsi, la fraîcheur des aliments. La structure

chimique des amines biogènes peut être: aliphatique (putrescine, cadaverine, spermine,

spermidine), aromatique (tyramine, phenylethylamine) ou hétérocyclique (histamine,

tryptamine). Les amines telles que la putrescine, la spermidine, la spermine et la cadavérine

sont des composés indispensables à la survie cellulaire et sont importants dans la régulation

du fonctionnement des acides nucléiques et la synthèse des protéines et probablement dans la

stabilisation membranaire (Bardóz et al., 1993; Maijala et al., 1993; Halász et al.,1994).

L'histamine a été découverte par Akerman en 1910 dans les produits résultant de la

putréfaction bactérienne. Les biochimistes ont cependant pu la mettre en évidence dans tous

les tissus animaux. Elle fait partie des amines biogènes, définies comme des molécules

biologiquement actives sur le système nerveux central et le système vasculaire, c’est une

molécule thermostable.

Mis à part celle qui existe naturellement en faible quantité dans les tissus, qui est préformée et

d'origine physiologique, et celle qui se forme pendant l'autolyse, l'histamine provient

essentiellement de la décarboxylation bactérienne de l'histidine. Ainsi Kimata et Kawai

(1951) ont montré que, dans les conditions les plus favorables, dans les poissons à chair

rouge, riches en histidine, la formation d'histamine par autolyse ne dépasse pas 15 mg/100 g

R-CH-COOH

NH2

Acide aminé

R-CH2-NH2

Amine biogène

Décarboxylation

(amino-acide-décarboxylase)


16

et n'explique pas la disparition d'histidine observée. Parmi les nombreuses souches de

bactéries provoquant l'altération du poisson, Kimata et Kawai (1951) n'en ont trouvé qu'une,

Achromobactec histamineum, qui produise de l'histamine de façon notable à partir de

l'histidine.

Figure 6: Structure de l’histamine

Les éléments essentiels à la formation de l’histamine par les microorganismes sont :

- La disponibilité de l’histidine (Marklinder et Lönner, 1992).

- Présence de microorganismes décarboxylase-positive (Brink et al.,1990).

- Conditions favorables à la croissance bactérienne (notamment la température adéquate et le

pH).

Bien que de nombreuses amines biogènes aient été trouvées dans les poissons, seules

l'histamine, la cadavérine et la putrescine ont été principalement décrites comme ayant un

impact significatif sur la sécurité et de la qualité des produits. L'histamine présente dans le

poisson (tableau 3) est bien évidemment liée à la scombrotoxicité, mais elle ne saurait être le

seul agent responsable de cette intoxication alimentaire. La cadavérine et la putrescine

joueraient un rôle potentialisant son effet toxique. De manière générale on ne peut établir un

seuil de putréfaction à partir de la seule concentration d’une amine biogène. Selon Valle et al.

(2004) l’indice de putréfaction doit intégrer donc les amines volatiles (TMA, ammoniaque) et

les amines biogènes (histamine, tyramine, spermine, spermidine,….)


17

Tableau 3: Quelques espèces de poissons pouvant causer une intoxication histaminique

(Boucher et Djabali, 1998)

Famille Espèces Noms communs en français

Ampidae Ampis trutta Loup de mer

Carangidae Seriola dumerili

Seriola lalandii

Seriole, limon

Coryphaenidae Coryphaena hippurus Coryphène, mahimahi

Clupeidae Sardinella sirm

Amblygaster sirm

Sardinops sp.

Sardina pilchardus

Clupea harengus

Anchois de norvège

Sprat

Sardinelle tachetée

Pilchard ou sardine

Hareng

Istiophoridae Makaira audax Makaire

Pomatomidae Pomatomus saltatris Poisson-serre

Scomberesocidae Cololabis saira Balaou japomais, scombérésoce,

samana

Scombridae Euthynus alleteratus

Katsuwonus pelamis

Sarda sarda

Scomber japonicus

Scomber scombrus

Scomberomorus cavalla

Scomber maculatus

Scomber regalis

Thunnus alalunga

Thunnus albacores

Thunnus obesus

Thunnus thynnus

Auxide

Bonitou

Thonine

Maquereau espagnol

Maquereau

Maquereau roi

Tassard tacheté

Tassard royal

Thon blanc

Albacore

Patudo

Thon rouge

Salmonidae Salmo salar

Oncorhynchus mykiss

Saumon

Truite arc-en-ciel

Siluridae Siturus glanis Poisson-chat, silure

Xiphiidae Xiphia gladius Espadon


18

2.6.2. Les bactéries productrices d’histamine

L’histamine résulte essentiellement de l’activité des enzymes bactériennes. En effet,

Fernandez et Mackie (1979) montrent que l’ajout d’agents antimicrobiens (chloroforme à 3%

et toluène à 8%) sur des échantillons de maquereau empêche la formation d’histamine. La

flore aminogène (tableau 4) est très variée dans sa composition : des bacilles Gram-, des

bacilles Gram+ et des coques Gram+, mais ce sont les entérobactéries qui prédominent. Par

ailleurs, ces bactéries sont détectables quelle que soit la température de conservation du

poisson.

Tableau 4 : Principales bactéries productrices d’amines biogènes (Boulay, 1991).

Entérobactéries Autres bactéries

Bactéries fortes

productrices

Proteus morganii

Klebsielle pneumoniae

Klebsiella oxytoca

Enterobacter aerogenes

Clostridium perfringens

Staphylococcus sp.

Bactéries faibles

productrices

Hafnia alvei

Citrobacter freundii

Serratia spp.

Plesiomonas shigelloides

Escherichia coli

Vibrio spp.

Photobacterium phosphoreum

Pseudomonas spp.

Lactobacillus sp.

Bacillus sp.

Bactéries

potentiellement

productrices

Proteus mirabilis Streptococcus faecalis

Acinetobacter lwoffi

Aeromonas sp.


19

2.6.3. Intoxication histaminique

L’intoxication histaminique, ou syndrome de pseudo-allergie alimentaire, provient de la

consommation d’aliments renfermant de fortes quantités d’histamine qui peut induire des

effets toxiques dans l’organisme.

a. Dose toxique

La dose seuil entraînant le débordement des systèmes de détoxication est très difficile à

déterminer. Elle dépend de multiples facteurs dont la variabilité individuelle. La

réglementation (le règlement CE n° 2073/2005 du 15 novembre 2005 concernant les critères

microbiologiques applicables aux denrées alimentaires qui définit les limites de

concentrations à ne pas dépasser pour l’histamine) fixe les règles sanitaires régissant la

production et la mise sur le marché des produits de la pêche comme suit :

Lors d’un plan de surveillance, neuf échantillons sont prélevés sur chaque lot :

- la teneur moyenne ne doit pas dépasser 100 mg.kg-1

- deux échantillons peuvent dépasser 100 mg.kg-1 sans atteindre 200 mg.kg-1

- aucun échantillon ne doit dépasser 200 mg.kg-1

.

Ces limites s’appliquent seulement aux poissons des familles suivantes :

Scombridés : maquereaux, auxides, thonites, thons, thazards, palomettes, bonites.

Clupeidés : sardines, harengs, menhadens, ethmaloses, harengules, chardins, sardinelles

sardinops, sprats, shadines.

Engraulidés : anchois.

Coryphaenidés : coryphènes.

Toutefois, les poissons de ces familles qui ont subi un traitement de maturation enzymatique

dans la saumure peuvent avoir des teneurs en histamine plus élevées mais ne dépassant pas le

double des valeurs indiquées ci-dessus.

Les difficultés pour fixer une valeur limite toxique pour l’histamine sont dues à l’action de

potentialisateurs, imparfaitement élucidée. Les seuils retenus ne prennent pas en compte le

rôle synergique exercé par d’autres composés que l’histamine (présence d’autres amines

biogènes dans la denrée). La présence d’inhibiteurs d’enzymes de détoxification permet à

l’histamine d’exercer ses effets toxiques. L’alcool et certains médicaments, notamment les


20

antidépresseurs, auraient un effet inhibiteur sur ces enzymes (notamment les

aminesoxydases).

b. Aspect réglementaire

Au niveau national: En Algérie, le seuil recommandé est de 10mg/100g (Journal

Officiel de la République Algérienne, 2006).

Au niveau international : les normes du Codex alimentarus ont une approche

différente et fixent deux seuils :

-Le premier est un seuil de qualité, indicateur d’altération du produit = 100 mg / kg.

-Le second est un critère de santé publique qui ne doit pas être dépassé =200 mg / kg.

MATERIEL

ET

METHODES

Matériels & Méthodes

21

3. MATERIEL ET METHODES

3.1. Echantillonnage et conditionnement

L’étude expérimentale porte sur la sardine (Sardina pilchardus), dont le poids moyen est de

32,48 ± 5,89 g et la longueur totale moyenne est de 17,67±0,76 cm. L’échantillonnage est

réalisé lors de la criée matinale au niveau du port de pêche d’Oran. Les échantillons sont

ensuite acheminés sous glace au laboratoire d’Aquaculture et Bioremédiation (AQUABIOR)

au département de biotechnologie de l’Université d’Oran.

Pour les différentes expérimentations réalisées lors de la présente étude, un effectif de dix

individus est retenu par mode. Les poissons sont répartis en deux lots, selon le mode de

conservation comme suit:

Lot A : poissons entiers (non éviscérés), conservés à température ambiante (25±5°C) /

réfrigérée (+4°C) : (8 h / 16 h).

Lot B : poissons entiers (non éviscérés), conservés au réfrigérateur (+4°C) : (24 h / 24 h).

Le traitement des échantillons (analyses sensorielles, biochimiques et microbiologiques)

s’effectue le premier jour sur des spécimens fraichement capturés toutes les trois heures : H0,

H3, H6, H9. Ensuite aux jours : j2(H24), j3(H48), j4(H72), j5(H96) sur les lots A et B et aux

jours J6(H120) et J7 (H144) sur le lot B uniquement.

3.2. Appréciation sensorielle

Cette analyse a été réalisée sur les poissons entiers non filetés. La méthode utilisée est le

système de cotation spécifique selon les directives codex alimentarius pour l’évaluation

organoleptique des poissons, des mollusques et des crustacés CAC/GL 31-1999, Volume 9A

- 2001. Ce système distingue trois catégories de fraîcheur : E, A et B, correspondant aux

niveaux divers d’altération. La catégorie E (Extra) correspond au niveau de qualité le plus

élevé, suivi de la qualité A et B, tandis qu'au-dessous de B, on considère le poisson impropre

à la consommation.

Le test sensoriel a été effectué quotidiennement par les membres scientifiques du laboratoire.

Chaque membre a donné un score pour les paramètres utilisés dans ce système d'évaluation,

afin de déterminer le temps de rejet organoleptique du poisson. De plus, nous avons essayé

d’établir une corrélation avec l’analyse biochimique et le profil microbiologique.


22

3.3 .Analyses biochimiques

3.3.1. Analyses physico-chimiques

3.3.1.a. pH

La mesure du pH a été réalisée selon la procédure de Wang (2002). Dix grammes

d'échantillon ont été homogénéisés avec 10 ml d'eau déionisée à pH ≈ 7 dans les proportions

1 / 1(w/v). Le pH a été mesuré à l’aide d’un pH mètre.

3.3.1.b. Teneur en eau

3 g d’échantillon de muscle sont pesés (balance portée : 200 g, précision 0,01g) et placé à

l’étuve toute une nuit à une température variant entre 105 et 110°C pour séchage. Après

refroidissement totale, le muscle séché est pesé à nouveau. Ce test est réalisé sur dix individus

en même temps et dans les mêmes conditions.

La teneur en matière sèche (g / 100g) est donnée par la formule:

Teneur en eau (g/100g) = (M1-M2) x100/M1.

Matière sèche : (MS) (g/100g) =M2x100/M1.

Où : M1 : Poids initial de l’échantillon

M2 : Poids de l’échantillon après séchage.

MS : Poids de la matière sèche.

3.3.2. Etude de la peroxydation lipidique

3.3.2.a. Teneur en hydroperoxydes

La technique adoptée dans ce travail est proposée par Hermes-Lima et al., (1995) et améliorée

par Eymard et Genot, (2003). Elle consiste en l’extraction des hydroperoxydes par le

méthanol. Ces derniers oxydent le Fe2+

en Fe3+

, qui forme un complexe coloré avec le xylénol

orange possèdant un maximum d’absorption à 560 nm.

Les hydroperoxydes présents dans l’extrait sont quantifiés par spectrophotométrie faisant

référence à l’équation (y = 0,036 x) de la droite de la courbe étalon d’hydroperoxydes de

cumène (CuOOH), qui est réalisée dans le méthanol pour des concentrations variant de

0 à 20 μM. Les résultats sont exprimés en mmoles Eq CuOOH/kg MH.


23

3.3.2.b. Teneur en TBA-rs

La technique utilisée pour le dosage des TBA-rs a été mise au point par Genot (1996) qui est

une adaptation des méthodes de Salih et al., (1987) et Bostoglou et al., (1994).

L’acide thiobarbiturique (TBA) réagit avec le malonaldéhyde (MDA) pour former un

complexe de couleur rose et/ou jaune possédant un maximum d’absorption à une longueur

d’onde de 532 nm. La lecture de l’absorbance des TBA-rs extraits des échantillons par l’acide

thiobarbiturique (TCA) est effectuée au spectrophotomètre aux longueurs d’onde : 508, 532 et

600 nm. Dans le but de minimiser le bruit de fond observé sur les spectres d’absorbance et

d’améliorer la sensibilité de la méthode, la mesure d’absorbance à λ max=532 nm est

corrigée selon la formule (Genot, 1996):

A532corrigée=A532-[((A508-A600)x(600-532))/(600-508)]-A600

La conversion de l’absorbance, mesurée à λ max =532 nm, en équivalents de malonaldéhyde

(mg/kg d’échantillon) est obtenue en utilisant le coefficient d’extinction molaire du complexe

MDA-TBA : 1,56.105 M

-1.cm

-1 (Buedge et al., 1978). Le mode de calcul est le suivant :

mg équivalent MDA/Kg = (Acorrigée x V TCA x 2 x M.10-2

) / (1,56 xm)

Avec V TCA : volume du solvant d’extraction (16 mL)

m : masse de l’échantillon analysée (g)

M : masse moléculaire du malonaldéhyde = 72 g.mol-1

3.3.3. Concentration en protéines totales

La teneur en protéines totales est déterminée selon la méthode de Bradford (1976), faisant

référence à l’équation (y = 0,013 x) de la droite de la courbe étalon réalisée à partir de

l’albumine sérique bovine (BSA).

3.3.4. Teneur en azote basique volatil total (ABVT)

Les analyses d’ABVT ont été effectuées selon la technique basée sur la distillation proposée

par Woyewoda et al., (1986) et modifiée par Uriarte-Montoya et Villalba (2010). 5 g de

muscle ont été mélangés avec 300 ml d'eau et homogénéisés pendant 2 minutes à l’aide d’un

Ultra-Turrax. On rajoute 2 ml d'huile comestible et 2 g d'oxyde de magnésium. Le mélange

est mis dans un ballon, placé dans le dispositif de distillation et mis à chauffer jusqu’à

l’ébullition. Le distillat est récolté pendant 25 minutes dans un bécher contenant 25 ml d'acide

borique à 2 % (w/v) additionné de quelques gouttes de rouge de méthyle et est titré

ultérieurement avec l’acide sulfurique à 0,05 N. Un témoin a été préparé de la même manière

sans échantillon.


24

Les données ont été exprimées en mg d’ABVT/ 100 g d'échantillon, utilisant l'équation

suivante :

mg ABVT=[(V4-V5) x N2 x 100 x 14]/W2

Où: V4 : Quantité (ml) de H2SO4 utilisés pour l’échantillon.

V5 : Quantité (ml) de H2SO4 utilisés pour le témoin.

N2 : Normalité de H2SO4.

W2 : Poids de l’échantillon.

3.3.5. Teneur en histamine

La détermination de la teneur en histamine est réalisée selon la méthode colorimétrique

proposée par Patange et al. (2005). Cette méthode est basée sur la formation d’un complexe

coloré entre le noyau imidazole de l’histamine et le p-phenyldiazonium sulfonate (réactif).

L’absorbance de la couleur produite par le complexe est mesurée après 5min à λ=496 nm.

Une gamme étalon est réalisée avec de l’histamine dihydrochloride dans de l’eau distillée

pour des concentrations allant de 0 à 50 μg/ml.

La concentration de l’histamine dans l’échantillon est obtenue en faisant référence à

l’équation de la droite (y = 0,03x + 0,018) de la courbe étalon et estimée par la formule

suivante :

Histamine (mg/100g) =

= A mg/100g

Où A est la valeur d’histamine obtenue en μg/ml de la courbe étalon.

Cette méthode possède un seuil de détection de 1mg/100g (1μg/ml). Toutes les concentrations

en dessous de cette limite sont considérées comme des traces d’histamine.

3.4. Analyse microbiologique

3.4.1. Echantillonnage

Le contrôle de la qualité et de la salubrité du poisson s’effectue par sondage. La méthode

d’échantillonnage utilisée est celle préconisée par La Commission Internationale des Normes

Microbiologiques Relatives aux Denrées Alimentaires ou ICMSF (International Commission

on Microbiological Specifications for Foods), qui a défini des méthodes d’échantillonnages

pour l’analyse systématique des produits alimentaires.

Un échantillon de dix poissons est utilisé. 25 g de chair de chaque poisson sont prélevés

aseptiquement.


25

3.4.2. Traitement de l’échantillon : préparation de la solution mère.

L’analyse microbiologique des différents échantillons s’effectue à partir d’une solution mère

dont la composition est la suivante : 25 g de chair de poisson prélevée est homogénéisée

(30000 tour/min) dans 225 ml de solution de TSE ( Tryptone, sel et eau distillée).

3.4.3. Numération de la flore aérobie mésophile totale.

Le milieu préconisé pour ce test est le Plate Count Agar le (PCA), proposé en 1973 par

l’AFNOR (association française de normalisation).

Méthodologie

Deux dilutions décimales successives sont utilisées. 1 ml de chaque dilution est réparti en

goutte au fond de la boîte correspondante (pour chaque dilution, deux boites de Pétri sont

utilisées). Les gouttes sont ensuite recouvertes d'une couche de gélose PCA en surfusion (45-

47°C), et le tout est homogénéisé avec des mouvements circulaires. Une fois la gélose

refroidie, elle est recouverte d’une seconde couche de gélose PCA, ce qui a pour effet

d'immobiliser les bactéries, et de former des colonies bien définies. Les boites de Pétri ainsi

ensemencées sont incubées à 30°C pendant 72h.

Les colonies sont dénombrables si leur nombre est compris entre 30 et 300. Au-dessus de 300,

elles sont indénombrables, et en dessous de 30 on considère qu'elles sont trop rares pour être

dénombrées. La formule mathématique suivante est utilisée :

N=∑ colonies/ VmL x (n1 + 0,1 n2) x d1

Où : N : nombre d’UFC par gramme de produit initial ;

∑ Colonies : Somme des colonies de boites interprétables ;

VmL : Volume de la solution déposé (1mL) ;

n1 : Nombre de boites considérées à la première dilution retenue ;

n2 : Nombre de boites considérées à la seconde dilution retenue ;

d1 : Facteur de la première dilution retenue.

3.4.4. Numération des coliformes totaux

Les coliformes totaux peuvent être indirectement associés à une pollution d’origine fécale. Ce

sont des bactéries en forme de bâtonnet, aérobies ou anaérobies facultatives, possédant

l’enzyme ß-galactosidase. Celle-ci permet l’hydrolyse du lactose à 35 °C afin de produire

l’acide lactique et du gaz sur milieu approprié (Archibald, 2000; CEAEQ, 2000; Edberg et al.,

2000).


26

La méthode utilisée est celle de 3-3-3. Cette méthode préconise l’utilisation de neuf tubes

remplis (9 ml) avec le milieu bouillon lactosé pourpre de bromocrésol (BCPL) à différentes

concentrations. Trois tubes sont à double concentration (D/C) et six tubes à simple

concentration (S/C).

10 ml, 1 ml et 0,1 ml de la solution mère sont rajoutés, respectivement, aux trois tubes double

concentration, à trois tubes simple concentration et aux trois tubes simple concentration

restant. Les tubes sont ensuite mélangés, le gaz est chassé des cloches et les tubes sont ensuite

incuber à 37°C pendant 24 – 48 heures.

Sont considérés comme positifs les tubes présentant un dégagement de gaz (recueilli

dans les cloches) et un virage de la couleur du milieu au jaune (témoin de la

fermentation du lactose présent dans le milieu). L’utilisation de la table de Mac Grady

est nécessaire pour le dénombrement des troubles formant colonies ou TFC.

3.4.5. Numération des coliformes fécaux ou coliformes thermotolérants

Les coliformes fécaux, ou coliformes thermotolérants, sont un sous-groupe des coliformes

totaux capables de fermenter le lactose à une température de 44,5 °C.

A partir des tubes positifs du test précédent, prélever 1ml et l’ensemencer dans 9 ml de milieu

Schubert stérile et l’incuber à 44°C pendant 24 heures. Sont considérés positifs les tubes

présentant un anneau rouge en surface du tube, témoin de la production d’indole dans le

milieu après ajout de 2 à 3 gouttes du réactif d’Erlich de Kovacs.

3.4.6. Numération des Streptocoques fécaux ou thermotolérants

3.4.6.a. Etape 1 ou test présomptif

Ce test est effectué par ensemencement d’un milieu de Rothe S/C (AFNOR, 1960). Ce milieu

contient de l’azide de sodium (NaN3) qui inhibe la plupart des microorganismes. Il est peu

favorable à la croissance des Streptocoques fécaux et la plupart des autres bactéries ne s’y

cultivent pas. Le milieu de Rothe est cependant moins sélectif que le milieu de Litzky, ce qui

nous mène d’abord à l’utiliser dans la première étape, et les germes adaptés à l’effet

inhibiteur de l’azide de sodium s’adaptent à la présence d’éthyl violet.

1 ml de la suspension mère et des dilutions décimales de cette dernière sont

ensemencé dans 9 ml de milieu. Après 24 heures à 48 heures d’incubation à 37°C,

sont considérés positifs les tubes présentant un trouble bactérien. Ces tubes sont

soumis au test confirmatif.


27

3.4.6.a. Etape 2 ou test confirmatif

L’addition d’Ethyl violet au milieu de Rothe le rend sélectif et spécifique des seuls

streptocoques fécaux.

Ce milieu est ensemencé à partir des tubes positifs du milieu de Rothe. Après 24 h à 48 h

d’incubation à 37°C, sont considérés positifs les tubes présentant un trouble bactérien avec

parfois formation d’un culot violet.

Le nombre de Streptocoques fécaux est exprimé par le NPP selon la table de Mac

Grady.

3.4.7. Numération des Clostridium sulfito-réducteurs

Parmi les Clostridium sulfito-réducteurs, C. perfringens occupe une place très importante. En

effet, ce germe est très souvent à l’origine de toxi-infections d’origine alimentaire.

Porter aseptiquement 1ml de chaque dilution de la solution mère en double dans deux tubes.

Ajouter 15ml de gélose viande-foie sulfitée (sulfite de sodium) et 4 à 5 gouttes d’Alun de fer.

Couvrir les tubes avec une couche de paraffine afin d’empêcher l’introduction d’oxygène.

Laisser solidifier pendant 30 minutes.

La première lecture doit se faire impérativement à 16 heures, car les colonies de Clostridium

sulfito-reducteur sont envahissantes et on pourrait se trouver en face d’un tube noir dont

l’interprétation devient impossible. Il faut repérer toute colonie noire d’un diamètre supérieur

à 0,5mm ainsi que compter les tubes positifs et calculer le nombre le plus probable (NPP).

3.4.8. Recherche de Staphylococcus aureus

Tous les staphylocoques présents dans les aliments ne sont pas entérotoxinogènes. Ce n’est

que depuis peu que l’on admet le rôle de S. aureus comme germe indicateur de contamination

et il figure dans un certain nombre de critères microbiologiques.

Ce groupe bactérien est recherché sur milieu gélosé Chapman par ensemencement en surface

de 0,1 ml de la solution mère. Les boîtes sont incubées 30 heures à 37°C. Les colonies de

Staphylococcus aureus sont rondes, régulières, bombées, opaques et pigmentées en jaune-

doré. Elles sont entourées d’un halo jaune correspondant à une acidification à partir de la

dégradation du mannitol (mannitol +). La seule exception est faite pour S. epidermidis qui

donne des colonies blanches (mannitol -).


28

3.4.9. Recherche de Salmonella et de Shigella

Il s’agit d’un problème très important en microbiologie alimentaire. La transmission

s’effectue par des voies multiples et parfois complexes. Le nombre de germes pouvant

provoquer une maladie infectieuse est parfois très faible (de l’ordre de 1 à 50 par 100 g

produit) et dépend de l’espèce et du consommateur. La recherche de ces germes s’effectue par

des tests de présence ou d’absence et la norme est de 0 germe par g (AFNOR V 08 013).

Enrichissement sélectif :

Le milieu d’enrichissement utilisé est le bouillon au sélénite et à la cystine (milieu le mieux

adapté au contrôle des aliments). 10 ml de la solution mère sont ajoutés à 100 ml de bouillon

au sélénite. Les tubes sont incubés à 37°C pendant 24 h.

Isolement :

A partir d’une öse ou d’une goutte du milieu d’enrichissement on réalise un isolement sur

milieu SS (Salmonelle-Shigelle). Après 48 h d’incubation à 37°C, les colonies se présentent

sous les aspects suivants:

colonies rouges lactose + (Enterobacter, Klebsiella)

colonies incolores lactose- (Salmonella, Shigella, Serratia, Proteus morganii, E.

hafniae)

colonies à centre orangé (Proteus rettgeri, Providencia)

colonies à centre noir (Salmonella, Citrobacter, Proteus vulgaris, Proteus mirabilis).

3.4.10. Recherche de Pseudomonas

Ce sont des bactéries très répandues dans la nature contaminant les produits alimentaires

qu’elles peuvent dégrader de façon importante. Elles peuvent être l’agent de toxi-infections

alimentaires.

Les milieux gélosés King A et King B sont ensemencés à partir de la solution mère. Après

incubation à 35°C pendant 24 à 48 heures, apparaissent sur le milieu des colonies plates ou

légèrement surélevées, opaques à bords irréguliers ou finement dentelées de couleur

blanchâtre à légèrement beige. Après 2 - 3 jours on assiste à un bleuissement ou verdissement

du milieu de culture dû aux pigments fabriqués et diffusés par la bactérie (pyocyanine et

pyoverdine par Pseudomonas aerogenosa et Pseudomonas fluoresens, respectivement).


29

3.5. Activité enzymatique d’altération d’origine bactérienne

3.5.1. Recherche de l’activité lipolytique

Les enzymes lipolytiques d’origine bactérienne permettent de dégrader les composants

lipidiques, dans le but de démontrer une éventuelle corrélation entre l’activité bactérienne et

l’activité autolytique propre au muscle. Le test suivant est réalisé : le milieu de culture utilisé

est celui préconisé par Sierra (1957). Ce dernier, gélosé au tween 80 (oléate de sorbitol), est

ensemencé par touche, et incubé à 37°C pendant 24 à 72 heures. L’activité lipasique se

manifeste par l’apparition d’un halo opaque autour des colonies, halo dû à la précipitation

d’oléate de calcium.

3.5. 2. Recherche de l’activité gélatinolytique

Cette activité est recherchée par la technique de Frazier (1950) et modifiée par Feuer (1996).

Dans le même contexte que celui de l’activité lipolityque, ce test nous permet de déterminer

s’il existe une relation entre cette activité et la concentration brute en protéines ainsi que la

structure de la chair de poisson. Une gélose nutritive ordinaire est additionnée de 4% de

gélatine et répartie en boite de Pétri qui sont ensuite ensemencées en touche. Après incubation

à 37°C, l’hydrolyse de la gélatine est mise en évidence par vaporisation de quelques ml de

réactif de Frazier. Un précipité opaque se produit sauf aux endroits où la gélatine est

hydrolysée.

3.6. Bactéries productrices des amines biogènes

3.6.1. Isolement des bactéries productrices des amines biogènes

Le milieu de culture utilisé est celui préconisé par Joosten et Northold (1989) et modifié par

Bover-Cid en 1999. Ce milieu nous permet de mettre en évidence l’activité des amino-acides

décarboxylases d’origine bactérienne, responsables de la production des amines biogènes, en

fonction de l’acide aminé présent dans le milieu.

1 ml de la solution mère est ensemencé sur le milieu de culture gélosé. L’incubation à 35°C

dure pendant 4 jours minimum. Ce traitement est toujours réalisé en double et on prévoit,

aussi, un témoin exempt d’acide aminé.

Sont considérées positives les colonies dont la couleur vire au violet ainsi que la zone qui les

entoure. Ceci est synonyme de production d’amines biogènes (l’indicateur de pH coloré est

jaune à pH acide et violet à pH alcalin).


30

3.6.2. Purification et essai d’identification

Les colonies positives feront l’objet d’une série de repiquage en vue de leur purification. Les

souches pures feront à leurs tours l’objet d’une série d’examens :

Macroscopique : L’aspect des colonies (couleur, contour, forme…).

Microscopique : La forme, le mode d’association et le Gram

Test de la catalase : Action directe de l’enzyme mise en évidence dans la masse

bactérienne. Une goutte d’eau oxygénée à 10 volumes est placée sur une lame et une

partie d’une colonie y est émulsionnée. L’activité positive de l’enzyme se traduit par

un dégagement gazeux résultant de la dégradation du peroxyde d’hydrogène.

3.7. Etude statistique

Les différents dosages sont effectués sur 10 spécimens (n=10). Dans tous les cas, les

statistiques descriptives (moyennes ± écarts types) sont utilisées pour décrire l’ensemble des

résultats.

Avant toute analyse statistique, l’homogénéité des variances a été vérifiée. Lorsque les

variances sont homogènes, l’analyse consiste en un test paramétrique d’Anova 1 (p< 0,05).

Lorsqu’elles ne sont pas homogènes, l’analyse consiste en un test non paramétrique de

Kruskal - Wallis.

Pour déterminer si les différences, entre les moyennes obtenues, sont significatives, nous

utilisons le test de Tukey (H.S.D) dans le cas de l’Anova et celui de Mann -Withney dans le

cas de Kruskal - Wallis.

RESULTATS

Résultats

31

4. RESULTATS

4.1. Analyse sensorielle

Arrivée au laboratoire, la sardine fraîche est caractérisée par un ventre argenté et un

dos bleuté, un opercule strié, des taches sombres sur le dos, une carène ventrale peu aigüe et

des écailles sessiles.

A J1 et durant les premières heures de conservation (H0, H3, H6, H9), la sardine est

caractérisée par une fine odeur d’algues iodées. Le corps présente un aspect luisant et des

écailles bien ancrées, avec présence d’un mucus transparent de consistance visqueuse. L’œil

est convexe et brillant avec une cornée translucide. Les branchies sont de couleur rouge vif

uniforme. L’abdomen du poisson reste intact. Après ouverture du poisson, nous remarquons

que les organes internes sont indemnes et restent bien différenciés. La chair est ferme et

élastique avec une nette différenciation entre le muscle rouge et le muscle blanc (Planche 1).

A température ambiante, Après 24 heures (J2) de conservation, nous observons les premiers

signes de la perte de qualité. En effet, la peau perd de sa brillance, de sa pigmentation et des

plaques de sang apparaissent rapidement sous l’opercule et l’œil. A J3, l’odeur du poisson

devient aigre et rance, l’œil devient opaque, laiteux et concave. Les viscères éclatent et leur

contenu liquide se dissémine dans la chair lui procurant un aspect mou et pâteux, accélèrant,

ainsi, son altération. Le poisson perd de sa fermeté et se détache difficilement de la colonne

vertébrale. A J5, la peau devient totalement terne, dépourvue d’écailles et totalement

recouverte d’un liquide visqueux jaunâtre et l’odeur nauséabonde devient très présente et

insupportable (planche1).

Au réfrigérateur, la qualité sensorielle de la sardine (S. pilchardus) présente un décalage

d’environ 48 heures par rapport à celui observé chez la sardine conservée à température

ambiante. À J2, la sardine préserve des qualités sensorielles acceptables et satisfaisantes.

L’odeur du poisson devient forte à J3, répulsive et repoussante à J5 et J7. La peau, très terne,

est pratiquement dépourvue d’écailles et est recouverte d’un mucus visqueux de couleur

foncée à J5. A J7 la décoloration est très avancée. La peau est molle et pâteuse. A

l’éviscération du poisson, les organes internes sont indifférenciés. Le poisson atteint son

maximum d’altération et est au stade de putréfaction (Planche 1).

http://fr.wikipedia.org/wiki/Bleu

Résultats

32

A= Température ambiante R= Température réfrigérée

Planche 1 : Aspect extérieur de la sardine pendant la conservation

J3A

J1

J2A J2R

J3R J3A

J7R J5A

AQUABIOR, 2011

AQUABIOR, 2011 AQUABIOR, 2011



Résultats

33

4.2. Caractéristiques biochimiques

4.2.1. Variation du pH

4.2.1.1. Effet de la durée de conservation

Quel que soit le mode de conservation, l’étude statistique montre une augmentation

significative (p<0,05) du pH de la chair de sardine pendant toute la durée de conservation. Le

pH passe de 5,91 ± 0,19 à7,11 ± 0,29 à J5 et 7,21±0,07 à J7, respectivement à température

ambiante et réfrigérée (figure 7).

Figure 7 : Evolution temporelle du pH chez la sardine (S. pilchardus). Les histogrammes

portant des lettres et des chiffres différents sont significativement différents (p < 0,05).

4.1.1.2. Effet du mode de conservation

De manière générale, le pH mesuré dans le muscle de sardine conservée à température

ambiante (Figure 8) est significativement (p<0,05) plus élevé que celui mesuré chez la sardine

conservée à température réfrigérée.

0

1

2

3

4

5

6

7

8

H0 H3 H6 H9 H24 H48 H72 H96 H120 H144

Lot A : T° ambiante (25°C)/

réfrigérée (+4°C)

Lot B : T° réfrigérée (+4°C)

pH

pH

Durée (heures)

a 1 ab

1 ab 1.2 bc 2.3

cd 3.4 d 4.5 e 5 f 6

6 6

Résultats

34

Figure 8 : Effet du mode de conservation sur le pH chez la sardine (S. pilchardus). Les

histogrammes portant des lettres et des chiffres différents sont significativement différents (p

< 0,05).

4.2.2. Détermination de la teneur en eau

4.2.2.a. Effet de la durée de conservation

Quel que soit le mode de conservation, la teneur en eau dans le muscle de la sardine diminue

(<0,05) progressivement et continuellement, atteignant un minimum après 24 et 96 heure de

conservation, respectivement, à température ambiante et réfrigérée.

0

1

2

3

4

5

6

7

8

H24 H48 H96




Durée (heures)

pH

a b A B

1 2

Résultats

35

Figure 9 : Evolution temporelle de la teneur en eau chez la sardine (S. pilchardus). Les

histogrammes portant des lettres et des chiffres différents sont significativement différents

(p < 0,05).

4.2.2.b. Effet du mode de conservation

L’analyse statistique montre un effet significatif (p < 0,05) du mode de conservation sur la

teneur en eau chez la sardine en faveur de la réfrigération. En effet, nous remarquons que

cette teneur est plus élevée chez la sardine conservée au réfrigérateur que chez celle conservée

à température ambiante (figure 10).

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

H0 H3 H6 H9 H24 H48 H96 H144




Durée (heures)

Eau

( % M.F.)

a 1 a 1 1

2 2

2 3 3

d c

c b

a

Résultats

36

Figure 10 : Effet du mode de conservation sur la teneur en eau chez la sardine (S.

pilchardus). Les histogrammes portant des lettres et différents sont significativement


4.2.3. Evolution du niveau d’oxydation des lipides

4.2.3.a. Teneur en hydroperoxydes

* Effet de la durée de conservation

Quel que soit le mode de conservation, l’analyse statistique Anova 1 montre un effet

significatif (p < 0,05) de la conservation sur la teneur en hydroperoxydes du muscle de la

sardine.

En effet, à température ambiante, la teneur en hydroperoxydes augmente progressivement

et significativement (p < 0,05) dès les premières heures de conservation et continue son

évolution, passant de 4,29 ± 0,52 mmoles/g M.H. à H0 à une valeur maximale de 26,56 ±

0,99 mmoles Eq CuOOH/g M.H. à H48 (figure 11). Entre H48 etH96 nous mesurons une

diminution significative (<0,05) de la teneur de ce produit.

En mode réfrigéré (figure 11), la teneur en hydroperoxydes augmente de manière

significative (p < 0,05) et atteint son maximum à J3 (32,18 ± 4,37 mmoles Eq CuOOH/g

M.H.). Ensuite, la teneur de ce produit diminue (<0,05) atteignant la valeur 21,58 ± 2,53

mmoles Eq CuOOH/g M.H. à J7.

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

H24 H48 H96




Durée (heures)

Eau

(% M.F.)

Eau

(% M.F.)

b B 2

a A

1

Résultats

37

Figure 11 : Evolution temporelle de la teneur en hydroperoxydes (mmoles Eq CuOOH/g

M.H.) chez la sardine (S. pilchardus). Les histogrammes portant des lettres et des chiffres


* Effet du mode de conservation

L’analyse statistique montre un effet significatif (<0,05) du mode de conservation sur les

teneurs en hydroperoxydes du muscle de sardine (figure 12). En effet, les échantillons

conservés à température ambiante présentent des teneurs en hydroperoxydes plus élevées que

ceux conservés au réfrigérateur.

0

5

10

15

20

25

30

35

40

H0 H3 H6 H9 H24 H48 H96 H144




Durée (heures)

Hydroperoxydes

(mmoles Eq CuOOH/g M.H.)

a 1

3

4

b b

c

d

3

d

e

2

1 1 1

Résultats

38

Figure 12 : effet du mode conservation sur la teneur en hydroperoxydes (mmoles Eq

CuOOH/g M.H. chez la sardine (S. pilchadus). Les histogrammes portant des lettres et des


4.2.3.b. Teneur en TBA-rs

* Effet de la durée de conservation

Chez la sardine fraîche, et jusqu’à 6 heures de conservation la teneur en TBA-rs est

comparable et extrêmement faible (≈0,3 mg Eq MDA/ g de M.F.).

A température ambiante (figure 13) et après 9 heures de conservation, nous mesurons une

augmentation significative (<0,05) et continue dans la teneur en TBA-rs, passant de 0,29 ±

0,08 mg Eq MDA/ g de M.F. à H0 à 1,8 ± 0,07 mg Eq MDA/ g de M.F.

De même chez la sardine réfrigérée (figure 13), les TBA-rs augmentent significativement

(p < 0,05) et progressivement à partir de H24 et atteignent le maximum après 7 jours de

conservation (2,91 ± 0,37 mg Eq MDA/ g de M.F.).

0

5

10

15

20

25

30

35

40

H24 H48 H96




Durée (heures)

Hydroperoxydes

(mmoles Eq CuOOH/g M.H.)

B

a

2

b

A

1

Résultats

39

Figure 13 : Evolution temporelle de la teneur en TBA rs (mg Eq MDA/ g de M.F.) chez la

sardine (S. pilchardus). Les histogrammes portant des lettres et des chiffres différents sont


* Effet du mode de conservation

L’analyse statistique montre une différence significative (p< 0,05) dans la concentration en

TBA-rs entre la sardine conservée à température ambiante et celle conservée à température

réfrigérée (figure 14).

0

0,5

1

1,5

2

2,5

3

3,5

H0 H3 H6 H9 H24 H48 H96 H144




Durée (heures)

TBA rs

(mg Eq MDA/ g de M.F.)

a 1 a 1 a 1

b 1

2 2 2

3

c

d e

Résultats

40

Figure 14 : effet du mode de conservation sur la teneur en TBA rs (mg Eq MDA/ g de M.F.)

chez la sardine (S. pilchadus). Les histogrammes portant des lettres et chiffres différents sont


4.2.4. Estimation de la concentration des protéines totales


La sardine fraiche présente une teneur initiale en protéines de 28,91 ± 0,9 g de protéines par

100 g de chair de poisson (figure 15).

Quel que soit le mode de conservation, l’analyse statistique anova 1 montre une diminution

significative (p <0,05) progressive et continue de la concentration protéique jusqu’à la fin de

l’expérimentation, atteignant les valeurs (24,12± 0,23 g / 100 g) et (23,71± 0,35 g / 100 g) à

J5 et J7, respectivement, à température ambiante et réfrigérée (figure 15).

0

0,5

1

1,5

2

2,5

3

H24 H48 H96




Durée (heures)

TBA rs

(mg Eq MDA/ g de M.F.)

b 2

a

1

Résultats

41

Figure 15 : Evolution temporelle de la teneur en protéines (g de protéines/ 100 g de chair)

chez la sardine (S. pilchardus). Les histogrammes portant des lettres et des chiffres différents

sont significativement différents (p < 0,05).


L’analyse statistique montre un effet significatif (p < 0,05) du mode de conservation sur la

concentration protéique chez la sardine en faveur de la réfrigération (figure 16).

0

5

10

15

20

25

30

35

H0 H3 H6 H9 H24 H48 H72 H96 H120 H144



lot B (à + 4° C)

Durée (heures)

g protéines / 100 g de chair

a 1 b 1.2 c 2.3

cd 3.4 cd 4 de 4 f 4 g 5 6 6

Résultats

42

Figure 16: Effet du mode de conservation sur la teneur en protéines (g de protéines/ 100 g de

chair) chez la sardine (S. pilchardus). Les histogrammes portant des lettres et des chiffres


4.2.5. Concentration de l’azote basique volatil total (ABVT)


A l’état initial la sardine fraiche présente une valeur en azote basique volatil total de 3,11 ±

0,93 mg / 100 g de chair de poisson.

A température ambiante (figure 17), nous enregistrons une augmentation significative (p <

0,05) et continuelle de la teneur en azote basique volatil total jusqu’au 4ème

jour où elle atteint

sa valeur maximale (40,74 ± 2,50 mg / 100 g de chair de poisson), ensuite se stabilise.

Au réfrigérateur, l’évolution de la concentration en azote basique volatil total suit le même

schéma que pour la température ambiante où nous observons une augmentation continue

jusqu’à J6 (46,48 ± 3,94 mg / 100 g de chair de poisson).

22

23

24

25

26

27

28

H24 H48 H96




g protéines / 100 g de chair

Durée (heures)

2

B A

1

Résultats

43

Figure 17 : Evolution temporelle de la teneur en ABVT (mg d’ABVT / 100 g de chair) chez

la sardine (S. pilchardus). Les histogrammes portant des lettres et des chiffres différents sont



Lors de l’analyse statistique Anova 1, nous notons une différence significative (p < 0,05)

nette entre les échantillons conservés à température ambiante et à température réfrigérée. En

effet, nous remarquons que cette teneur est plus élevée chez la sardine conservée à

température ambiante que chez celle conservée au réfrigérateur (figure 18).

0

10

20

30

40

50

60

H0 H3 H6 H9 H24 H48 H72 H96 H120 H144




Durée (heures)

Mg d’ABVT / 100

g de chair

a 1

b

c c

d

e

f

f 5

5

1 1

4

3

2 2 2

Résultats

44

Figure 18 : Effet du mode de conservation sur la teneur en ABVT (mg d’ABVT / 100 g de

chair) chez la sardine (S. pilchardus). Les histogrammes portant des lettres et chiffres


4.2.6. Teneur en histamine

4.2.6.a. Effet du temps de conservation

Chez la sardine fraiche, la teneur moyenne en histamine est de 3,44 ± 0,35 mg/100g reste

plus ou moins stable aux premières heures de conservation. Quel que soit le mode de

conservation, la teneur en histamine n’augmente significativement (p < 0,05) qu’à partir de

neufs heures de conservation, et persiste jusqu’en fin d’expérimentation. Le seuil

réglementaire de 10mg/100g de muscle est rapidement dépassé au bout de 24heures, à

température ambiante. Alors qu’au réfrigérateur, cette teneur limite n’est dépassée qu’après

72 heures de conservation (figure19).

0

5

10

15

20

25

30

35

40

45

50

H24 H48 H96




Durée (heures)

Mg d’ABVT / 100

g de chair

1

A

a

b

2

B

Résultats

45

Figure 19 : Evolution temporelle de la teneur en histamine (mg/100gM.H.) chez la sardine (S.

pilchardus). Les histogrammes portant des lettres et des chiffres différents sont



En comparant les modes de conservation du lot A et B (figure 20), l’analyse statistique

montre un effet significatif du mode de conservation sur la teneur en histamine chez la sardine

(figure 20) en faveur des poissons conservés au réfrigérateur.

0

5

10

15

20

25

30

H0 H3 H6 H9 H24 H48 H72 H96 H120 H144




Durée (heures)

Histamine

(mg/100gM.H.)

a 1 a 1 a 1

b

2

c

3

d

4

e

5

f

6 7

8

Résultats

46

Figure 20 : Effet du mode de conservation sur la teneur en histamine (mg/100gM.H.) chez la

sardine (S. pilchardus). Les histogrammes portant des lettres et chiffres différents sont


4.3. Analyse microbiologique

4.3.1. Numération de la flore aérobie mésophile totale

La numération des germes totaux chez la sardine fraiche donne une valeur initiale d’unités

formant une colonie de 1,4.104 UFC/ml (figure 21).

A température ambiante, nous notons une croissance faible aux premières heures de

conservation et une croissance accélérée à partir de J 3, pour atteindre une valeur maximale en

fin d’expérimentation (3,1.1010

UFC / ml) à J 5.

Au réfrigérateur, le schéma évolutif de la croissance emprunte la même voie que celle à

température ambiante. Cependant, nous observons un décalage de 24 heures et l’accélération

de la croissance à J4. La valeur maximale est atteinte au bout du 7ème

jour de conservation

(3,8.1010

UFC / ml).

0

5

10

15

20

25

30

H24 H48 H96

Lot A : T° ambiante (25°C)/ réfrigérée (+4°C)


Histamine

(mg/100gM.H.)

Durée (heures)

a

b

1

2

A

B

Résultats

47

Figure 21 : Evolution temporelle de la flore aérobie mésophile totale chez la sardine

(S. pilchardus).

Figure 22 : Aspect des colonies de bactéries isolées sur milieu Plate Count Agar (P.C.A) pour

dénombrement.

0

2

4

6

8

10

12

H0 H3 H6 H9 H24 H48 H72 H96 H120 H144

Lot A : T° ambiante

(25°C)/ réfrigérée (+4°C)

Lot B : T° réfrigérée

(+4°C)

Durée (heures)

Log UFC/ g

AQUABIOR,2011

Résultats

48

4.3.2. Numération des coliformes totaux

La présence des coliformes totaux est observée dès les premières heures de conservation à H0.

On estime que ces germes sont présents avec une valeur inferieure à 300 UFT / ml. Les

échantillons conservés à température ambiante (figure 23) montrent une croissance importante

qui s’accélère dès les premières heures de conservation jusqu’à la fin de l’expérience pour

atteindre une valeur maximale de 1,1.107 UFT / ml.

En mode réfrigéré (figure 23), la croissance démarre lentement puis augmente

progressivement jusqu’à J3 où nous assistons à une accélération rapide de la croissance pour

atteindre une valeur maximale de 1,5.107

UFT / ml au bout du 5ème

jour. Au-delà de J5, la

croissance se stabilise jusqu’à la fin de l’expérimentation (J7) où elle atteint 5.107 UFT / ml.

Figure 23 : Evolution temporelle de la teneur des coliformes totaux chez la sardine (S.

pilchardus).

0

1

2

3

4

5

6

7

8

9

H0 H3 H6 H9 H24 H48 H72 H96 H120 H144




Durée (heures)

Log UFT/ g

Résultats

49

Figure 24 : Aspect du bouillon au pourpre de bromocrésol (BCPL) avant et après incubation

(virage du milieu au jaune et production de gaz récolté dans la cloche de Durham)

4.3.3. Numération des coliformes fécaux ou coliformes thermotolérants

Nous remarquons que les coliformes fécaux sont présents dès le début d’expérience (H0) avec

un taux faible inférieur à 300 UFT / ml. A température ambiante (figure 25), cette valeur reste

stable jusqu’à H3. Ensuite, nous assistons à une accélération continue et régulière jusqu’à J5

pour atteindre la valeur maximale de 1,1.107 UFT /ml.

Au réfrigérateur (figure 25), la valeur initiale reste stable jusqu’à H6 puis subit une forte

accélération pour se stabiliser à nouveau aprés 9 heures de conservation. La croissance

augmente à nouveau progressivement jusqu’à J3 puis se stabilise jusqu’à J5 où nous notons

une forte accélération qui persiste jusqu’à la fin de l’expérience pour atteindre la valeur

maximale de 2,5.107 UFT / ml (figure 25).

AQUABIOR,2011

Résultats

50

Figure 25 : Evolution temporelle de la teneur des coliformes fécaux chez la sardine (S.

pilchardus).

4.3.4. Numération des Streptocoques fécaux ou thermotolérants

Sur les échantillons de sardine fraiche, les tests révèlent la présence de streptocoques

thermotolérants mais à faibles concentrations ne dépassant pas 300 UFT/ml (figure 26).

En mode ambiant, la croissance est faible jusqu’à H9. Ensuite, elle subit une forte

accélération jusqu’ à la fin des expériences où nous enregistrons une valeur maximale de

l’ordre de 1,5.107 UFT/ml.

Conservés au réfrigérateur, les échantillons de poissons subissent plus ou moins le même

schéma évolutif de croissance qu’en mode ambiant avec un décalage de 24 heures. Le

dénombrement révèle une valeur maximale de 1,3.107

UFT/ml au bout du 7ème

jour de

conservation à 4°C.

0

1

2

3

4

5

6

7

8

H0 H3 H6 H9 H24 H48 H72 H96 H120 H144




(+4°C)

Durée (heures)

Log UFT/ g

Résultats

51

Figure 26: Evolution temporelle de la teneur des streptocoques thermotolérants chez la


4.3.5. Numération des Clostridium sulfito-réducteurs

Sur les échantillons frais il y a absence des clostridium sulfito-réducteurs aux premières

heures jusqu’à H3. Concernant les échantillons réfrigérés la présence de Clostridium ne se

manifeste qu’après 6 heures de conservation.

Le tableau 5 récapitule les résultats obtenus sur la numération des bactéries Clostridium

sulfito-réductrices dans les échantillons de sardine conservés à température ambiante et

réfrigérée.

0

1

2

3

4

5

6

7

8

H0 H3 H6 H9 H24 H48 H72 H96 H120 H144




(+4°C)

Durée (heures)

Log UFT/ g

Résultats

52

Tableau 5 : Evolution temporelle de la concentration cellulaire des clostridium sulfito-

réducteurs chez la sardine (S. pilchardus) conservée à température ambiante / réfrigérée et

réfrigérée.

TEMPS

Température ambiante Température réfrigéré

Description

des colonies

Diamètre Nombre des

colonies

Description

des colonies

Diamètre Nombre des

colonies

H°

Absence

H3

Colonies

noires.

Colonies

blanches.

< 1mm

1-3mm

Présence. Absence

H6

Colonies

noires.

< 1mm

Peu

nombreuses.

Colonies

noires.

Colonies

blanchâtre à

grisâtre.

1mm

2-3mm

Nombreuses.

H9

Colonies

grises à

noires.

2mm

Peu

nombreuses.

Colonies

noires.

< 1mm

Nombreuses.

H24

Colonies

noires.

<1-3mm

Peu

nombreuses

*colonies

noires

*colonies

blanches

2 mm

< 1mm

Nombreuses.

H48

Colonies

noires.

<1mm

Nombreuses. Colonies

grisâtres.

1-2mm

Peu

nombreuses.

H72

Colonies

noires

associées en

paires.

<2-3mm


noires.

< 1mm Peu

Nombreuses.

H96

Colonies

noire

présentes au

fond du tube.

2-3mm


grisâtre à

noires.

< 1mm Peu

nombreuses.

H120

Colonies

noires.

2-3mm

Nombreuse.

H144

Colonies

noires. Envahissant

le tube.

Résultats

53

4.3.6. Présence / numération des Staphylocoques

Le résultat d’isolement de colonies sur milieu Chapman a montré la présence de divers types

de colonies correspondant à différents groupes bactériens et ceci depuis les premières heures

de conservation et ce quel que soit le mode de conservation.

Les tableaux 6 et 7 récapitulent les résultats obtenus sur la recherche des bactéries

Staphylocoques dans les échantillons de sardine conservés à température ambiante et

réfrigérée.

Résultats

54

Tableau 6 : Evolution temporelle des Staphylocoques sur milieu Chapman chez la sardine (S.

pilchardus) conservée à température ambiante.

TEMPS Température ambiante

Description des colonies Diamètre Nombre

H°

Colonies de couleur saumon: bombées à contours

réguliers, brillantes.

Colonies blanches légèrement surélevées et à contours

légèrement irréguliers.

Petite colonies de couleur jaune, à contours réguliers,

bombées et brillantes.

Colonies de couleur rosâtre, plates, brillantes et de

contour régulier.

1-8 mm

<1-3 mm

<1-1 mm

<1-2 mm

15

11

5

34

H3

Colonies de couleur jaune, de contours réguliers,


Colonies de couleur légèrement rosâtre centre surélevé,

brillantes, rondes.

Colonies de couleur orangée, brillantes, à contours

irréguliers, à centre foncé.

1 mm

<1-6 mm

<1-6 mm

11

61

3

H6

Colonies jaunes bambées, à contours irréguliers et

brillantes.

Colonies de couleur blanchâtre à contours réguliers,

plates, aspect crémeux.

1-3mm

1-4mm

9

26

H9

Colonies de couleur saumon: bombées à contours

réguliers, brillantes.

Colonies de couleur jaune, de contours réguliers,


Colonies de couleur blanchâtre à contours réguliers,

plates, brillantes.

3mm

<1-2 mm

1 mm

15

5

38

H24

Colonies blanchâtres, bombées, brillantes, à contours

réguliers.

Colonies jaunâtres, bombées, très brillantes à contours

irréguliers, légèrement transparentes.

Colonies orange bombées, à centre surélevé, brillantes.

1-5 mm

2-7 mm

1-2 mm

48

11

27

H48

Un tapis de colonies jaunes avec virages de la couleur

du milieu au jaune.

H72

Colonies jaunes, brillantes, rondes à contours réguliers,

à centre surélevé.

2-3mm

37

H96

Colonies beiges, rondes, brillantes, à aspect crémeux. <1-2 mm

16

Résultats

55

Tableau 7 : Evolution temporelle des Staphylocoques sur milieu Chapman chez la sardine

(S. pilchardus) à réfrigérée.

TEMPS Température réfrigérée


H3

Colonies de couleur blanchâtres à contours irréguliers

bombées, brillantes, au centre surélevé.

Colonies de couleur beige à contours irréguliers

bombées, brillantes, légèrement surélevées.

<1-7 mm

1-5 mm

45

19

H6

Colonies jaunes à contours légèrement irréguliers,

bombées, brillantes.

Colonies blanches à contours légèrement dentelés,

bombées, ternes.

2 mm

<1-5 mm

8

47

H9

Colonies de couleur rosâtre, plate, brillantes et de

contours réguliers.

Colonies blanches, bombées, contours réguliers, au

centre surélevé.

2-3 mm

<2 mm

24

27

H24

Colonies jaunes, brillantes, à contours réguliers, à centre

surélevé.

2 mm

59

H48


surélevé.

1 – 2 mm 28

H72


surélevé.

< 1 – 3

mm

45

H96

Colonies blanches, rondes, aspect crémeux, peu

brillantes.

2-3 mm 18

H120

Colonie orange, brillante, transparente.

Colonies jaunes, brillantes, à contours réguliers.

1mm

1-3mm

1

24

H144

Colonies beiges, rondes, aspect crémeux, peu brillantes.


surélevé.

1-2 mm

2 mm

41

17

Résultats

56

Figure 27 : Aspect des colonies de bactéries isolées sur milieu Chapman.

4.3.7. Présence / numération Salmonelles et Shigelles

Quel que soit le mode de conservation nous remarquons la présence de colonies de différents

aspects sur milieu S-S dès les premières heures d’échantillonnage,

Le tableau 8 récapitule les résultats obtenus sur la recherche des bactéries isolées sur milieu

S-S dans les échantillons de sardine conservés à température ambiante et réfrigérée.

AQUABIOR,2011 AQUABIOR,2011

Résultats

57

Tableau 8 : Evolution temporelle des isolats sur milieu S-S chez la sardine (S. pilchadus) à

température ambiante et réfrigérée.

TEMPS

Température ambiante

Température réfrigérée

Description des

colonies

Diamètre Nbre

Description des

colonies

Diamètre Nbre

H°

Colonies grises

1-2mm 24

H3

Colonies saumon à

centre noir

<1-2mm 8 Colonies rouge brique 1-3mm 16

H6

Colonies rosâtres à

centre noir

1-3mm 31 Colonies saumon à

centre noire

1-2mm 54

H9

Colonies saumon à

centre gris

<1-3mm 19 Colonies rosâtres à

saumon

2mm 30

H24

Colonies saumon à

rouge brique

1-2mm 45 Colonies rouge brique

à centre noir diffus

1-3mm 44

H48

Colonies roses

1-4mm 27 Colonies rouge brique

à centre noir fin

1-2mm 26

H72

Colonies saumon

Colonies grises à

bleuâtres

1-2mm

2-3mm

45

18

Colonies saumon à

centre noir

2-3mm 44

H96

Colonies saumon à

rosâtres

1-2mm 36 Colonies beiges à

rosâtres

<1-2mm 12

H120

Colonies saumon à

centre noir

2-3mm 62

H144

Colonies saumon à

rosâtre

1-2mm 48

Résultats

58

.3.8. Présence / numération de Pseudomonas

Quel que soit le mode de conservation nous remarquons les aspects suivants sur les milieux

King A et King B:

Tableau 9 : Evolution temporelle des Pseudomonas chez la sardine (S. pilchardus) à

température ambiante.

TEMPS Température ambiante


H0

King B:

Colonies beiges, plates rondes

King A:

Petites colonies jaunes, rondes, bombées et brillantes

Colonie orange, transparante, bombée

Colonies blanches, de contours légèrement

irréguliers, plates, non brillantes

Colonies beiges, de contours irréguliers, légèrement

surélevées brillantes

1mm

2mm

2mm

2-3mm

tapis

3

1

21

34

H3

King B:

Colonies beiges légèrement transparentes

Colonie orange, ronde, brillante, plate

King A:

Colonies jaunes de contours irréguliers plates, ternes

Colonies beiges, transparentes, brillantes

5mm

5mm

Tapis

Tapis

H6

King B:

Colonies blanches, de contours légèrement

irréguliers, bombées, crémeuses

King A:

Colonies blanchâtres à beiges plus ou moins

transparentes à contours légèrement irréguliers,

plates, peu brillantes

2-3mm

<1-3mm

nombreuses

nombreuses

H9

King B:

Colonies jaunes, contours régulier, bombées, non

brillantes, crémeuses

Colonies blanches, de contours irréguliers, brillantes

King A:

Colonies beiges, de contours régulier, légèrement

surélevées brillantes

2-3mm

<1-3mm

<1-4mm

24

nombreuses

56

H24

King B:

Colonies blanches, à contours régulier, plates, ternes

Colonies jaunes, à contours irréguliers, bombées, peu brillantes

King A:

Colonies beiges, transparentes, brillantes, plates à

centre surélevé, contours

<1-5mm

1-3mm

1-3mm

Nombreuses

17

67

Résultats

59

H48

King B et king A:

Un tapis bactérien de colonies beiges à aspect

crémeux.

H72

King B:

Colonies blanches, de contours légèrement dentelée,

bombées, crémeuses

King A:

Colonies blanches à beiges, contours réguliers,

brillantes

1-2mm

<2mm

Nombreuses

82

H96

King B:

Colonies blanches, à contours réguliers, plates,

brillantes

King A:

Colonies beiges, de contours irréguliers, au centre

surélevé brillantes

<1-3mm

2 mm

54

61

Tableau 10 : Evolution temporelle des Pseudomonas chez la sardine (S. pilchadus) conservée

à température réfrigérée.

TEMPS Température réfrigérée


H3

King B:

Colonies blanchâtres à contours réguliers, au centre

surélevé, légèrement brillantes

Colonies jaunes, contours non réguliers, plates, non

brillantes

Colonie orange brillante, transparente à contours

régulier

King A:

Colonies blanchâtres, de contours irréguliers, ternes

au centre surélevé

2mm

<2mm

1mm

<3mm

34

16

1

Nombreuses

H6

King B:

Colonies jaunes, contours réguliers, plates,

brillantes

Colonies beiges, de contours irréguliers, au centre

surélevé brillantes

King A:

Colonies blanches, de contours réguliers, plates,

crémeuses

2-3mm

<1-2mm

1-3mm

27

Nombreuses

Nombreuses

H9

King B:

Colonies blanches, de contours réguliers, bombées,

crémeuses

King A:

Colonies jaunes, contours réguliers, plates,

brillantes

Colonie orange brillante, transparente à contours

réguliers

<1-3mm

2mm

3mm

Nombreuses

14

5

Résultats

60

H24

King B:

Colonies beiges à contours légèrement irrégulier,

ternes, plates

Colonie jaunes, à contours réguliers, bombées,

brillantes

Colonie orange, plate, peu brillante, bombée

King A:

Colonies beiges, plates, peu brillantes à contours

régulier

Colonies jaunes, à contours irrégulier peu élevé,

brillantes

Colonie blanche peu brillante, bombée à contours

régulier

2mm

1-5mm

3mm

2mm

1-3mm

3mm

11

8

1

29

13

1

H48

King B et King A:

Colonies blanchâtres et beiges diffuses sur la boite

H72

King B et King A:

Colonies beiges diffuses jusqu'à formation d'un tapis

bactérien.

H96

King B:

Colonie blanche brillante, bombée à contours

réguliers

King A:

Colonies beiges à contours légèrement irréguliers,

ternes, plates

2mm

1-3mm

51

46

H120

King B:

Colonies jaunes, contours non régulier, plates, non

brillantes

Colonies blanches, à contours régulier, plates, ternes

King A:

Colonies beiges, plates, brillantes à contours régulier

2mm

1-2mm

<1-3mm

14

38

Nombreuses

H144 King A:

Colonies blanches, de contours régulier, bombées,

crémeuses

<1-2mm

Nombreuses

Résultats

61

4.3.9. Activités enzymatiques bactériennes d’altération

4.3.9.a. Activité lipolytique

La sardine fraiche (H0) ne présente aucune activité enzymatique bactérienne lipolytique. Cette

dernière ne se manifeste qu’après 6 heures et 24heures de conservation, respectivement, à

température ambiante et réfrigérée.

A température ambiante, l’activité lipolytique est maximale au début de son apparition à H6 et

H9 puis diminue à H24 et se stabilise à H48. A H72, cette activité augmente de nouveau et

atteint sa valeur maximale. A partir de H96, nous ne mesurons aucune activité lipolytique.

A température réfrigérée, l’activité lipolytique ne se manifeste qu’à H24, et reste stable

jusqu’à H72. A partir de H96, aucune activité lipolytique n’est détectée (figure 31).

Figure 28 : Aspect des colonies de

bactéries isolées sur milieu King A.

Figure 29 : Aspect des colonies de

bactéries isolées sur milieu King B.

AQUABIOR,2011 AQUABIOR,2011

Résultats

62

Figure 30: Evolution temporelle de l’activité lipolytique bactérienne chez la sardine

(S. pilchardus).

Figure 31 : Aspect macroscopique de la manifestation de l’activité lipolytique.

4.3.9.b. Activité gélatinolytique

L’activité gélatinolytique n’est pas détectée dans les échantillons frais. A température

ambiante, cette activité apparait après 6 heures de conservation, elle diminue jusqu’à H24 puis

augmente à nouveau jusqu’à la fin de l’expérimentation où elle disparait à H96.

0

1

2

3

4

5

6

7

H0 H3 H6 H9 H24 H48 H72 H96 H120 H144




Øhalo/Øcolonie

Durée (heures)

AQUABIOR, 2011

B.L

Résultats

63

Au réfrigérateur, l’activité gélatinolytique des échantillons se manifeste à la 9ème

heure de

conservation, cette activité baisse à H24 puis augmente progressivement et se stabilise à H72

jusqu’à la fin de l’expérience où elle disparait à H120.

Au cours de cette étude, nous notons un décalage de 3 heures pour l’apparition et de 24 heures

pour la disparition de l’activité gélatinolytique entre les échantillons conservés à température

ambiante et ceux au réfrigérateur (figure32).

Figure 32: Evolution temporelle de l’activité gélatinolytique bactérienne chez la sardine

(S. pilchardus).

Figure 33 : Aspect macroscopique de la manifestation de l’activité gélatinolytique.

0

1

2

3

4

5

6

H0 H3 H6 H9 H24 H48 H72 H96 H120 H144




Øhalo/Øcolonie

Durée (heures)

AQUABIOR,2011

B.G

Résultats

64

4.3.10. Bactéries productrices d’histamine

4.3.10.a. Cinétique d’apparition des bactéries histaminogènes

Le milieu sélectif préconisé par Joosten et Northold (1989), additionné d’histidine précurseur

d’histamine, nous a permis de déterminer le moment d’apparition et de disparation des

bactéries responsables de la production de l’histamine.

Le tableau 11 récapitule les résultats obtenus pour les bactéries productrices d’histamine en

fonction des deux modes de conservation ; mode ambiant et réfrigéré :

Tableau 11 : Tableau récapitulatif de l’évolution temporelle de l’apparition et de la

disparition des bactéries productrices d’amines biogènes chez la sardine (S. pilchardus).

Temps

Température ambiante Température réfrigérée

Moment d’apparition et de

disparition de l’activité de

production des amines biogènes

Moment d’apparition et de disparition

de l’activité de production des amines

biogènes

His

tam

ine

Cad

avér

ine

Pu

tres

cin

e

Sp

erm

ine

sper

mid

ine

Tyra

min

e

His

tam

ine

Cad

avér

ine

Pu

tres

cin

e

Sp

erm

ine

sper

mid

ine

Tyra

min

e

H°

+ + + - - - + - - - - -

H3

+ + + + - - + + + + - -

H6

+ + + + + - + + + + - -

H9

+ + + + + + + + + + - -

H24

+ + + + + + + + + + + +

H48

+ - + + + + + - + + + +

H72

+ - + + + + + - - + + +

H96

+ - - - - + + - - - - +

H120

+ - - - - +

H144

+ - - - - -

+ : Présence de bactéries aminogènes - : Absence de bactéries aminogènes

Résultats

65

La figure suivante montre l’aspect macroscopique observé lors de la réalisation de ce test et le

virage du milieu sous ces colonies au violet qui est dû à la production d’amines biogènes.

Figure 34 : Aspect d’une colonie de bactéries aminogènes.

AQUABIOR,2011

B.A

41

DISCUSSION

Discussion

66

5. DISCUSSION

Le poisson subit immédiatement après sa mort un processus naturel de décomposition

qui est le résultat de la superposition de réactions chimiques, enzymatiques et bactériennes

(Aubourg, 2005). La conséquence en est une rapide altération des propriétés organoleptiques,

une réduction de la valeur nutritive et la formation de substances toxiques.

La qualité des produits de la pêche est définie par une série de caractéristiques

impliquant leur composition initiale, leur valeur nutritionnelle, les conditions de capture, de

stockage, de distribution et de commercialisation (Aguilar &Martinez, 2001). Les conditions

de manutention post-mortem influencent directement la fraicheur du produit (Aguilar,

Sanchez & Burgueno, 2000). Les modifications sensorielles affectent l’apparence, la texture,

l’odeur et la flaveur (Adolphe, 2006). Ces dernières s’installent très rapidement après la rigor-

mortis. Les basses températures exercent un effet protecteur sur la préservation de la qualité

organoleptique du poisson. En effet, nous observons un décalage dans le temps dans

l’apparition des signes manifestes de la détérioration de la qualité avec un effet de

préservation en faveur de la réfrigération.

Dans la présente étude, menée sur la sardine (S. pilchardus), le temps du rejet

organoleptique est à 24 H et 72 H, respectivement, à température ambiante et réfrigérée. Des

observations similaires ont été signalées chez la même espèce (Barhoumi, 1980; El Marrakchi

et al., 1990; Ababouch et al., 1996 ; Rouabhi, 2009). L’altération sensorielle s’accompagne

par l’installation progressive d’odeurs désagréables. En effet, la sardine est un poisson gras,

l’hydrolyse induite par les lipases et les phospholipases produit les acides gras qui sont très

insaturés qui feront l’objet d’un rancissement oxydatif responsable de la production de

composés de faibles poids moléculaire, cause de la flaveur désagréable de rancidité

(Burgueno, 2000). La dégradation de l’ATP permet également, la formation d’inosine

monophosphate (IMP), d’ammoniaque (NH3), de disulfure (H2S), d’acetalaldehyde et de

diacetyl responsables du développement d’odeurs désagréable.

L’installation de microorganismes accélère la dégradation du poisson (Gram, 1989 ;

Jorgensen et al., 2000). Cette dernière débute par la disparition de l’odeur de l’algue marine

laissant place à des odeurs aigres ou acides puis aminées ou soufrés enfin, ammoniacale ou

fécale à l’état putride. L’oxyde de triméthylamine (OTMA) inodore est réduit en TMA à

odeur d’ammoniac et en diméthyl amine (DMA) ou MMA et la production de NH3 croit

(Eymard, 2003).

Discussion

67

Durant la conservation à température ambiante et réfrigérée, les résultats montrent une

perte en eau probablement due au fait que les membranes cytoplasmiques du tissu des

poissons perdent leur rôle de barrière. De ce fait, l’accroissement de la concentration des

solutés dans l’espace extracellulaire provoque la sortie de l’eau (osmose) puis son évaporation

(Eymard, 2003). La capacité de rétention de l’eau est liée également à la capacité des

protéines myofibrillaires à conserver leur liaison avec l’H2O (Savage et al., 1990; Bremner,

2002). De plus les poissons gras présentent une forte proportion de muscle brun. Or ce

dernier peut rétrécir jusqu’à 52 % alors que le muscle blanc ne perd que 15 % de sa longuer

(Penfield & Campbell, 1990).

Chez la sardine vivante, le pH du muscle est à 7,2. Après les 2 et 8 premières heures de

la rigor-mortis, il atteint, respectivement, 6,8 et 5,8 (Watabe et al., 1991). La sardine contient

une forte proportion de muscle brun riche en glycogène (Shimizu et al., 1992). L’acidification

du muscle est due en grande partie à la glycogénolyse anaérobie et à la formation d’acide

lactique suite à l’épuisement des réserves d’oxygène des cellules musculaires (Huss, 1986).

Dans la présente étude, les valeurs basses du pH laisse suggérer que la sardine était déjà en

phase de post rigor-mortis (Aguilar et al., 2000). L’augmentation du pH mesurée chez la

sardine à J5 et J7 s’explique par la production de bases volatiles (NH3, TMA et DMA) et par

l’accumulation de peptides et d’amines dans le muscle (El Marrakchi et al., 1990).

Le suivi de l’oxydation des lipides est un outil indispensable dans l’évaluation de la

qualité du poisson (Melton, 1983). Cependant, les produits de l’oxydation des lipides

interagissent rapidement avec d’autres constituants qui ne sont pas sensibles au dosage

(Aubourg et al., 2007). La cinétique de formation des hydroperoxydes dépend du contenu

lipidique. Les espèces à taux lipidique élevé, présentent une augmentation de la concentration

en hydroperoxydes (Undeland et al., 1999). Les résultats enregistrés lors de notre étude

montrent la présence d’hydroperoxydes sur les échantillons frais. En effet, dès la mort de

l’animal, la baisse du pH due à la glycogénolyse représente des conditions favorables pour

initier la peroxydation lipidique. Quel que soit le mode de conservation, le même schéma

évolutif de production d’hydroperoxydes est observé avec un décalage dans le temps en

faveur de la réfrigération. En effet, le froid n’inhibe pas mais ralentit cette production

(Rodriguez, 2008). L’augmentation de la teneur en hydroperoxydes persiste et ne diminue

qu’en fin d’expérience. Il semble que cette période corresponde à la phase de propagation.

Chez la sardine, cette phase est longue en raison du pH post mortem qui est acide, favorisant

Discussion

68

la présence des formes actives de myoglobines (puissant catalyseur de lipoperoxydation pH

dépendante) (Baron & Anderson, 2002) et des ions métalliques.

Lors des premières heures de stockage, la teneur en TBA-rs reste plus ou moins stable

puis augmente jusqu’à la fin de l’expérience. La teneur et la rapidité de la formation des TBA-

rs sont dues au contenu en phospholipides du poisson. Ces substances sont le substrat de

formation des hydroperoxydes, eux-mêmes précurseurs de la formation des substances

réactives à l’acide thiobarbiturique (Ke & Nash, 1977). La perte des antioxydants naturels

durant la période de conservation pourrait contribuer à l’augmentation de l’oxydation

(Turksuban, 2003). Eymard (2003) et Aubourg (2001, 2004) ont montré que l’étude des

hydroperoxydes, des TBA-rs ainsi que l’analyse sensorielle constituent une combinaison

pertinente pour l’évaluation de la qualité du poisson et la formation d’odeur de rance liée

majoritairement aux TBA-rs.

La teneur en protéines totales décroit progressivement et continuellement quel que soit

le mode de conservation. L’effet des enzymes protéolytiques dans la chair de poisson

contribue à dégrader les tissus conduisant au ramollissement du muscle (Chéret, 2005).

L’effet de ces enzymes est contrôlé par des cofacteurs, le pH et la température environnante.

De plus, l’activité protéolytique varie énormément selon l’espèce, le sexe, la saison de pêche,

la période de frai, la maturité sexuelle et d’autres variables (Jiang, 2000). Les principales

protéases, les enzymes lysosomales, les calpaines et les cathépsines D (Hurley et al., 2000)

jouent un role important dans l’évolution de la qualité post-mortem du poisson.

Plusieurs études ont montré l’effet de la température sur le développement des bactéries

impliquées dans l’augmentation de la teneur en ABVT. Nishimoto et al. (1985) rapportent des

valeurs d’ABVT de 30 mg / 100 g de chair pour S. melanostica après 24 heures de

conservation à température ambiante. Erkan et Ozden (2008) trouvent des valeurs de 11,11

mg / 100g et 29,23 mg /100g dans le muscle de sardine (S. pilchardus) conservée,

respectivement, sous glace à J0 et J9. Dans la présente étude, les valeurs de l’ABVT passent

de 3,11 ± 0,93 à 40,52 ± 2,50 et à 46,48 ± 3,94 mg/ 100g, respectivement, à température

ambiante et réfrigérée. Au réfrigérateur, les teneurs en ABVT sont moins élevées que celles

observées à température ambiante. Ceci peut être expliqué par la différence qualitative et

quantitative de la flore microbienne d’altération observée. La limite maximale admissible en

ABVT est limitée à 35mg / 100g de chair de poisson. Au delà le poisson est considéré

impropre à la consommation (El Marrakchi, 1990). Nos échantillons sont donc jugés

Discussion

69

impropres à la consommation à H72 et H120 respectivement à température ambiante et

réfrigérée.

L’altération des poissons est due aux enzymes tissulaires ainsi qu’aux microorganismes.

Ces derniers jouent un rôle très important. De nombreux facteurs conditionnent les modalités

de l’altération microbienne :

Variété de poisson, pH de la chair, richesse en graisse.

Habitat du poisson, type et étendue de la contamination bactérienne.

Conditions de pêche et de stockage : conditionnement en milieu aérobie et

anaérobie pouvant entrainer un écrasement des tissus, présence ou non d’un

étêtage et éviscération, température de stockage,etc…….

L’implantation de germes sur le poisson est responsable du mauvais goût, des

mauvaises odeurs, du surissement, de la coloration / décoloration, de la dégradation et de la

putréfaction du produit. L’altération aboutit souvent à la formation d’amines (TMA,

ABVT…) et d’ammoniaque. Il y a également formation d’H2S, de méthyl mercaptan et

d’autres composés nauséabonds, ainsi que des amines toxiques comme l’histamine formées à

partir d’acide aminé, l’histidine.

Nous avons étudié en premier lieu la flore d’altération qui s’installe dans la chair de

poisson et son évolution dans le temps. L’estimation de la flore mésophile aérobie totale

(FMAT) montre une valeur initiale plus ou moins faible, dans la limite de l’acceptable. La

circulaire du 4 avril 1980 qui commente l’arrêté du 21 Décembre 1979 sur les denrées

d’origine animale éditée par CNERA, propose que la charge de la FMAT soit inférieure à 105

UFC par gramme de chair pour un niveau de qualité acceptable. Nous supposons donc que la

sardine fraiche faisant l’objet de notre analyse répond à ce critère et est donc salubre. Ce

niveau est maintenu jusqu’à H6 pour les deux modes de conservation. Au-delà nos

échantillons dépassent le taux réglementaire et représenteraient un éventuel danger

(Ababouch et al., 1996 et Kakli et al., 2006).

La recherche et la numération des coliformes totaux montrent leur présence dans la

chair de poissons dès le début. Ces bactéries regroupent de nombreuses espèces dont les

animaux constituent des hôtes normaux et représentent 10 % de la flore totale. Ce sont des

contaminants alimentaires très fréquents, se développent de manière très abondante et

dégradent le produit.

Discussion

70

Les Coliformes fécaux, quant à eux, ne peuvent dépasser 10 germes / g de chair selon

l’arrêté du 21 Décembre 1979. Nos échantillons dépassent largement cette limite, et sont donc

impropres à la consommation. Ceci ne correspond pas à ce qui a été observé par Ababouch

(1996) et El Marrakchi (1990). En effet, la croissance de ces bactéries sur nos échantillons est

plus rapide et plus importante. On suppose que la charge initiale du lot retenu pour

l’expérimentation était importante à laquelle s’ajoutent les conditions de stockage et de

manipulation du produit. En effet, l’utilisation de caisses en bois dans un état hygiénique

inadéquat augmente le risque de contamination. Ces caisses sont déjà chargées en germes qui

adhéreront à nos échantillons et fausseront donc l’estimation de la charge initiale. Selon la

réglementation en vigueur en Algérie (janvier, 2010), l’utilisation de caisse en plastique pour

la commercialisation des poissons est obligatoire et ce pour des raisons sanitaire, des

sanctions et des amandes sont prévues pour le non respect de cette loi.

Les Streptocoques sont des germes très répandus dans la nature en raison de leur grande

résistance aux conditions défavorables du milieu (température : 0-50°C, pH 5-9,6 la bile à

40 % et 6,5 % NaCl). Selon Lancefield (1958), ces germes sont moins associés aux

pathogènes que les coliformes fécaux. Nous pensons que les conditions de stockage que nous

avons adoptées au cours de notre expérimentation ne constituent pas des éléments pouvant

ralentir la croissance des streptocoques. Il faut penser à d’autres moyens de transformation et

de traitement des échantillons pour les éliminer. Leur présence dans l’aliment n’indiquera pas

une contamination fécale forcément.

Un certain nombre de germes pathogènes jugés dangereux pour la santé est recherché :

La présence de bactéries sulfito-rédutrices se manifeste aux premières heures de

conservation et restent jusqu’en fin d’expérience. Vu leur caractère de résistance grâce à leurs

spores, ces microorganismes persistent dans l’aliment et sont responsables de production

d’H2S provoquant ainsi une altération organoleptique conséquente. Dans nos échantillons, les

bactéries sulfito-réductrices présentent une faible proportion et augmentent faiblement comme

observé par Huss (1988) chez les poissons. Les groupes prédominants sont S.

putrefaciens et certaines Enterobacteriaceae comme montré par Liston (1992). Le lot est

rejeté si les germes dépassent 10 / g de chair selon le même arrêté du 21 Décembre 1979.

Tous les staphylocoques présents dans les aliments ne sont pas enterotoxinogènes. Ce

n’est que depuis peu que l’on admet le rôle de ces derniers comme germes indicateurs de

contamination humaine, animale ou originelle dans les aliments, crus en particulier. Cette

notion permet donc d’accepter des staphylocoques en petit nombre dans les aliments. Ces

Discussion

71

germes sont naturellement présents sur la peau et les muqueuses des humains et des animaux

avec des charges qui peuvent largement dépasser les 100000 / cm2. Dans les aliments, le

risque devient grand quand leur nombre dépasse cette valeur. D’après les résultats, nos

échantillons ne présentent pas un danger d’ordre sanitaire et ce quel que soit le mode de

conservation.

Les Pseudomonas sont fréquents dans les produits alimentaires et survivent même aux

faibles températures. Ils sont dotés d’activités métaboliques très développées, ont souvent un

pouvoir protéolytique parfois lipolytique et peuvent dégrader des substances très variées. Les

groupes les plus fréquents incriminés dans la détérioration des aliments sont : P. fluoresens, P.

putida, P. ludensis, etc. Ces microorganismes ne sont pas généralement pathogènes pour

l’homme, mais certains peuvent exceptionnellement être associés à des troubles digestifs tel

que P. aerogenosa suspecté dans des gastro-entérites et P. cocovenenans qui produit des

substances toxiques. Par ailleurs, Ababouch (1996) a montré qu’il existe une relation directe

dans la prolifération de ces germes dans la perte de la qualité chez la sardine atlantique (S.

pilchardus).

L’association française de normalisation (AFNOR, 1973) définit un échantillon sain par

absence de salmonelles dans 25 g d’aliment et selon l’arrêté du 21 Décembre 1979 qui impose

l’absence de tout germe pathogène et de ses toxines. Notre échantillon montre la présence de

divers germes, correspondant probablement à différents groupes : Klebsiella, Serratia,

Salmonella, Proteus, Shigella, etc. Pour leur identification, il faudrait passer par une série de

tests biochimiques, immunologiques et moléculaire. Par ailleurs, leur présence dès le début

laisse supposer une matière première déjà contaminée, ce qui présente un réel danger pour le

consommateur. Nos résultats concordent aves ceux trouvés par Gennari (1999) chez S.

pilchardus.

Nous avons isolé des germes dotés d’activité enzymatique d’altération sur les deux lots

d’échantillons conservés en modes ambiant et réfrigéré :

Nous avons noté la présence d’activité lipolytique avec un décalage horaire pour son

apparition, Il semblerait que la réfrigération préserve de la lypolyse. Toutefois, nous

enregistrons un temps de disparition similaire pour les deux modes, on peut éventuellement

émettre l’hypothèse suivante :

Les germes impliqués dans cette activité sont nombreux, nous rencontrons

principalement les Pseudomonas et les Psychrobacter se développant à basse température et

Discussion

72

dotées dans grand pouvoir lipolytique (Macrae, 1975 ; Liston, 1980). Nous supposons, donc,

que l’activité du premier lot est le résultat de la flore présente à l’état initiale tandis que pour

le second, la flore incriminée s’installe probablement au cours du stockage au froid

(contamination croisée), vu le caractère psychrotrophe des germes les plus lipolytiques, nous

supposons qu’ils épuisent leur substrat rapidement et que la disparition de l’activité coïncide

dans le temps pour les deux lots (Shewan, 1960).

Concernant l’activité gélatinolytique, nous notons un décalage horaire pour l’apparition

et la disparition de ce dernier, la réfrigération retarde cette dernière mais sans diminuer de son

pouvoir. La gélatinolyse et la collagénolyse se succèdent dans le temps (Haard, 1992). Ces

deux enzymes attaquent les structures permettant le maintien des liaisons préservant une

bonne texture (Chéret, 2005), cette activité dépend aussi de la matière première qui dépend

elle-même des facteurs biologiques de l’espèce : l’âge, le sexe et aussi de la zone et la saison

de pêche. Les microorganismes protéolytiques présents dans nos échantillons augmentent en

fonction du temps, l’arrêt de cette activité est justifié par l’épuisement de son substrat (Olson,

2003).

L’activité de l’histidine décarboxylase est présente dès le début et jusqu’en fin

d’expérience. En effet, la sardine appartient au groupe des espèces les plus fréquemment

impliquées dans la scombrotoxité due au fait que leur muscle contient une teneur élevée en

histidine libre (Kim et al., 2003). La présence de l’histamine dans le muscle de la sardine

fraiche est un indice de traitement inadéquat des échantillons (mauvaise gestion de la

température lors du stockage ainsi que les conditions hygiéniques inappropriées lors de la

pêche). Les résultats trouvés lors de la présente étude rejoignent ceux montrés par Ababouch

et al., (1996), Pacheco-Aguilar et al.(2000) et Chaouqy & El Marrakchi (2005).

Cette production excessive d’histamine d’origine microbienne est probablement due à la

présence d’un taux élevé d’histidine dans le muscle rouge des poissons, des conditions

optimales de température (26°C) et un pH approprié à la synthèse et l’activité de l’histidine

décarboxylase. Les résultats obtenus lors de l’estimation chimique des teneurs en histamine

viennent consolider ceux obtenus lors de l’analyse microbiologique. Nous avons pu isoler des

bactéries histaminogènes dès les premières heures de conservation et jusqu’en fin

d’expérimentation. Plusieurs études ont montré que la flore productrice d’histamine est

mésophile, et qu’à des températures comprises entre 0 et 20°C, cette production est massive

(Ababouch et al., 1996 ; Bover-Cid, 2005). Cependant, Photobacterium phosphorum et

photobacterium histaminum montrent une activité décarboxylase à +4°C et même à -20°C

Discussion

73

(Okuzumi et al., 1981 ; Fujii et al., 1994). Les bactéries psychrophiles histaminogènes que

l'on connaît conduisent à l'accumulation de grandes quantités d’histamine dans la chair de

poisson (Olofsson et al., 2007), il est préférable de consommer le poisson rapidement après sa

capture, même s'il est conservé sous glace.

CONCLUSION

ET

PERSPECTIVES

Conclusion & Perspectives

74

6. CONCLUSION ET PERSPECTIVES

La présente étude apporte des informations importantes sur les changements sensoriels,

biochimiques et microbiologiques intervenant lors de la conservation de la sardine (S.

pilchardus) en fonction de la durée et de la température.

En conclusion, Le poisson est un système dynamique dans lequel les changements

arrivent dans le pH, la composition nutritive et la microflore au fil du temps. La croissance et

le métabolisme de microorganismes sont les éléments impliqués dans la manifestation de

l’altération sensorielle du produit le rendant peu convenable pour la consommation humaine.

La réfrigération a montré un ralentissement de la dégradation autolytique, l'hydrolyse et

l’oxydation des lipides, la modification du profil protéique et l’altération microbiologique.

La mesure des produits primaires de la peroxydation lipidique notamment les hydroperoxydes

fournirait l’information la plus correcte sur l’intensité de la lipoperoxydation, (Laguerre et al.,

2007). Ceci doit être complété par la quantification des produits secondaires de l’oxydation

des lipides (TBA-rs), composés plus stables, nécessaire pour estimer de façon plus fiable le

niveau d’oxydation des lipides (Eymard, 2003). Néanmoins, il semble que les pics en TBA-rs

enregistrés correspondent à une diminution des hydroperoxydes et à des niveaux d’altérations

sensorielles très avancées chez la sardine.

Selon Sato et al. (1995); Mendes (1999); Özogul et al. (2004) ; Chaouqy & El Marrakchi

(2005), l’absence de corrélation entre accumulation d’histamine et altération organoleptique,

explique que le paramètre de l’histamine est beaucoup plus considéré par les hygiénistes

comme un indice sanitaire qu’un indice fiable d’altération du poisson. De plus, nous

constatons une similitude dans la dynamique de synthèse de l’histamine et des produits de la

peroxydation lipidique, particulièrement les TBA-rs. Selon Uchida et al.(1990), l’histamine

peut induire l’oxydation lipidique et par conséquent le rancissement pendant la transformation

et la conservation du poisson (Mendes, 2009). En effet, il affirme que l'histamine exerce un

effet stimulant sur la peroxydation de l'acide linoléique par le groupement amine et imidazole

de l'histamine.

L’estimation chimique de certains métabolites peut être utilisée comme des indices de

qualité, comparée à des méthodes microbiologiques, longues et coûteuses. Ces indices de

qualité incluent l’estimation de l'azote volatil total, TMA, la dégradation des protéines et

l’hypoxanthine. Les ratios entre des produits de dégradation de l’ATP (valeur K) et les amines

biogènes ont aussi été utilisés pour quelques temps comme des indices de qualité, ces derniers

sont représentatifs qu’en combinant plusieurs métabolites, des propriétés sensorielles et

Conclusion & Perspectives

75

l’analyse microbiologique. L’estimation de la FMAT et les coliformes totaux et fécaux nous

renseignent sur l’état hygiénique de l’échantillon. La recherche de germes pathogènes dans

nos échantillons nous a révélé leur présence due certainement à un défaut d’hygiène tout au

long de la filière de pêche.

Il serait intéressant de se baser sur des dosages de métabolites qui se manifestent sur

l’aspect organoleptique et seront plus facilement perçus par les consommateurs. Le but de ces

travaux vise de proposer des combinaisons faciles à réaliser, peu onéreuses et rapides pour

l’évaluation du niveau d’altération des produits de la pêche : en se basant sur les résultats

enregistrés lors de la présente étude nous pouvons proposer la combinaison incluant l’analyse

sensorielle, dosage des produits d’oxydations lipidique, notamment les produits secondaires,

l’ABVT et une estimation de la charge microbienne.

La recherche de germes pathogènes ne se fera que si l’aliment est incriminé dans une

intoxication alimentaire pour l’éliminer du marché.

Pour compléter cette étude, il serait intéressant de :

Quantifier le substrat des amino-acides adécarboxylases des bactéries aminogènes, et

l’établissement du profil en acides aminés libres présents dans le muscle et son suivi

dans le temps.

Suivre la cinétique de production des autres amines biogènes (cadaverine, putrescine,

spermine, spermidine, tyramine, tryptamine) et les microorganismes responsables de

leur production.

Approfondir cette étude par l’identification moléculaire des souches histaminogènes

isolées lors du présent travail et tester leur capacité à produire l’histamine sur milieu

liquide et doser cette dernière par techniques chromatographiques.

Compléter l’étude sur les activités gélatinase et collagénase par une étude chimique

des produits correspondant.

Etudier le rôle des microorganismes dans la dégradation des phospholipides.

Penser à la formation professionnelle des pêcheurs. En effet, il faudrait procéder à une

sensibilisation ciblée sur les dysfonctionnements et ce qu’ils peuvent engendrer sur le

plan sanitaire, multiplier les systèmes et les fréquences de contrôles, unifier

l'application des dispositions réglementaires et imposer la possession d'une traçabilité

de la production.

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ANNEXES

Annexe

94

8. ANNEXES

Annexe I : Composition des milieux de culture en microbiologie

La composition donnée est pour un volume final d'un litre et l’autoclavage se fait à 121°C

pendant 20 minutes:

Milieu PCA

Peptone 5,0 g

Extrait de levure 2,5 g

Glucose 1,0 g

Agar 15,0 g

pH = 7

Milieu BCPL

Peptone 5,0 g

Extrait de viande de bœuf 3,0 g

Lactose 10,0 g

Pourpre de bromocrésol 25 mg

pH = 6,8

Milieu Schubert

Tryptone 12 g

Tryptophane 1 g

Mannitol 9 g

Bile de boeuf déshydratée 25 g

Chlorure de sodium 5 g

Phosphate monopotassique 1,5 g

Phosphate di-potassique 3,5 g

Lauryl-sulfate de sodium 0,2 g

pH = 7

http://fr.wikipedia.org/wiki/Glucose

http://fr.wikipedia.org/wiki/Peptone

http://fr.wikipedia.org/wiki/Extrait_de_viande

http://fr.wikipedia.org/wiki/Lactose

Annexe

95

Milieu Rothe S/C

Peptone 20,0 g

Glucose 5,0 g

Azide 0,2 g

NaCl 5,0 g

Hydrogénophosphate de potassium 2,7 g

Dihydrogénophosphate de potassium 2,7 g

pH = 6,8

Milieu Eva- Litzky

Peptone 20,0 g

Glucose 5,0 g

Azide 0,2 g

Ethyl-violet 0,5 g

NaCl 5,0 g


Dihydrogénophosphate de potassium 2,7 g

pH= 6,8

Milieu gélose viande-foie

base viande foie 30,0 g

glucose 2,0 g

agar 6,0 g

pH = 7,4


http://fr.wikipedia.org/wiki/Azide

http://fr.wikipedia.org/wiki/NaCl

http://fr.wikipedia.org/w/index.php?title=Hydrog%C3%A9nophosphate_de_potassium&action=edit&redlink=1

http://fr.wikipedia.org/w/index.php?title=Dihydrog%C3%A9nophosphate_de_potassium&action=edit&redlink=1



http://fr.wikipedia.org/wiki/Azide

http://fr.wikipedia.org/w/index.php?title=%C3%89thyl-violet&action=edit&redlink=1

http://fr.wikipedia.org/wiki/NaCl

http://fr.wikipedia.org/w/index.php?title=Hydrog%C3%A9nophosphate_de_potassium&action=edit&redlink=1

http://fr.wikipedia.org/w/index.php?title=Dihydrog%C3%A9nophosphate_de_potassium&action=edit&redlink=1

http://fr.wikipedia.org/wiki/Potentiel_hydrog%C3%A8ne


Annexe

96

Milieu Chapman

Peptone 10,0 g

Extrait de viande de bœuf 1,0 g

Chlorure de sodium 75,0 g

Mannitol 10,0 g

Rouge de phénol 0,025 g

Agar-Agar 15,0 g

pH = 7,4

Milieu bouillon sélinite

Tryptone 5g

Lactose 4g

Sélénite 4g

Hydrogénosélénite de sodium 4,0g

pH=7

Milieu Salmonelle-Shigelle

Peptone 5,0 g

Extrait de viande 5,0 g

Lactose 10,0 g

Citrate de sodium 10,0 g

Citrate de fer III 1,0 g

Sels biliaires 8,5 g

Vert brillant 3,3 mg

Rouge neuter 25 mg

Thiosulfate de sodium 8,5 g

Agar 12,0 g

pH = 7,3 (il faut dissoudre ce milieu par ébullition et ne pas l’autoclaver)



http://fr.wikipedia.org/wiki/Chlorure_de_sodium

http://fr.wikipedia.org/wiki/Mannitol

http://fr.wikipedia.org/wiki/Rouge_de_ph%C3%A9nol

http://fr.wikipedia.org/wiki/Agar-agar


http://fr.wikipedia.org/wiki/Lactose

http://fr.wikipedia.org/wiki/Citrate

http://fr.wikipedia.org/wiki/Sodium

http://fr.wikipedia.org/wiki/Fer


Annexe

97

Milieu King A

Peptone dite 20,0 g

Glycérol 10,0 g

Sulfate de potassium 10,0 g

Chlorure de magnésium 1,4 g

Agar purifié 12,0 g

pH = 7,2

Milieu King B

Peptone 20,0 g

Glycérol 10,0 g


Sulfate de magnésium heptahydraté 1,5 g

Agar 12,0 g

pH = 7,2

Gélose nutritive

Extrait de viande 1,0g

Extrait de levure 2.5g

Peptone 5,0g

Chlorure de sodium 5,0g

Agar 15,0g

pH = 7,0


http://fr.wikipedia.org/wiki/Glyc%C3%A9rol

http://fr.wikipedia.org/wiki/Sulfate

http://fr.wikipedia.org/wiki/Potassium

http://fr.wikipedia.org/wiki/Chlorure

http://fr.wikipedia.org/wiki/Magn%C3%A9sium




http://fr.wikipedia.org/wiki/Levure


http://fr.wikipedia.org/wiki/Chlorure_de_sodium



Annexe

98

Milieu sélectif pour les bactéries aminogènes

Tryptone 5 g

Extrait de levure 5 g

Extrait de viande 5 g

Chlorure de sodium 2,5 g

Glucose 5 g

Tween 80 1g

MgSO4 0,2 g

MnSO4 0,05 g

FeSO4 0,04 g

Citrate d’ammonium 2 g

Thiamine 0,01g

K2PO4 2 g

CaCO3 0,1 g

Pyridoxal phosphate 0,05 g

Acide aminé 10 g

Pourpre de crésol 0,06 g

Agar 20 g

pH=5,3

Réactif de Frazier

Chlorure de sodium 67,0g

Qsp d’eau 100 ml

Annexe

99

Annexe II

Barème de cotation de la fraicheur selon directives du codex alimentarius pour l’évaluation

organoleptique au laboratoire du poisson, mollusques et crustacés (CAC/GL 31-1999)

E A B C

Peau

Pigmentation

vive et

chatoyante (sauf

pour les

sébastes) ou

opalescente, pas

de décoloration

Pigmentation

vive mais sans

lustre ; très

légère

décoloration

Pigmentation

terne en voie de

décoloration

Pigmentation

terne décolorée

grisâtre

Mucus cutané

Aqueux,

transparent Laiteux

Gris jaunâtre et

un peu

grumeleux

Brun jaunâtre

très grumeleux

et épais

Œil

Convexe

(bombé)

Pupille noire

Brillante,

transparente

Pupille

légèrement

opaque, cornée

opalescente

Légèrement

concave, pupille

grise cornée

opaque

Très concave

pupille grise

décoloré,

opaque

Branchies

Rouge foncé ou

rouge brillante

mucus

transparent

Rouge au rose :

mucus

légèrement

opaque

Brun/ gris se

décolorant :

mucus opaque et

épais

Brun ou

décoloré :

mucus jaunâtre

et grumeleux

Péritoines

Lissé, brillant et

difficile à

détacher de la

chair

Un peu terni,

difficile à

détacher de la

chair

Grumeleux se

détachant assez

facilement de la

chair

Grumeleux se

détachant très

facilement de la

chair

odeur

Fraiche, d’algue

marine de fruit

de mer

Absence

d’odeur : neutre

ou légèrement

douceâtre

Fermenté :

légèrement aigre

Aigre,

ammoniaque,

putride

Annexe

100

Annexe III

Exemple de formulaire d’évaluation :

Paramètre de qualité Caractéristiques Classement

Peau Aspect de surface

0

1

2

3

Brillant luisant

Cireux, perte d’éclat

Terne, décoloration

Terne, râpeux

Mucus

0

1

2

3

Transparent

Laiteux

Gris jaunâtre

Brun jaunâtre

Rigidité 0

1 Ferme

Mou

Chair Rigidité 0

1 Rigor

Post-rigor

Yeux Clarté

0

1

2

Cornée translucide

Cornée opalescente

Cornée opaque

Forme de la pupille

0

1

2

Convexe

Plane

Concave

Branchies Couleur

0

1

2

Rouge vif

Rose

Pâle / décoloré

Odeur

0

1

2

3

Frais / algues

Douteux

Pas frais

Gâté

Mucus

0

1

2

Absent

Modéré

Excessif

Couleur de la chair Surfaces découverte

0

1

2

Translucide

Gris

Brun-jaune

Sang Dans la coupe de la

gorge

0

1

2

Rouge

Rouge foncé

Brun

Total des notes

Annexe

101

Annexe IV

Méthodes de dosage des amines biogènes dans la chair de poisson

Méthode Principe de la

méthode

Seuil de

détection

Avantages Inconvénients

Méthodes

biologiques :

- Contraction de

l’iléon de

cobaye

- Injection au

cobaye

-Test Daphnies

Mise en évidence

d’effet physiologique

de l’histamine sur un

organe ou un

organisme vivant.

Simplicité et rapidité de

la réalisation

Faible coût

Résultats semi-quantitatif

Sensibilité variable

Chromatographi

e sur couche

mince

Extraction de l’amine

et migration sur phase

solide

Visualisation par

méthode

colorimétrique

2 à 5 mg

d’histamine

pour 100g

d’échantillon

selon les

méthodes

Simplicité et rapidité

couramment utilisée en

dosage de routine

Résultat semi-quantitatif

ou quantitatif si couplage à

une autre méthode

Spécificité passable

Chromatographi

e par colonne

échangeuse

d’ions

Extraction de l’amine

par échaude d’ions

Visualisation et dosage

après réaction

colorimétrique

De l’ordre

du mg pour

100g

Simplicité et rapidité

Spécificité meilleure que

lors de l’utilisation de la

CCM

Utilisable en dosage

d’expertise

Dosage d’une seule amine

seulement

Méthode

enzymatiqque

Oxydation de

l’histamine par DAO

Dosage colorimétrique

ou volumétrique

1 -2 mg

/100g

Simplicité, rapidité,

faible coût, bonne

sensibilité et spécificité

et utilisable pour des

contrôles de routine

Fluorimétrie Couplage de l’amine à

un réactif donnant un

composé fluorescent

associé à une méthode

de chromatographie

Dépend de la

méthode de

chromatogra

phie

employée

Simplicité, spécificité

variable (dépend du

réactif fluorogène utilisé)

Nécessité d’un

appareillage sophistiqué

Chromatographi

e en phase

liquide

Migration des amines

sur phase mobile avant

ou après la formation

de composés

fluorescents

<1mg/ 1 kg

soit 1 ppm

Simplicité, sensibilité,

spécificité, plusieurs

amines peuvent être

séparées et dosées en

même temps, utilisable

Nécessité un appareillage

sophistiqué

Annexe

102

lors d’expertise

Chromatographi

e en phase

gazeuse

Conversion de l’amine

en composés volatil

Méthode rarement

employée

Méthodes radio-

enzymatique

Détection d’un

composé radio-actif

après alkylation

enzymatique de

l’amine

De l’ordre

de 1ng/ml

Dosage avec une grande

précision

Emploi de radio-isotope

Méthode

immunologique

Fixation de l’amine à

un anticorps

monoclonal

Dosage immuno-

enzymatique ou radio-

immunologique

De 0.1 à

2ng/ml

d’échantillon

Simplicité et spécifité

Electrophorèse

sur capillaire

Migration de l’amine

entre deux électrodes et

détection dans le

spectre UV

1ppm Simplicité, spécificité et

sensibilité

Nécessite un appareillage

sophistiqué

spectrophotomét

rie

Mesure de la densité

optique après couplage

de l’amine au

diazonium

1mg/100g Spécificité variable et

risque de faux négatifs

Annexe

103

Annexe V

Mise en évidence des réactions substrat / réactif

A : Réaction des hydroperoxydes avec le réactif FOX 2.

B : Formation d’un complexe rose entre le M.D.A et le T.B.A-rs.

C : Réaction des protéines avec le réactif de Brad ford

D : Réaction de l’histamine avec le réactif p-phenyldiazonium sulfonate.

T : Témoin

AQUABIOR, 2011

T C


T T

B A

T C


Présentée par - univ-oran1.dz · recommended to store the samples in low-temperature s to protect...

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