Manual de parasitologia general2
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UNIVERSIDAD VERACRUZANA FACULTAD DE BIOANÁLISIS “Manual de Prácticas de Laboratorio de Parasitología General” Manual de Parasitología General 0
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MANUAL DE PARASITOLOGIA
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UNIVERSIDAD VERACRUZANA
FACULTAD DE BIOANÁLISIS
“Manual de Prácticas de
Laboratorio de
Parasitología General”
Manual de Parasitología General 0
INTRODUCCIÒN
La implantación del Nuevo Modelo Educativo en la Facultad de Bioanálisis genero la
reestructuración del plan de estudios en un sistema de créditos, con Experiencias
Educativas ubicadas en 4 áreas de formación, un gran porcentaje de estas
Experiencias Educativas incluyen horas paralelas donde los alumnos llevan a cabo
prácticas que fortalecen sus conocimientos, habilidades y actitudes, para lo cual es
necesario contar con manuales que guíen las actividades de los alumnos dentro de
los laboratorios.
Actualmente la Facultad de Bioanálisis con base al nuevo modelo educativo integral
y flexible (MEIF) cuenta con el registro de un manual de prácticas de laboratorio de
Parasitología Clínica; por ello la necesidad de realizar un Manual de Parasitología
General que le va a permitir al alumno contar con material bibliográfico actualizado,
en el cuál obtendrá noción sobre la microunidad de competencia y generalidades de
la práctica a realizar, así como la importancia de cada una de ellas; ayudará a
identificar la morfología de los parásitos , siendo ético, responsable y cuidadoso en la
selección de métodos para coadyuvar en el diagnostico clínico oportuno de estas
enfermedades.
Su contenido presenta contribuciones fundamentales a su formación “QUÍMICO CLÍNICO”, se conforma de 10 prácticas de laboratorio con listado de referencia
bibliográficas. Cada unidad abarcara temas generales como miscelánea de reactivos
de cada método.
La experiencia educativa Parasitología general se encuentra en el área disciplinar
de la carrera de “QUIMICA CLINICA” cuenta con 3 horas teóricas y 2 de práctica,
con un total de 8 créditos basado en el programa de dicha experiencia educativa del
Nuevo Modelo Educativo Integral y Flexible.
Es importante señalar que un manual de prácticas es un documento que contiene la
descripción de los procedimientos que deben seguirse en la realización de las
actividades del alumno dentro del laboratorio.
Manual de Parasitología General 1
Se conforma de generalidades, técnica o procedimiento, material y método, así como
el equipo a utilizar y cualquier otro dato que pueda auxiliar al correcto desarrollo de
cada práctica.
En él se encuentra la información básica referente a cada procedimiento, el cual
aumenta la eficiencia de los alumnos.
Cada práctica de laboratorio esta estructurada de la siguiente manera:
Número y nombre de la práctica
Microunidad de Competencia
Generalidades
Material
Técnica
Observaciones (Datos del Parásito)
Cuestionario
Bibliografías
Este manual introduce al alumno en el campo de la parasitología general, abordando
desde los puntos pedagógicos, científicos y de distintos ángulos, los conceptos
actuales para obtener un mejor entendimiento en lo relacionado a las enfermedades
parasitarias que son tan frecuentes en nuestra región.
Debido a la situación geográfica en áreas como en las que nos encontramos
(tropical y subtropical) y el desarrollo socioeconómico deficiente favorece a tener una
prevalencia parasitaria elevada.
REGLAMENTO DEL DEPARTAMENTO DE LABORATORIOS U.C.S. XALAPA.
Manual de Parasitología General 2
DISPOSICIONES GENERALES1.- El responsable de cada práctica es el maestro.
2.- No se permite a los alumnos trabajar en los laboratorios sin la presencia del
maestro.
3.- El equipo de protección personal dentro de los laboratorios y en los anexos de los
laboratorios será:
Alumnos: Bata de algodón 100 %, de manga larga
Lentes de seguridad durante todo el tiempo que dure la práctica. En caso de
lentes graduados, que sean de cristal duro inastillable y uso de protectores
laterales.
El pelo recogido en las prácticas que se utilice mechero
Guantes en caso de que la práctica lo exija, a criterio del maestro.
Toalla o lienzo de algodón.
Profesor: Bata de algodón 100 %, de manga larga
Lentes de seguridad durante todo el tiempo que dure la práctica. En caso de
lentes graduados, que sean de cristal duro inastillable y uso de protectores
laterales.
El pelo recogido en las prácticas que se utilice mechero.
LOS SERVICIOS4.- El departamento de laboratorios de la unidad de ciencias de la salud prestara los
servicios a usuarios de conformidad a las siguientes normas:
Los C.C. catedráticos deberán: Respetar sus horarios de entrada y salida.
Permanecer dentro del laboratorio mientras haya alumnos trabajando.
Solicitar con anticipación su material de trabajo, por escrito en las hojas
especiales que para ello existen, con un mínimo tiempo de 48 hrs. hábiles. Las
hojas de pedido se les proporcionaran en los laboratorios.
Manual de Parasitología General 3
Enseñar oportunamente a los alumnos el manejo y cuidado del material,
reactivos y equipo que utilicen en la practica.
Informar a los alumnos sobre el manejo de residuos peligrosos biológico
infecciosos.
Los alumnos: Deberán solicitar el material y equipo mediante un vale debidamente
requisitado, con especificaciones de cada pieza. El alumno que reciba el
material, entregará su credencial vigente, revisando con cuidado el material en
presencia del laboratorista. En caso de ruptura o pérdida del material, se
conservara en el laboratorio su credencial hasta que el material sea repuesto.
Se debe de entregar el material limpio al término de la práctica.
Dejar limpias las mesas de trabajo de los laboratorios.
Depositar los desechos químicos generados en el recipiente que corresponda,
según instrucciones del maestro.
Deben de conservar las tarjas de los laboratorios libres de toda basura
(algodón, papeles o desechos de cualquier clase).
Separaran adecuadamente los residuos biológicos infecciosos para ser
depositados ya sea en bolsas o en contenedores rígidos, según sea el caso.
NORMAS DE COMPORTAMIENTO 5.- Los usuarios deberán abstenerse de dejar, en el lugar de trabajo, cosas de valor a
la vista y cerrar las puertas de los cubículos y laboratorios.
6.- Para trabajar en el laboratorio es necesario que los estudiantes y personal
académico utilicen bata y lentes de seguridad.
7.- Durante el desarrollo de las prácticas queda estrictamente prohibido la entrada de
personas ajenas al grupo.
8.- En los laboratorios queda prohibido.
Fumar
Consumir alimentos
Jugar
Manual de Parasitología General 4
Provocar desordenes
El uso de zapatos abiertos (huaraches)
9.- Las tomas de agua y de gas deben mantenerse siempre cerradas cuando no se
estén utilizando.
10.- Queda prohibido pipetear con la boca.
11.- No probar, oler ni tocar con las manos ningún producto químico.
12.- El trabajo con sustancias toxicas y volátiles deberá efectuarse dentro de la
campana de extracción de gases.
13.- Antes de desecharse cultivos de microorganismos o muestras biológicas se
deberán inactivar.
14.- Cualquier derrame de muestras biológicas deberá ser comunicado al profesor,
quien supervisara el proceso de descontaminación del área.
15.- La recolección de muestras de sangre se realizara con seguridad, por lo cual
quienes la toman deberán:
Revisar sus manos en busca de cortes, raspaduras u otras lesiones cutáneas
Colocarse los guantes
Procurar no contaminar las manos mientras se extrae la sangre
Lavar las manos con agua y jabón inmediatamente después de cualquier
accidente de contaminación con sangre.
Colocar las jeringas y agujas en los recipientes adecuados
En caso de pinchazo o cortada lavar la herida con agua y jabón.
16.- Cuando se maneje material contaminado, infecciosos o toxico por contacto, se
deberán usar guantes y seguir las siguientes normas:
Se deben evitar usar joyas en el laboratorio.
Cuando se termine el trabajo se deberán lavar las manos con agua y jabón.
Desechar los guantes
No tocar con las manos enguantadas los ojos, la nariz, otras mucosas ni la
piel descubierta.
No abandonar el lugar de trabajo ni pasear por el laboratorio o pasillo con los
guantes puestos.
Manual de Parasitología General 5
Mantener el laboratorio limpio y ordenado, evitando la presencia de material y
equipo que no tenga relación con el trabajo.
Nunca pipetear líquidos con la boca
SANCIONES:17.-En caso de ruptura o perdida de material, se conservará en los laboratorios la
credencial del alumno hasta que sea repuesto.
18.- Las personas a quienes se les sorprenda haciendo mal uso de equipos,
materiales, instalaciones, serán sancionados conforme a la Legislación Universitaria,
según la gravedad de la falta cometida.
19.- En el caso de los alumnos, las sanciones aplicables serán las que decida el H
Consejo Técnico, conforme a las disposiciones de la Legislación Universitaria.
Materia fecalHeces
Manual de Parasitología General 6
El examen de las heces comprende dos grandes capítulos de la investigación
analítica clínica: la coprología Químico Funcional y la Coproparasitología
La investigación comprende los siguientes puntos:
Recolección
Caracteres organolépticos Macroscópicos como:
CantidadVaría según la alimentación: con régimen cárnico, de 50 a 100 g/24 h; con régimen
vegetariano, de 250 a 400 g; finalmente, en régimen mixto, de 100 a 200 g. Todo ello
por día y en una sola deposición. Se puede definir la diarrea, dejando a un lado otras
muchas definiciones, como la eliminación fecal que excede los 200 g por día, cuando
el contenido de la dieta en fibras es bajo. El agua es el principal componente, siendo
su contenido de aproximadamente un 65 %.
ConsistenciaNormalmente es pastosa-dura. Puede modificarse en distintas circunstancias.
En las diarreas la consistencia es líquida, en cantidad abundante cuando se deben a
patología intestino delgado y mucosas si proceden del intestino grueso. Las
deposiciones semiblandas indican un tránsito rápido por el intestino delgado o son
propias de las afecciones pancreáticas o biliares. En el estreñimiento son duras, en
forma de grandes bolos. Las deposiciones caprinas son propias de los estados
espásticos acentuados.
ColorPardo. Durante la lactancia, amarillo. Se tornan verdes por la acción del aire en la
lactancia natural. Son oscuras si contienen gran cantidad de pigmentos biliares
(descargas biliares e ictericia hemolítica); pero son aún más oscuras y de aspecto
alquitranado cuando contienen sangre de procedencia alta (si la sangre es de
procedencia baja, es de color rojo y no bien mezclada) y en pacientes en tratamiento
con sales de hierro. De color amarillo pardo, pero con gran contenido en grasa, en
las esteatorreas de origen pancreático (conteniendo pigmentos biliares). El color
verde es propio de las diarreas de fermentación del niño.
Moco
Manual de Parasitología General 7
Su presencia en las heces es propia de los estados inflamatorios (enteritis y Colitis),
pero también se presenta en el síndrome de intestino irritable, en el que no hay
inflamación.
PusSe presenta en pequeñas cantidades en la enteritis y colitis de cualquier etiología.
Pero la presencia brusca de pus abundante es indicio de la evacuación a la luz
intestinal de un absceso próximo (perirrectales, prostáticos, piosálpinx, etc.).
SangreMuy frecuente en la enteritis y la colitis, parece en cantidades pequeñas y mezclada
con moco-pus. Si procede de las porciones altas del intestino se presenta bien
mezclada con las heces y suele ser negruzca, aun cuando puede persistir roja si el
tránsito intestinal ha sido muy rápido. Si la sangre va mal mezclada con las heces
sugiere una procedencia baja. En ausencia de enteritis o colitis o, en general, de
cualquier infección intestinal, la presencia de sangre hará sospechar una lesión de la
mucosa (úlcera, tumor, angiodisplasia, etc.) o también en una enfermedad
hemorrágica. Debe practicarse siempre un análisis de sangre (tiempos de
hemorragia, coagulación, protrombina y tromboplastina y plaquetas). En los casos en
que existe la sospecha de pérdida de sangre a nivel gastrointestinal distal (p.e.
anemia ferropénica en el anciano), pero no se obtienen datos macroscópicos de la
misma es conveniente su detección mediante el estudio de sangre oculta en heces
(prueba del guayaco) o el empleo de hematíes marcados, con resultados positivos
cuando su volumen es de 0,1 ml/min o superior.
Examen Microscópico
Consistencia:
Acuosa
Blanda
Pastosa
Dura
Ejemplos
Agua de arroz
Manual de Parasitología General 8
Cólera
Puré de lentejas Tifoidea
Papilla Insuficiencia gástrica
Pegajosa Esteatorrea origen biliar, pancreático
Pegajosa oscura Melenas
Pastosa espumosa Dispepsia
Restos gruesos de alimentos Insuficiencia pancreática
ColorLa coloración parda habitual se debe a urobilina y estercobilina, el color es según el
alimento.
Lactantes – Amarillo canario
Carnívoros – Castaño oscuro (Café)
Vegetariano – Verdoso
Pan o Papas – Amarillentas
Blanco grisáceo (ceniza): - Ictericia Obstructiva
- Hepatitis
- Ingestión de Bario
(peptobismol)
Amarillentas con matices: - Esteatorrea
- Diarreas de fermentación
- Insuficiencia pancreática
Parásitos: Macros y microscópicos Células: epiteliales – Irritación
Manual de Parasitología General 9
Leucocitos: se observan colocando una gota de ácido acético al 10% más una
gota de materia fecal. Su presencia indica infección bacteriana.
Si hay más de 10 por campo, hacer un diferencial.
Mayor cantidad de Neutrófilos (Polimorfo nucleares) la infección es causada por
bacterias. Si hay mayor cantidad de no segmentados la infección es viral
Cristales:• Oxalato de Calcio – Normal y aumentada, su presencia en insuficiencia
gástrica
• De colesterol – Cálculos vesiculares hematoidina – agujas amarillas, se
presentan en grupos, aparecen después de hemorragias.
• Charcot-Leyden – Amibiasis, I. belli
Grasa Tránsito acelerado.
Deficiencia enzimatica.
Deficiencia en absorción.
Metodología por el Laboratorio Clínico.
Grasas neutras – teñidas con Sudán III (gotas anaranjadas), más de 60
gotas indican esteatorrea
Síndrome de mala absorciónDefiniciónEs la dificultad en la digestión o absorción de los nutrientes de las substancias
alimenticias.
Típicamente, la mal absorción puede ser la insuficiencia para absorber azúcares,
grasas y proteínas específicas u otros nutrientes (tales como las vitaminas) o una
mal absorción inespecífica general de los alimentos.
La mala absorción puede ir acompañada de:
Diarrea
Hinchazón o cólicos
Retraso del crecimiento
Deposiciones difíciles y frecuentes
Manual de Parasitología General 10
Debilitamiento muscular
Distensión abdominal
Causas Fibrosis quística
Intolerancia a la lactosa
Enfermedad celíaca (enteropatía inducida por gluten)
Enfermedad de whipple (distrofia por medicamentos)
Intolerancia a la lacto albúmina bovina (proteína de la leche de vaca)
Intolerancia a la proteína de la leche de soya
Acrodermatitis enteropática que causa la mala absorción del Zinc
Mal absorción de vitamina B-12
Parásitos
Características macroscópicas Olor : ácido
Color: Claro
Consistencia: de pastosa a liquida
Cantidad: abundantes
Flotabilidad de las heces
Presencia de grasa (gotas oleosas).
Recolección, manejo y conservación de productos biológicos(Control de calidad)
Manual de Parasitología General 11
Generalidades. En el manejo de los productos biológicos es donde va a radicar el éxito o el fracaso
de un diagnóstico en enfermedades parasitarias. Es necesario seguir ciertos
lineamientos preestablecidos para cada producto. Un portaobjetos desengrasado
insuficientemente, dará por resultado un frote sanguíneo defectuoso, con el que
difícilmente se haría un diagnóstico adecuado. Una materia fecal recolectada con
orina, destruye los embriones de Necator, lo que hace fracasar un examen posterior
como el desarrollo de larvas F, en el cultivo de Harada-Mori (1955) para la obtención
de larvas.
En suma, las muestras mal recolectadas, inadecuadamente conservadas y con
mucho tiempo después de haber sido obtenidas, no servirán para observaciones y
estudios posteriores, e inclusive pueden conducir a resultados erróneos o falsos.
Recolección. La obtención de la materia fecal se puede hacer de diferentes
maneras; la más frecuente es por la expulsión natural. La segunda se puede obtener
con purgantes y la otra es de qué se toma por medio de la cucharilla rectal. La que
se utiliza con mayor frecuencia es la primera, la segunda se utiliza en casos muy
especiales como en amebosis intestinal crónica y en estrongiloidosis; Finalmente, la
toma con cucharilla rectal se utiliza en los lactantes. Las muestras serán seriadas en
tres días consecutivos, salvo otras indicaciones
Manejo. Se deben utilizar frascos limpios de boca ancha, se evitará la contaminación
con tierra, agua u orina. Los frascos se guardarán en lugares frescos, pues el calor
acelera los fenómenos de fermentación y con frío se pueden destruir los quistes y
trofozoítos de protozoos (Goldman y Johnson, 1950; Chang, 1955); deberán
etiquetarse con el nombre de la persona, edad, sexo, fecha, de preferencia, hora de
expulsión de las heces.
Conservación. Los conservadores pueden ser físicos o químicos. Los medios
físicos, son las temperaturas bajas, de 10º C que es la temperatura del refrigerador;
Manual de Parasitología General 12
se utilizan sobre todo para heces formadas, las cuales incluso pueden llegar a
examinarse 24 y hasta 48 horas después de evacuadas, lo que no sucede con las
heces diarreicas, que deben examinarse en un plazo no mayor de una hora y no
deberán refrigerarse.
Los medios químicos permiten la conservación de las muestras durante un tiempo
mayor, sin correr el riesgo de que las formas parasitarias se deformen o destruyan.
En seguida se anotan algunos de los más usados:
Conservadores y preservadores Solución de formalina* al 10 %.
Solución de formalina al 5%.
Solución de merthiolate-yodo-formaldehído (MIF).
Fijador de fenol alcohol y formol (PAF)
Práctica No. 1Microscopía
Manual de Parasitología General 13
Microunidad de competencia:El alumno comprenderá los procedimientos experimentales de muestras biológicas
de forma responsable, para su observación a nivel microscópico siendo cuidadoso.
Generalidades:
Sirve para ampliar las imágenes de objetos muy pequeños, tiene un sistema de
iluminación para poder visualizar el objeto y de un sistema de lentes para aumentar
la imagen. El microscopio es un aparato frecuentemente utilizado en el laboratorio de
diagnostico clínico para observar de células microorganismos, etc. Uno de los
instrumentos más valiosos para el parasitólogo es el microscopio y continuación se
indicaran algunas reglas simples para mantener los aparatos en buen estado y, por
consiguiente que brinden el auxilio necesario con resultados óptimos.
La calibración del microscopio, le permitirá hacer mediciones de las estructuras que
observe, lo que le facilitará el diferenciar e identificar células, parásitos y otras
estructuras.
La calibración consiste en la determinar los coeficientes micrométricos para cada uno
de los objetivos de manera que cuando se necesitan saber el tamaño de una célula,
se establezca el número de subdivisiones con la escala micrométrica que al
multiplicarse por el factor del objetivo se determine el tamaño de la misma en micras.
Material
Manual de Parasitología General 14
micrómetro ocular
cámara de Neubauer
Técnica:Instructivo para la calibración del microscopio con el micrómetro ocular:
a) descripción de la escala de la cámara de Neubauer:
En la cámara de Neubauer hay cuatro secciones marcadas con una L, donde se
cuentan los leucocitos y una zona central donde recuentan los eritrocitos. En la
figura 1 se señala el tamaño de los diferentes cuadros. El cuadro central de la
cámara es la zona de cuenta de eritrocitos, en esta cuadricula mide 1mm (1000
micras como lo indica la figura 1)
Figura 1.
La cuadricula para cuenta de eritrocitos esta dividida en 5 x 5 cuadros y cada una
mide 0.2 mm ó 200 micras. A su vez cada cuadro está dividido en 4 x 4 cuadros y
cada uno mide 0.05 mm ó 50 micras; a partir de ellos se obtienen los coeficientes
micrométricos (C.M).
b) DESCRIPCIÓN DE LA ESCALA DEL MICROMETRO OCULARLa escala del micrómetro ocular tiene 10 divisiones grandes del mismo tamaño, de
las cuales de la segunda a la sexta presentan 5 subdivisiones iguales.
Para medir una estructura, esta se hará coincidir dentro de la escala, contabilizando
las divisiones grandes como cinco y las pequeñas como uno.
Manual de Parasitología General 15
Mide 100 micrómetros
DETERMINACIÓN DE LOS COEFICIENTES MICROMETRÍCOS Se deben establecer los coeficientes micrométricos de cada objetivo (10X, 40X, y
100X).
Colocar el micrómetro ocular en el orificio izquierdo del microscopio, la cámara de
Neubauer en la platina, enfocar con el objetivo de 10X y centrar en el campo la
cuadrícula de eritrocitos.
Hacer coincidir la escala del micrómetro ocular en la línea media de la cuadricula
para hacer cuenta de eritrocitos.
Buscar donde una de las divisiones de la escala del micrómetro coincida con el borde
de un cuadro de la cámara de Neubauer y establecer los coeficientes micrométricos
(C.M)
Manual de Parasitología General 16
MEDICIÓN DE ESTRUCTURAS MICROSCÓPICASPara determinar el tamaño de una estructura microscópica se deberá hacer coincidir
la estructura, en la escala del micrómetro ocular, moviendo la platina.
Una vez que coincida el borde izquierdo de la estructura con una línea, establecer el
número de subdivisiones que abarca, contabilizando como 5 las que no tienen
subdivisiones y como uno cada uno de las mismas.
Calcular la medida de la estructura, en micrómetros, multiplicando el número de
subdivisiones por el coeficiente micrométrico del objetivo correspondiente.
Manual de Parasitología General 17
Cuestionario1. ¿Cuál es la finalidad de la utilización de la micrometría en parasitología?
______________________________________________________________
______________________________________________________________
2. Menciona ventajas y desventajas del uso de la micrometría
______________________________________________________________
______________________________________________________________
3. ¿Cómo calculamos la micrometría del objetivo de inmersión?
______________________________________________________________
______________________________________________________________
Bibliografía: 1. http://equipo1.files.wordpress.com/2007/10/dsc00078.jpg
2. http://www.scielo.cl/scielo.php?pid=S071822442005000200002&script=sc_arttext.
3. http://www.facmed.unam.mx/deptos/microbiologia/parasitologia/trematodos/generalidades.php
Práctica No. 2Examen Directo
Microunidad de competenciaEl alumno aprenderá a reconocer la morfología de los protozoos mediante examen
directo de una manera responsable.
Generalidades:Buscar, principalmente en muestras frescas, la presencia de formas evolutivas
móviles de parásitos de tamaño microscópico (trofozoítos, quistes de protozoos:
Entamoeba histolytica, Giardia lamblia, Balantidium coli, etc.; así como larvas o
Manual de Parasitología General 18
huevos de helmintos: Strongyloides stercoralis, Ancylostoma duodenale, Necator
americanus, Trichostrongylus sp., Paragonimus, Fasciola, etc.).
Material:Portaobjetos
Cubreobjetos
Pipetas Pasteur
Microscopio compuesto
Aplicadores de madera o palillos.La muestra utilizada es tan pequeña, que es poco representativa.
Reactivos:Cloruro de sodio, agua destilada, yodo cristaloide, yoduro de potasio
Soluciones: (ver miscelánea de reactivos))
Solución salina isotónica
Lugol parasitológico: solución madre:
Solución de trabajo.
Técnica:1. En un portaobjeto se colocan, separadamente, una gota de solución salina y
otra de lugol.
2. Con el aplicador de madera, se toma una muestra de 1 a 4 mg de heces y se
mezcla con la solución salina.
3. Con el mismo aplicador se retiran las fibras y otros fragmentos gruesos.
4. Se coloca el cubreobjetos.
5. Se efectúa la misma operación en la gota del lugol y se observa.
Bibliografía:1. http://bvs.minsa.gob.pe/archivos/INS/165_NT37.pdf
Manual de Parasitología General 19
2. http://www.facmed.unam.mx/dirije/index.php?dir_ver=11
3. Becerri Flores, Romero Cabello (2004). Parasitología médica de las moléculas
a la enfermedad. México, DF: McGraw-hill Interamericana.
4. Francisco Trujillo Contreras, Ángeles Villanueva Yerenas, Miguel Raygoza
Anaya (2001). Enfermedades Parasitarias. Guadalajara, jal.: Ediciones
Cuéllar.
Práctica No. 3Búsqueda De Parásitos Intestinales
Microunidad de competencia:Que el alumno aprenda a identificar los diferentes tipos de morfología de parásitos
intestinales. Por medio de examen directo y en fresco siendo ético y responsable.
Generalidades:Grupo de animales que viven a expensas de seres vivos, en cuyo aparato digestivo
se alojan y con el que compite por el consumo de las sustancias alimenticias que
ingiere el huésped. Su tamaño va desde ser diminuto (y sólo es posible verlos a
Manual de Parasitología General 20
través del microscopio), o medir desde centímetros hasta metros. Su presencia en el
organismo humano está directamente relacionada con la falta de higiene, tanto
personal como al preparar alimentos y las condiciones del lugar donde se consumen.
Existen muchos parásitos causantes de afecciones en el ser humano
Material: Materia Biológico ( Heces, Secreciones)
Formaldehído al 10 % (ver miscelánea de reactivos)
Abatelenguas
Lugol (ver miscelánea de reactivos)
NaCl 0.85 % (ver miscelánea de reactivos)
Aplicador de madera
Cubreobjetos
Portaobjetos
Microscopio
Laminillas permanentes de las diversas especies.
Técnica:Coproparasitoscópico microscópico en fresco:
1. Colocar una gota de solución NaCl al 0.85%, en un portaobjetos.
2. Con un aplicador obtener aproximadamente 2 mg de la materia fecal y
mezclarla en la gota de solución salina.
3. Hacer una suspensión uniforme y retirar los detritos macroscópicos.
4. Colocar un cubreobjetos y hacer la observación microscópica inmediatamente
con los objetivos 10X y 40X.
Coproparasitoscópico microscópico directo:
Manual de Parasitología General 21
1. En un portaobjeto se colocan, separadamente, una gota de solución salina y
otra de lugol.
2. Con el aplicador de madera, se toma una muestra de 1 a 4 mg de heces y se
mezcla con la solución salina.
3. Con el mismo aplicador se retiran las fibras y otros fragmentos gruesos.
4. Se coloca el cubreobjetos.
5. Se efectúa la misma operación en la gota del lugol y se observa.
Resultados de la observación Microscópica.a) Nombre del parásito__________________________________________________
c) Estadío desarrollado _________________________________________________
d) A que órgano (s) sitio (s) invade o parásita ______________________________
e) Menciona que tipo de técnica se llevo a cabo, especificando si fue en fresco ó
en tinción __________________________________________________________
f) Describe las características y /o criterios morfológicos.
____________________________________________________________________
____________________________________________________________________
Cuestionario 1. ¿Cuál es el examen de laboratorio de elección para la búsqueda de huevos,
quistes o larvas en heces?:
____________________________________________________________________
____________________________________________________________________
2. ¿Cuál es el examen de laboratorio de elección para la búsqueda de trofozoítos en
heces?
Manual de Parasitología General 22
____________________________________________________________________
____________________________________________________________________
3. ¿Qué entiende por examen coproparasitoscópico cualitativo?
____________________________________________________________________
____________________________________________________________________
Bibliografía1. http://74.125.47.132/search?q=cache:uTJ0VqepWRAJ:www.higiene.edu.uy/
cefa/parasito/2007/
PROTINTcefahtm.doc+morfologia+de+protozoos+intestinales+de+importancia
+MEDICA&cd=12&hl=es&ct=clnk&gl=mx
2. http://www.facmed.unam.mx/dirije/index.php?dir_ver=11
3. Becerri Flores, Romero Cabello (2004). Parasitología médica de las moléculas
a la enfermedad. México, DF: McGraw-hill Interamericana.
Práctica No.4Morfología de los protozoos intestinales
Microunidad de competencia:El alumno identificará los protozoos intestinales de importancia medica mediante la
observación de métodos directos, de una manera ética y responsable.
Generalidades:
Manual de Parasitología General 23
Los protozoarios son microorganismos unicelulares pertenecientes al Reino Protista, subreino Protozoa.
Se caracterizan por ser eucariota, pueden reproducirse asexuada o sexuadamente,
tienen movilidad variable dependiendo de sus órganos de locomoción. Pueden vivir
libremente o actuar como parásitos. Pueden parasitar a distintos animales y a la
especie humana.
Los parásitos humanos se pueden clasificar taxonómicamente en 4 Phylum
basándose en sus características nucleares, de reproducción y de locomoción.
Según la clasificación de la sociedad de protozoólogos de 1980, los protozoos
parásitos pertenecen fundamentalmente a tres phyla: Sarcomastigophora,
apicomplexa, y Cilophora. Los Sarcomastigóforos se subdividen, a su vez, en dos
grandes subphyla: Mastigophora y Sarcodina, respectivamente los flagelados
tisulares intestinales y la amibas.
Morfología:Entamoeba histolytica (amebosis) Trofozoítos: es la forma patógena, mide de 20 a
50 µm. las cepas patógenas contienen hematíes en su interior.
Prequiste: tiene un solo núcleo, barras de cromatina con sus extremos romos y una
vacuola de glucógeno. Quiste: es la forma infectante, posee de uno a cuatro núcleos
cuyos cariosomas centrales se observan a veces en las preparaciones en fresco, y
siempre en las preparaciones coloreadas.
Entamoeba Coli: morfológicamente es semejante a la Entamoeba histolytica, se
diferencia por las características de la cromatina perinuclear y la posición excéntrica
del cariosoma, se presenta como trofozoítos, prequiste y quiste.
Entamoeba hartmanni: esta especie es semejante en cuanto a las fases que posee
a E. histolytica, con excepción de sus tamaño; Entamoeba hartmanni desarrolla
trofozoítos de 4-10µm de diámetro, tiene un citoplasma vacuolado parecido al que
muestra Entamoeba coli; el núcleo único en esta fase muestra un endosoma central
Manual de Parasitología General 24
y la cromatina periférica se distribuye de manera homogénea. La media de los
quistes oscila entre 5-10 µm de diámetro, pueden ser vacuolados y mostrar con una
tinción permanente cuerpos cromatoides de aspecto baciloide o similares a un grano
de arroz.
Endolimax nana: es más pequeña que la Entamoeba histolytica, morfológicamente
se destaca porque tanto los Trofozoítos como los quistes poseen un núcleo con un
cariosoma central muy marcado, y no se observa membrana nuclear en los
preparados microscópicos observados en fresco.
Material: Materia Biológico ( Heces, Secreciones, Viales positivo proporcionados por el
catedrático )
Formaldehído al 10 % (ver miscelánea de reactivos)
Abatelenguas
Lugol (ver miscelánea de reactivos)
NaCl 0.85 % (ver miscelánea de reactivos)
Aplicador de madera
Cubreobjetos
Portaobjetos
Microscopio
Laminillas permanentes de las diversas especies
Técnica:Coproparasitoscópico microscópico directo:
1. En un portaobjeto se colocan, separadamente, una gota de solución salina y
otra de lugol.
2. Con el aplicador de madera, se toma una muestra de 1 a 4 mg de heces y se
mezcla con la solución salina.
3. Con el mismo aplicador se retiran las fibras y otros fragmentos gruesos.
4. Se coloca el cubreobjetos.
Manual de Parasitología General 25
5. Se efectúa la misma operación en la gota del lugol y se observa.
Datos del parásito.
a) Nombre del parásito _________________________________________________
b) A que grupo taxonómico pertenece _____________________________________
c) Estadío desarrollado _________________________________________________
d) A que órgano (s) sitio (s) invade o parásitan ______________________________
e) Menciona que tipo de técnica se llevo a cabo, especificando si fue en fresco ó
en tinción __________________________________________________________
f) Describe las características y /o criterios morfológicos.
____________________________________________________________________
____________________________________________________________________
Cuestionario
1. ¿Qué características son importantes para diferenciar Entamoeba histolytica
de Entamoeba hartmanni?
______________________________________________________________
______________________________________________________________
2. ¿Qué recursos de laboratorio son esenciales para identificar las amebas
comensales?
______________________________________________________________
______________________________________________________________
3. Aun cuando Entamoeba coli, Endolimax nana no son amebas patógenas, ¿en
qué radica la relevancia de su hallazgo?
______________________________________________________________
______________________________________________________________
Bibliografía:
Manual de Parasitología General 26
1. http://www.facmed.unam.mx/dirije/index.php?dir_ver=11
2. Becerri Flores, Romero Cabello (2004). Parasitología médica de las
moléculas a la enfermedad. México, DF: McGraw-hill Interamericana.
3. Tay Zavala J., Gutiérrez Quiroz M., Gracia Yáñez Y. (2003) “Parasitología Clínica De Craig” Editorial Masson Doyma México S. A. Tercera edición.
4. De Haro Arteaga I., Salazar Schettino P., Cabrera Bravo M. (1995) “Diagnostico Morfológico de las Parasitosis” Editorial Méndez Editores. Segunda edición.
Práctica No. 5Morfología de los protozoarios flagelados intestinales
Microunidad de competencia:El alumno identifique las características morfológicas del los protozoarios flagelados
mediante técnicas permanentes, efímeras obteniendo así una conciencia social.
Generalidades:Morfología de Giardia:
Manual de Parasitología General 27
Presentar un tamaño inferior a 20 μm.
Carecen de ciertos orgánulos como son las mitocondrias y el aparato de Golgi.
Únicamente tiene un hospedador (monoxeno), es cosmopolita y tiene dos formas de
vida en su ciclo vital:
Trofozoíto: presenta un tamaño en torno a 20 μm de longitud y 15 μm de ancho con
una morfología piriforme y una simetría bilateral. Proyectada en un plano se asemeja
a una pera. Posee 8 flagelos, 2 anteriores, 2 posteriores, 2 ventrales y 2 caudales,
cuya función es la motilidad celular. En la cara ventral presenta una estructura con
forma de disco bilobulado, cuya función es permitir la fijación del parásito a la
superficie del epitelio intestinal. En la cara dorsal y coincidiendo en posición con el
disco bilobulado se sitúan dos núcleos ovalados con grandes endosomas. A lo largo
de la superficie ventral se disponen unos elementos denominados cuerpos mediales,
cuya función aún permanece desconocida. El trofozoíto es la forma vegetativa que se
alimenta y se reproduce.
Quiste: presenta un tamaño en torno a 15 μm de longitud y 10 μm de ancho con una
morfología ovalada. Posee 4 núcleos que siempre aparecen dispuestos en alguno de
los polos. No presenta flagelos aunque se pueden apreciar los axonemas flagelares
(restos de los flagelos) y los cuerpos mediales duplicados con respecto al trofozoito.
La pared es transparente y muy resistente tanto a factores físicos como químicos. El
quiste es la forma vegetativa infectante y de resistencia.
Alimentación por fagocitosis y pinocitosis del contenido intestinal a través de la
superficie dorsal.
Reproducción por división binaria longitudinal. Se produce tan rápido que en poco
tiempo pueden formarse millones de parásitos. No presentan reproducción sexual.
Material: Materia Biológico ( Heces)
Formaldehído al 10 % (ver miscelánea de reactivos)
Abatelenguas
Lugol (ver miscelánea de reactivos)
NaCl 0.85 % (ver miscelánea de reactivos)
Manual de Parasitología General 28
Aplicador de madera
Cubreobjetos
Portaobjetos
Microscopio
Técnica:
Coproparasitoscópico microscópico directo:1. En un portaobjeto se colocan, separadamente, una gota de solución salina y
otra de lugol.
2. Con el aplicador de madera, se toma una muestra de 1 a 4 mg de heces y se
mezcla con la solución salina.
3. Con el mismo aplicador se retiran las fibras y otros fragmentos gruesos.
4. Se coloca el cubreobjetos.
5. Se efectúa la misma operación en la gota del lugol y se observa.
Datos del parásito.
a) Nombre del parásito _________________________________________________
b) A que grupo taxonómico pertenece _____________________________________
c) Estadío desarrollado ________________________________________________
d) A que órgano (s) sitio (s) invade o parásita ______________________________
e) Menciona que tipo de técnica se llevo a cabo, especificando si fue en fresco ó
en tinción ___________________________________________________________
f) Describe las características y /o criterios morfológicos.
____________________________________________________________________
____________________________________________________________________
Cuestionario
Manual de Parasitología General 29
1. Mencione dos productos biológicos útiles para realizar el diagnóstico de la
giardiosis
______________________________________________________________
______________________________________________________________
Bibliografía:
1.- http://ciencianet.com.ar/77/vacuna-contra-el-chagas-pero-para-animales-dom-sticos
2.- http://www.facmed.unam.mx/dirije/index.php?dir_ver=11
3.- Becerri Flores, Romero Cabello (2004). Parasitología médica de las moléculas
a la enfermedad. México, DF: McGraw-hill Interamericana.
Práctica No. 6Morfología de Protozoarios Ciliados Intestinales
Microunidad de competencia:El alumno aprenderá a identificar las diferentes estructuras morfológicas de los
ciliados por medio de técnicas de fijación de manera cuidadosa y ordenada.
Generalidades:
Manual de Parasitología General 30
Son formas unicelulares, relativamente grandes, con una estructura interna compleja.
Hay tres características que los definen:
Su superficie aparece cubierta de cilios alineados regularmente, con los que
se mueven de forma activa y veloz.
Tienen dos núcleos, macronúcleo y micronúcleo, este último reservado para
la reproducción sexual, que realizan esporádicamente.
La mayoría realiza la fagocitosis mediante la que se alimentan a través de una
zona especializada, hundida, llamada citostoma, es decir, boca celular.
Morfología:Balantidium ColiEs el protozoario parasítico más grande en el ser humano.
Trofozoítos. Tienen un tamaño usual de 40-50 µm, tiene forma ovoide con la parte
anterior afiliada, movilidad rotatoria. Núcleos: 1 largo, macronúcleo en forma de
riñón, 1 pequeño, micronúcleo esférico adyacente al macronúcleo, el cuerpo esta
recubierto de cilios. Se observan vacuolas contráctiles.
Quiste: Tamaño usual de 50-55µm, es esférico u oval, posee un macronúcleo
grande visible en preparaciones no teñidas. El macronúcleo y vacuolas contráctiles
visibles en quistes jóvenes. En los maduros las estructuras internas tienen
apariencia granular
Material: Materia Biológico ( Heces)
Formaldehído al 10 % (ver miscelánea de reactivos)
Abatelenguas
Lugol (ver miscelánea de reactivos)
NaCl 0.85 % (ver miscelánea de reactivos)
Aplicador de madera
Cubreobjetos
Portaobjetos
Manual de Parasitología General 31
Microscopio
Preparaciones fijas de la especies.
Técnica:Coproparasitoscópico microscópico directo:
1. En un portaobjeto se colocan, separadamente, una gota de solución salina y
otra de lugol.
2. Con el aplicador de madera, se toma una muestra de 1 a 4 mg de heces y se
mezcla con la solución salina.
3. Con el mismo aplicador se retiran las fibras y otros fragmentos gruesos.
4. Se coloca el cubreobjetos.
5. Se efectúa la misma operación en la gota del lugol y se observa.
Datos del parásito.
a) Nombre del parásito _________________________________________________
b) A que grupo taxonómico pertenece ____________________________________
c) Estadío desarrollado _________________________________________________
d) A que órgano (s) sitio (s) invade o parásita _______________________________
e) Menciona que tipo de técnica se llevo a cabo, especificando si fue en fresco ó
en tinción ___________________________________________________________
f) Describe las características y /o criterios morfológicos.
____________________________________________________________________
____________________________________________________________________
Cuestionario:
1.- ¿Que región del cuerpo humano invade el Balantidium coli?
____________________________________________________________________
____________________________________________________________________
2.- ¿Cuál es la vía de entrada para el ser humano y cuál es la fase infectante del
ciliado?
Manual de Parasitología General 32
____________________________________________________________________
____________________________________________________________________
3.- ¿Cuáles son las manifestaciones clínicas más frecuentes de la Balantidiosis?
____________________________________________________________________
____________________________________________________________________
Bibliografía:
1.- http://www.uprm.edu/biology/profs/bunkley/lab4.htm
2.- http://webpages.ull.es/users/jpinero/Tablas%20e%20imagenes/7.pdf
3.- wapedia.mobi/es/Ciliophora
4.- http://mundo-pecuario.com/tema132/trematodos.html
Práctica No. 7Morfología de los protozoarios sanguíneos flagelados
Microunidad de competencia:El alumno identifique las características morfológicas del los protozoarios flagelados
mediante técnicas permanentes, efímeras obteniendo así una conciencia social.
Generalidades:
Manual de Parasitología General 33
Morfología de Leishmania Leishmania presenta 2 estados morfológicos, el promastigote, presente de forma
extracelular y ubicado en el intestino de los flebótomos, se caracteriza por tener un
cuerpo alargado y un flagelo que les permite el movimiento, ésta forma al ser
inoculada dentro de los hospederos se transforma en el segundo estado morfológico
conocido como amastigote. Los amastigotes se caracterizan por ser redondeados,
sin la presencia del flagelo, de 2 a 4 micras de diámetro con un núcleo y un
kinetoplasto (estructura mitocondrial especializada que contiene ADN), ésta forma
parasitaria es la visualizada en los frotis y biopsias para el diagnóstico de la
enfermedad. Los amastigotes son exclusivamente intracelulares pero pueden
encontrarse en el intersticio en los casos en los que el parásito se replica hasta
producir la ruptura de la célula hospedera.
Morfología de Trypanosoma:
Presenta tres formas distintas: amastigota, epimastigota y tripomastigota.
Amastigota: esférico u ovalado, es la forma reproductiva en el interior
de las células mamíferas.
Epimastigota: Alargada y con el cinetoplasto localizado anteriormente al
núcleo, es la forma reproductiva en el tracto digestivo de los invertebrados y en
medios de cultivo.
Tripomastigota: también alargado, pero con el cinetoplasto localizado
posteriormente al núcleo. Se encuentra en la sangre de los mamíferos y es la
forma infectante de ellos. Esta forma no se divide.
Material: Materia Biológico ( sangre)
Portaobjetos
Microscopio
Manual de Parasitología General 34
colorante de Wright
colorante de Giemsa
Técnica:
1. En un portaobjetos dejar caer 2 gotas de sangre y hacer una extensión, dejar
secar al aire.
2.- Teñir con solución colorante de Wright durante 1 a 3 minutos.
3.- Pasado este tiempo lavar con agua destilada. Dejar escurrir y secar al aire.
4.- Observar con objetivos de 10X, 40X y 100X utilizando con éste último aceite de
inmersión.
Datos del parásito.
a) Nombre del parásito _________________________________________________
b) A que grupo taxonómico pertenece _____________________________________
c) Estadío desarrollado ________________________________________________
d) A que órgano (s) sitio (s) invade o parásita ______________________________
e) Menciona que tipo de técnica se llevo a cabo, especificando si fue en fresco ó
en tinción ___________________________________________________________
f) Describe las características y /o criterios morfológicos.
____________________________________________________________________
____________________________________________________________________
Cuestionario 2. ¿De qué color se observa el núcleo de los trofozoítos de Plasmodium teñidos
con el colorante de Giemsa?
Manual de Parasitología General 35
______________________________________________________________
______________________________________________________________
3. ¿Cómo se transmite la Leishmaniosis?
______________________________________________________________
______________________________________________________________
Bibliografía:
1.- http://ciencianet.com.ar/77/vacuna-contra-el-chagas-pero-para-animales-dom-sticos
2.- http://www.facmed.unam.mx/dirije/index.php?dir_ver=11
3.- Becerri Flores, Romero Cabello (2004). Parasitología médica de las moléculas
a la enfermedad. México, DF: McGraw-hill Interamericana.
Práctica No. 8Morfología de los protozoarios flagelados en cavidades
Microunidad de competencia:El alumno identifique las características morfológicas del los protozoarios flagelados
mediante técnicas permanentes, efímeras obteniendo así una conciencia social.
Generalidades:Morfología de trichomonas:
Manual de Parasitología General 36
Trichomonas vaginalis es un protozoo flagelado patógeno, cuyo hábitat es el tracto
genitourinario. Otros tricomonánidos, tales como Trichomonas tenax y
Pentatrichomonas hominis se han asociado a patología bucal y respiratoria, e
intestinal, respectivamente.
Trofozoíto: presenta un tamaño 10-20 μm de longitud y una morfología piriforme.
Posee 5 flagelos: cuatro son anteriores y libres, y el quinto se dirige hacia la parte
posterior del cuerpo celular asociado a la superficie celular formando una membrana
ondulante que no tiene porción libre del flagelo. Paralelo a dicha membrana se
dispone, en el interior de la célula, un haz de microtúbulos denominado costa. El
trofozoíto es la forma vegetativa que se alimenta, se reproduce e infecta
Trofozoítos no teñidosEn productos biológicos provenientes de exudados vaginales y uretrales, T.
vaginalis presenta varias formas. En algunos organismos se encuentra su clásica
forma ovoide con movimientos muy rápidos debido a sus flagelos; en individuos
pequeño el axostilo sobre sale el cuerpo hacia la zona más posterior, aunque en la
mayoría de los queda dentro del citoplasma. La membrana ondulante es más corta
que el cuerpo. En los exámenes en fresco, debido al movimiento de estos parásitos
es difícil observar con detalle algunos de los aspectos morfológicos descritos.
Trofozoitos con tinción permanenteCon hematoxilina tiene un color gris o azul grisáceo, miden 15 de largo por 10 µm en
promedio; tienen formas variables, son más grandes que las otras especies. Cuatro
flagelos anteriores se extienden a partir de sus blefaroplastos, los cuales están
ordenados dentro de la membrana. La membrana ondulante y la costa son cortas,
recorren dos tercios del cuerpo del parásito. El núcleo se encuentra cerca del
extremo anterior, contiene un número de gránulos, generalmente ordenados en
forma de flor. El citoplasma no se observa con facilidad. El citoplasma se encuentra
lleno de vacuolas con restos alimenticios. El axostilo puede o no sobresalir el cuerpo
del organismo.
Manual de Parasitología General 37
Material: Materia Biológico (Secreciones)
NaCl 0.85 % (ver miscelánea de reactivos)
Pipeta Pasteur con bulbo
Cubreobjetos
Portaobjetos
Microscopio
Técnica:1.- Se coloca a la paciente en posición ginecológica.
2.-Introducir con cuidado el espejo vaginal.
3.- Con un hisopo tomar la muestra del fondo de saco posterior.
4.- Depositar la primera toma en un portaobjetos limpio y hacer un extendido.
5.- La segunda toma depositarla en un tubo de ensaye con solución salina
conservando a 37°C.
6.- Una vez seco el extendido se procede a teñir con el colorante de Wright de 1 a 3
min.
7.- Se observa al microscopio con objetivos de 10X, 40X y 100X agregando a éste
último aceite de inmersión.
8.- Con una pipeta Pasteur se toma una gota del fondo del tubo de ensaye y se
deposita en un portaobjetos y se cubre.
9.- Examinar con objetivos de 10X y 40X.
10.Anotar resultados de observación y hacer dibujos.
Datos del parásito.
a) Nombre del parásito _________________________________________________
b) A que grupo taxonómico pertenece _____________________________________
c) Estadío desarrollado ________________________________________________
d) A que órgano (s) sitio (s) invade o parásita ______________________________
Manual de Parasitología General 38
e) Menciona que tipo de técnica se llevo a cabo, especificando si fue en fresco ó
en tinción ___________________________________________________________
f) Describe las características y /o criterios morfológicos.
____________________________________________________________________
Práctica No. 9Morfología de los Helmintos de importancia médica
Microunidad de competencia:El alumno identifique las características morfológicas de los helmintos de
importancia medica de una manera ética y responsable.
Generalidades:
Manual de Parasitología General 39
El término gusano o verme, es amplio; se utiliza en el lenguaje popular para hacer
referencia a invertebrados de forma alargada, sin apéndices y que se desplazan
arrastrándose: lombriz de tierra, larva de mosca, tenias, etc.
Helminto: es un nombre general, no taxonómico, utilizado para designar a los
gusanos parásitos y a los de vida libre.
Morfología de los principales grupos de helmintos:Céstodos: Su morfología se caracteriza por la presencia de un órgano anterior de
fijación, el escólex, provisto de ganchos y ventosas, que le permite fijarse a la
mucosa intestinal, y una parte posterior en forma de cinta de aspecto segmentado,
denominada estróbilo, formado de una sucesión continua de proglótides. Desde la
base del escólex, las proglótides del estróbilo quedan encadenadas de modo que las
más antiguas o maduras van quedando en la parte posterior del estróbilo. Las
proglótides cercanas al escólex se denominan inmaduros, ya que crecerán
paulatinamente en tamaño, formando un aparato reproductor masculino y femenino
completo, o dos, a medida que van siendo desplazadas por la formación de nuevos
anillos inmaduros. De esta forma, se pueden observar los distintos estados de
maduración dentro del estróbilo, como si hubiéramos recogido una serie de
fotogramas de su evolución y puede llegar a medir más de 5 metros.
Tremátodos: Los tremátodos se caracterizan por tener un cuerpo no segmentado,
con frecuencia en forma de hoja, y revestido por un tegumento no ciliado formado por
una cutícula no quitinosa, generalmente gruesa; por debajo de ella existe un epitelio
sincitial y, bajo éste, fibras musculares longitudinales y circulares.
En las especies anaerobias, endoparásitos del tubo digestivo el glucógeno se usa en
un tipo especial de fermentación que libera CO2 y ácidos grasos.
Nemátodos: Los nemátodos son gusanos redondos, tienen el cuerpo alargado,
cilíndrico y no segmentado con simetría bilateral. Con frecuencia, el macho tiene un
extremo posterior curvado o helicoidal con espículas copulatorias y, en algunas
especies, una bolsa caudal denominada bursa. El extremo anterior del adulto puede
Manual de Parasitología General 40
tener ganchillos orales, dientes, o placas en la cápsula bucal, que sirven para la
unión a tejidos, y pequeñas proyecciones de la superficie corporal conocidas como
cerdas o papilas, que se cree que son de naturaleza sensitiva. Se denominan
fastidios o deiridios según la porción del cuerpo donde se localicen
Material: Materia Biológico ( Heces, Secreciones, Viales positivo proporcionados por el
catedrático )
Formaldehído al 10 % (ver miscelánea de reactivos)
Abatelenguas
Lugol (ver miscelánea de reactivos)
NaCl 0.85 % (ver miscelánea de reactivos)
Aplicador de madera
Cubreobjetos
Portaobjetos
Microscopio
Laminillas permanentes de las diversas especies.
Técnica:Coproparasitoscópico microscópico directo:
1. En un portaobjeto se colocan, separadamente, una gota de solución salina y
otra de lugol.
2. Con el aplicador de madera, se toma una muestra de 1 a 4 mg de heces y se
mezcla con la solución salina.
3. Con el mismo aplicador se retiran las fibras y otros fragmentos gruesos.
4. Se coloca el cubreobjetos.
5. Se efectúa la misma operación en la gota del lugol y se observa.
Datos del parásito.
a) Nombre del parásito _________________________________________________
b) A que grupo taxonómico pertenece ____________________________________
c) Estadío desarrollado _________________________________________________
Manual de Parasitología General 41
d) A que órgano (s) sitio (s) invade o parásita _______________________________
e) Menciona que tipo de técnica se llevo a cabo, especificando si fue en fresco ó
en tinción ___________________________________________________________
f) Describe las características y /o criterios morfológicos.
____________________________________________________________________
____________________________________________________________________
Cuestionario 1.- ¿cuál es la forma infectante de Fasciola hepática?
____________________________________________________________________
____________________________________________________________________
2.- ¿Cómo se realiza el diagnostico de Teniasis?
____________________________________________________________________
____________________________________________________________________
3.- ¿Cuál es la fase infectiva de Áscaris lumbricoides para el humano?
____________________________________________________________________
____________________________________________________________________
Bibliografía:1. http://www.facmed.unam.mx/dirije/index.php?dir_ver=11
2. http://mundo-pecuario.com/tema132/trematodos.html
3. De Haro Arteaga I.,Salazar Schettino P., Cabrera Bravo M. (1995) “Diagnostico Morfológico de las Parasitosis” Editorial Méndez Editores. Segunda edición.
Práctica No.10Morfología de los Apicomplexa
Microunidad:El alumno aprenderá a identificar las diferentes estructuras morfológicas de los
Apicomplexas mediante técnicas permanentes de manera ordenada y cuidadosa.
Manual de Parasitología General 42
Generalidades:Apicomplexas es un extenso grupo protistas caracterizado por la presencia de un
orgánulo único denominado complejo apical. Son unicelulares, forman esporas y
exclusivamente parásitos de animales. Las estructuras móviles tales como flagelos o
seudópodos están ausentes excepto en ciertas etapas de los gametos. Algunas
enfermedades causadas por estos organismos son:
Malaria (Plasmodium)
Babesiosis (Babesia)
Coccidiosis, incluyendo:
o Criptosporidiosis (Cryptosporidium parvum)
o Ciclosporosis (Cyclospora cayetanensis)
o Toxoplasmosis (Toxoplasma gondii)
o Isosporiasis (Isospora belli)
Morfología
Isospora belli: Apicomplexa: roptrias. Oportunista. Ooquiste: 20-23 µm. 23 x13 µm.
Habita en el intestino delgado. Zoonosis. Contaminación oro-fecal directa. La fase
infectante en el ser humano es el ooquiste, producto de la reproducción sexual del
parásito. Isospora belli infecta por vía bucal al ser humano cuando éste ingiere
alimentos contaminados.
Material: Material Biológico
Formaldehído al 10 % (ver miscelánea de reactivos)
Abatelenguas
Lugol (ver miscelánea de reactivos)
NaCl 0.85 % (ver miscelánea de reactivos)
Manual de Parasitología General 43
Aplicador de madera
Cubreobjetos
Portaobjetos
Microscopio
Laminillas permanentes de las diversas especies.
Técnica:Coproparasitoscópico microscópico directo:
1. En un portaobjeto se colocan, separadamente, una gota de solución salina y
otra de lugol.
2. Con el aplicador de madera, se toma una muestra de 1 a 4 mg de heces y se
mezcla con la solución salina.
3. Con el mismo aplicador se retiran las fibras y otros fragmentos gruesos.
4. Se coloca el cubreobjetos.
5. Se efectúa la misma operación en la gota del lugol y se observa.
Datos del parásito.
a) Nombre del parásito _________________________________________________
b) A que grupo taxonómico pertenece _____________________________________
c) Estadío desarrollado _________________________________________________
d) A que órgano (s) sitio (s) invade o parásita _______________________________
e) Menciona que tipo de técnica se llevo a cabo, especificando si fue en fresco ó
en tinción ___________________________________________________________
f) Describe las características y /o criterios morfológicos.
____________________________________________________________________
____________________________________________________________________
Cuestionario 1. ¿Cuál es la fase Isospora belli en el ser humano?
______________________________________________________________
______________________________________________________________
Manual de Parasitología General 44
2. ¿Cuál es la vía de infección de Isospora belli?
______________________________________________________________
______________________________________________________________
3. ¿Qué técnica se emplea para el diagnóstico de la Isosporiosis?
______________________________________________________________
______________________________________________________________
Bibliografía:
1. - http://www.parasitologia.blogcindario.com/2007/05/00001-parasitologia.html - 63k
2.- wapedia.mobi/es/Ciliophora
3.- Becerri Flores, Romero Cabello (2004). Parasitología médica de las moléculas a
la enfermedad. México, DF: McGraw-hill Interamericana.
4. De Haro Arteaga I., Salazar Schettino P., Cabrera Bravo M. (1995) “Diagnostico
Morfológico de las Parasitosis” Editorial Méndez Editores. Segunda edición.
Práctica No.11Tinciones permanentes de parásitos
Microunidad de competencia:
Manual de Parasitología General 45
Que el alumno se familiarice con las diferentes técnicas de tinción de parásitos para
poder distinguirlos al microscopio y utilizarlas en el diagnóstico de manera ética y
responsable.
Generalidades:En la mayoría de los casos los protozoarios intestinales se pueden observar bien con
tinciones temporales, como en el caso de los exámenes directos con lugol, solución
salina y sudán.
En algunas ocasiones es necesario teñir los parásitos en forma definitiva para
obtener preparaciones permanentes; otras veces estas tinciones son necesarias por
que se necesita distinguir algunas de sus estructuras celulares, utilizando tinciones
especiales permanentes para poder observarse.
El inmunodiagnóstico puede realizarse recurriendo a las tinciones con anticuerpos
marcados con colorantes fluorescentes, permitiendo identificación más fácil.
Las preparaciones fecales permanentes son hechas por diferentes razones ya que
proporcionan información sobre el material estudiado.
Una buena técnica de tinción debe reunir los siguientes requisitos:
La coloración de las estructuras nucleares y citoplasmáticas debe ser
selectiva.
Las soluciones que se utilizan deben ser fáciles de preparar
Deben tener la capacidad de teñir las diferentes fases del parásito en la
misma muestra
Durante su realización se deben emplear el menor numero de soluciones
El paso en el cual se lleva a cabo diferenciación debe ser rápido.
Que presente una de las tonalidades para facilitar la identificación de
estructuras parasitarias.
Independientemente del método que se elija se deben tener las siguientes
precauciones para la obtención de mejores resultados.
No permitir que la preparación a teñir se seque durante el método de tinción.
Manual de Parasitología General 46
Todas las soluciones empleadas deben estar perfectamente tapadas para
evitar evaporación
Escurrir siempre el portaobjeto antes de introducirlo en la siguiente solución
tocando el extremo por dos segundos con papel absorbente.
La solución de yodo se debe de cambiar de una a tres semanas; pero si al
utilizarla se torna pálida se remplaza o se le adiciona más solución madre
lugol.
Cuando se tiñe un gran número de portaobjeto el colorante se va diluyendo,
afectando la calidad de la tinción.
Cuando se utilice el alcohol etílico absoluto o xilol en la tinción, se deben de
mantener en frasco perfectamente cerrado para evitar que se hidraten.
Si su resina sintética se encuentran muy densos, adicione xilol y coloque l
frasco a 37% para homogeneizar y utilizar hasta 24 horas
Técnicas: Preparaciones efímeras.Son fáciles rápidas y útiles para poder observar, discriminar y diagnosticar
estructuras parasitarias después de realizar los métodos coproparasitoscópicos
(CPS): directo en fresco, de concentración/flotación (faust, Ferreira) o concentración
sedimentación (Ritchie). La solución de lugol es de uso generalizado.
LugolTécnica:
a) El procedimiento consiste en colocar la muestra de materia fecal sobre un
portaobjetos limpio y desengrasado
b) Emulsionarla con una gota de lugol, cubrirla con cubreobjetos evitando la
formación de burbujas d aire
c) Observar al microscopio con los objetivos de 10x confirmando la observación
con el objetivo 40x.
d) Anotar resultados de la observación.
Preparaciones permanentesPara fijar trofozoitos flagelados (Trichomonas vaginalis, Giardia lamblia).
Manual de Parasitología General 47
Técnica:1. En una caja petri colocar un triangulo de la varilla de vidrio, y adicione unos
cristales de yodo metálico
2. Con la ayuda de una pipeta deposite el material biológico (secreción vaginal,
sedimento urinario) sobre un portaobjetos sin extenderlo introducir este porta
en la caja petri con la gota resuspendida hacia abajo con la finalidad que los
vapores de yodo fijen a los protozoarios dejar actuar de 5 a 10 segundos,
hasta obtener una mezcla de color ámbar homogénea.
3. Sacar inmediatamente la preparación de la caja petri (cuidando de los vapores
del yodo ya que fijan la retina del ojo).
4. Inmediatamente después, adicionar una gota de sangre con EDTA y realizar
posteriormente un extendido sanguíneo delgado.
5. Dejar secar a temperatura ambiente y posteriormente fijarlo con metanol por
un tiempo de 1 minuto.
6. Teñir la preparación con Giemsa o Wrigth según técnicas hematológicas-
7. Observar al microscopio con aceite de inmersión.
8. Las trichomonas teñidas se observan de coloración rosa tenue con flagelos
oscuros.
9. Se tiene que realizar una dilución del colorante Giemsa o Wright por cada
mililitro de colorante se adicionan 2 ml de agua destilada, se tiñe por 5
minutos.
10.Se monta con resina sintética o en su defecto con Entellan de Merck.
Merthiolate-yodo-formaldehído (MIF) El MIF es fácil de hacer. Fija y tiñe en forma simultánea. Es un buen fijador de
quistes, trofozoítos, huevo y larvas.
Técnica
Manual de Parasitología General 48
1.- Homogenizar una muestra tamizada de un vial del producto biológico de protozoo
en una relación de 1 ml de MIF más 2 ml de la suspensión del vial suspendido en
formol al 10%.
2.- se homogeniza el vial, posteriormente se toma con una pipeta de transferencia
100 micro litros aproximadamente en un portaobjetos para después colocare el
cubreobjetos.
3.- se lleva la preparación al microscopio en seco débil (10x) para buscar huevos,
quistes o larvas
4.- la identificación se hace por las tonalidades de las propiedades de la eosina que
contrasta la morfología nítida de los quistes, huevos o larvas.
Giardia lamblia1. Poner una gota de material fecal o contenido duodenal.
2. Resuspenda sobre un portaobjetos y extienda la gota.
3. Deje secar a temperatura ambiente
4. Fije con metanol y dejar secar.
5. Tiña con Giemsa durante 45 minutos. (2ml de agua de la llave con 1 gota de
solución madre de Giemsa).
6. Montar con Entellan de Merck.
Alcohol, formaldehído, ácido acético (AFA) El AFA se utiliza para conservar metazoarios (tremátodos y cestodos)
Procedimiento para fijar tremátodosPara no dañar la morfología de los metazoarios, éstos se manipularán extremando
cuidados, y antes de fijarlos hay que someterlos a una fase de relajación:
a) Para relajarlos los trematodos se colocan en agua destilada durante 5 a 10
minutos (no dejar más de 20 minutos debido a que las estructuras internas se
destruyen por la lisis osmótica). La incubación de los tremátodos adultos en
agua también favorecen la salida de huevo, lo cual es benéfico debido a que
se observarán mejor las estructuras internas.
Manual de Parasitología General 49
b) El espécimen se coloca entre dos portaobjetos en posición dorsoventral y se
presionan con cuidado sin macerarlo.
c) Por un extremo de los portaobjetos se seca el exceso de agua con una gasa;
por el otro extremo se añade el fijador (AFA) y se deja reposar 10 minutos.
d) Los trematodos se separan de los portaobjetos y se colocan en el fijador
(AFA) durante 48 horas
e) Se transfieren a un recipiente con etanol al 70%; en estas condiciones, los
trematodos se pueden almacenar en forma permanente o quedan listos para
la tinción.
Procedimiento para fijar cestodos Los cestodos, igual que los tremátodos, primero se relajan.
a) Se colocan en agua destilada o solución isotónica a 37°C durante 5 a 30
minutos (más tiempo ocasionará lisis osmótica de varios órganos internos).
Otra opción es utilizar etanol al 5.0% a temperatura ambiente.
b) Si el parásito es de un tamaño medio, se coloca entre dos portaobjetos en
posición dorsoventral y se presionan con cuidado sin macerarlo.
c) Por un extremo de los portaobjetos se seca el exceso de agua con una gasa;
por el otro extremo se añade el fijador (AFA) y se deja reposar 30 minutos.
d) El ejemplar se retira y se coloca en un recipiente con el fijador (AFA) durante
24 horas.
e) Los cestodos se transfieren a un recipiente con etanol al 70%.
Procedimientos para fijar nemátodos.Para hacer una buena observación de las estructuras internas de los nematodos,
éstos necesitan tinciones. Basta con un procedimiento adecuado para aclararlos y
fijarlos.
a) Debido a que el fijador puede contraer la estructura de los nematodos vivos,
éstos se colocan durante 30 segundos en ácido acético glacial frío y después
en etanol al 70%.
Manual de Parasitología General 50
b) Los nematos pueden almacenarse de manera permanente en etanol alo 70%
con 5% de glicerol (que suaviza y aclara). Si se desean preparaciones fijas,
entonces se usa el glicerogel.
Tinción tricrómica de Gomori-WheatleyAl principio la tinción de Gomori se utilizó en tejidos y Wheatley la uso en parásitos.
Este método es más rápido que el de hematoxilina férrica. Es útil para diferenciar
protozoarios intestinales en donde se pueden ver algunos detalles del citoplasma y el
núcleo. La tinción se puede hacer en frotis de muestra previamente preservadas en
PVA o en frotis con muestras frescas y fijas con Schaudinn. (Para preparación de
reactivos ver anexos)
Fundamento
Esta técnica combina un colorante plasmático (Cromotropo 2R) y un colorante de
fibras conectivas (verde luz/azul de anilina) en una solución de ácido fosfotúngstico y
ácido acético glacial. El tratamiento previo de las secciones con solución de Bouin
caliente intensifica la tinción. El ácido fosfotúngstico favorece la coloración roja de
músculo y citoplasmas. Las fibras de colágeno toman los iones de tungstato
formando un complejo al que se une el verde luz. El baño de ácido acético hace los
colores más trasparentes pero no altera el balance de color
Procedimientoa) La preparación de las laminillas y la fijación se realizan de manera similar al
descrito en la tinción de hematoxilina.
b) Para eliminar el exceso de cloruro de mercurio del fijador de Schaudinn, las
laminillas se colocan el alcohol 70%-yodo durante un minuto
c) Se lavan dos veces con etanol al 70%, durante minutos.
d) Las laminillas se colocan en solución concentrada durante 5 a 10 minutos
e) Se transfieren a etanol al 90% con un 1% de ácido acético (10-15 segundos)
f) Se sumergen dos veces en etanol absoluto.
g) Se ponen en etanol absoluto durante 30 segundos
h) Se meten en xileno durante un minuto.
Manual de Parasitología General 51
i) Las preparaciones se cubren con resina o bálsamo de Canadá, se les coloca
un cubre objeto de numero 1 y se dejan secar.
Resultados1. Fibras musculares, fibrina y citoplasma: rojo.
2. Colágeno, cartílago, mucinas y membranas basales: verde.
3. Núcleos: azul negruzco
Nota: los portaobjetos se pueden teñir rápidamente pasando por una serie de
frascos Coplin que contengan cada uno de los reactivos. Otra estrategia s usar un
solo frasco Coplin, al que se le van cambiando los reactivos. Con cualquiera de esas
dos maniobras se pueden colorear por lo menos 10 lamillas en un solo tren de
tinción. Los protozoarios adquieren diferentes tonalidades. El fondo se ve sobre todo
rojo o verde, en tanto que los protozoarios toman un color más neutro, casi siempre
gris o verde pálido. Los cuerpos cromatoides y eritrocitos toman tanto el color rojo
como el colorante verde con lo que se genera un fuerte contraste con el citoplasma.
Por lo regular los elementos nucleares se tiñen de un color más oscuro.
Ziehl-NeelsenLa tinción para organismos resistentes al ácido y al alcohol se empezó a usar en
parasitología cuando hicieron su aparición organismos oportunista de los géneros
Crytosporidium, Cyclospora y otros más del grupo de los microsporidios. El
procedimiento para realizar la tinción es muy sencillo.
Procedimiento:a) Sobre un portaobjeto se hace un frotis de heces, de preferencia delgado.
b) La muestra se fija con metanol absoluto (la laminilla se cubre con metanol
absoluto y se deja que el alcohol se evapore).
c) Se cubre la preparación con un papel filtro (2X3 cm).
d) Se aplican de 5 a 7 gotas de carbolfucsina para que el papel filtro que
completamente húmedo, luego se calienta la laminilla hasta que produzca
vapores (si que la laminilla se seque). Y se sigue aplicando la carbolfucsina
durante 3 a 5 minutos.
Manual de Parasitología General 52
e) Con una pinza de disección se retira el papel filtro, se lava con agua y se deja
que la laminilla se seque.
f) Se decolora con alcohol-ácido hasta que no quede color en el lavado.
g) Se lava la laminilla con agua de la llave.
h) Luego se aplica el azul de metileno durante un minuto.
i) Después se lava y se seca con el aire durante uno a 2 minutos.
j) Observar con el objetivo de inmersión (100X)
Hematoxilina férrica modificadaLa hematoxilina férrica es una de las técnicas de tinción más aceptada aunque el
procedimiento es largo. Para obtener buenas tinciones se recomienda usar el fijador
de Schaudinn.
Procedimiento:a) Hacer un frotis en un portaobjetos y emulsionarlos con solución salina
isotónica: es necesario que la capa quede delgada. Antes de que las heces se
sequen. Se fija con schaudinn durante 60 minutos (se puede dejar toda la
noche en fijador).
b) Par eliminar los cristales del cloruro de mercurio, las preparaciones se colocan
en una solución de etanol al 70%-yodo durante 5 minutos. (la solución de
alcohol-yodo se preparar añadiendo unas gotas de yodo al 3% al etanol al
70%). Posteriormente en etanol al 95% y en etanol al 70% (en ambos pasos
durante 5 minutos). Se lavan con agua durante 10 minutos.
c) Los portaobjetos se colocan en solución de trabajo durante 5 minutos.
d) Se lavan con agua durante 10 minutos.
e) Se deshidratan en etanol al 70%, 95% y en etanol absoluto (cada paso será
en 5 minutos).
f) Las laminillas se transfieren a xileno durante 10 minutos.
g) Las laminillas se cubren con bálsamo de Canadá, se coloca un cubreobjetos
del numero 1 y deja secar.
En todos los pasos hay que evitar que las laminillas se sequen. El bálsamo de
Canadá debe aplicarse cuando el portaobjeto todavía esta húmedo de xileno. En el
Manual de Parasitología General 53
paso de etanol absoluto a xileno se puede formar precipitados calizos; para evitarlos,
se recomienda utilizar etanol absoluto y xileno nuevos. Si hay precipitado se deben
repetir esos pasos.
Tinción de kinyoun para coccidiosFundamento: La observación de presencia o ausencia de B.A.A.R sin usar calor.
Técnica:1. Realizar un extendido de heces frescas o conservadas en formaldehido al
10% sobre un portaobjeto y dejar secar al aire durante 20 minutos.
2. Fijar los extendidos colocando metanol durante 1 minuto y dejar secar al aire.
3. Colocar sobre el extendido un cuarto de papel filtro de manera que lo cubra en
su totalidad y agregar el colorante carbol-fucsina, teñir durante 5 minutos, (no
es necesario calentar).
4. Lavar con agua de la llave.
5. Decolorar con alcohol ácido por goteo hasta que no escurra más colorante y
lave ron agua de llave.
6. Cubrir los extendidos con azul de metileno durante un minuto, lavar con agua
de la llave y dejar secar al aire.
7. Observar al microscopio con el objetivo de 100x. si se quiere guardar la lámina
hacer montaje con resina sintética.
Solución de azul de metileno de Loeffler:Fundamento: Se utilizan para observar morfología, agrupación, elementos celulares, leucocitos,
células epiteliales, etc.
Técnica Disolver 0.3 gramos de azul de metileno en 30 ml de alcohol etílico al 95% y
adicionar 100 ml de hidróxido de Potasio al 0.01%.
1. Extienda la muestra problema y dejar secar
2. Fije con metanol durante 1 minuto
Manual de Parasitología General 54
3. Cubra el extendido con un cuadro de papel filtro, de manera que lo cubra en
su totalidad.
4. Adicionar en frío la solución de Fucsina sobre el papel filtro, tiña por 5 minutos.
5. Enjuague con agua de la llave.
6. Decolore con alcohol etílico ácido por goteo hasta que no escurra colorante.
7. Enjuague con agua inmediatamente.
8. Adicione azul de metileno de Loeffler durante un minuto.
9. Lave con agua de la llave y deje secar.
10.Observe la precipitación en objetivo de 100x con aceite de inmersión-
Cuestionario
1. ¿Por qué es necesario usar colorantes para teñir a los protozoarios parásitos? ____________________________________________________________________________________________________________________________
2. ¿Cuál es la diferencia entre tinciones efímeras y tinciones permanentes? ¿En qué circunstancias se recomienda se cada una de ellas? ____________________________________________________________________________________________________________________________¿Por qué es necesario fijar las estructuras parasitarias? ____________________________________________________________________________________________________________________________
3. ¿Cuál es la solución fijadora que se utiliza con mayor frecuencia para las preparaciones permanentes del frotis de heces?____________________________________________________________________________________________________________________________
Bibliografía:
1. http://bvs.minsa.gob.pe/archivos/INS/165_NT37.pdf
2. Becerri Flores, Romero Cabello (2004). Parasitología médica de las moléculas
a la enfermedad. México, DF: McGraw-hill Interamericana.
Manual de Parasitología General 55
3. Francisco Trujillo Contreras, Ángeles Villanueva Yerenas, Miguel Raygoza
Anaya (2001). Enfermedades Parasitarias. Guadalajara, Jal.: Ediciones
Cuéllar.
ANEXO NO. 1 MISCELÁNEA DE REACTIVOS: a) Merthiolate-yodo-formaldehído (MIF) Solución concentrada:Tintura de merthiolate 200.0ml
Manual de Parasitología General 56
Formaldehído USP 25.0 ml
Glicerina 5.0 ml
Agua destilada 250.0 ml
Solución de yodo (lugol):Yoduro de potasio 10.0g
Yodo cristaloide 5.0g
Agua destilada 100.0ml
Solución de trabajo:Solución concentrada 2.35 ml
Solución de yodo 0.15 ml
Solución concentrada. El merthiolate (No.99 Lilly 1:1000) se homogeneiza con el
formaldehído, glicerina y agua. La solución se almacena en un frasco ámbar y puede durar
hasta un año.
La solución de yodo tiene un tiempo de vida corto (menos de una semana) por tal razón se
debe preparar sólo la necesaria y almacenarla en frascos de color ámbar.
La solución de trabajo se prepara en el momento en que se va a preservar la muestra. En un
recipiente se mezcla la muestra de matera fecal con la solución de trabajo, pero conservando
una relación de 1:3-5 (muestra: MIF).
b) Hematoxilina férrica modificadaSolución concentrada AHematoxilina 10.0 g
Etanol absoluto 1000.0ml
Solución concentrada BSulfato ferroso de amonio 10.0g
Sulfato férrico de amonio 10.0g
Ácido clorhídrico 10.0 ml
Agua destilada 1000.0 ml
Las soluciones se almacenan a temperatura ambiente y su vida media es de 6 meses.
Solución de trabajoSolución concentrada A 15ml
Solución concentrada B 15ml
La solución de trabajo tiene vida media de 7 días
Manual de Parasitología General 57
c) Solución de formalina o formaldehído al 10 % Reactivos:Formalina
Agua de la llave
Procedimiento:
Se mezclan 10 ml de formalina y 90 ml de agua de la llave, se envasa en frascos con tapón
de plástico.
La solución de formalina al 10 %, esta indicada para preservar muestras en la cuales se
desconoce su contenido parasitario, se recomienda esta solución, aunque los huevos de
áscaris y tricocéfalos siguen en desarrollo, esto no importa para su identificación posterior.
Para usar adecuadamente esta solución, se mezcla una parte de heces con 3 de la misma.
Debido que el formol es el conservador ideal para quistes, huevos y larvas, se debe de
escoger la parte más consistente de la muestra.
d) Lugol parasitológicoReactivos:Yodo cristaloide
Yoduro de potasio
Procedimiento:Se disuelven 10 grs. de yoduro de potasio en 100ml de agua destilada y enseguida se
agregan 5 grs. de yodo cristaloide, se agita constantemente para que se disuelva la mayor
cantidad posible, se guarda el frasco ámbar. No importa que quede exceso de yodo en el
fondo; esto se hace para que la solución permanezca con la concentración deseada durante
mucho tiempo e inclusive se puede reintegrar el volumen con adición de agua destilada.
e) Solución salina isotónicaReactivos:Agua destilada
Cloruro de sodio
Procedimiento:Se pesan 8.5 de NaCl, se disuelve en agua destilada y se completa el volumen a 1000 ml en
matraz volumétrico.
f) Solución saturada de NaCl (salmuera)
Manual de Parasitología General 58
Reactivos:Cloruro de sodio comercial, resulta más práctico y económico utilizar sal de cocina.
Agua
Procedimiento:En un recipiente de 1 litro, se vierte agua hasta la mitad y se agrega suficiente cloruro de
sodio para que se haga una solución sobre saturada, o sea que quede exceso de la sal sin
disolver en el fondo; el sobrenadante es el que se deberá utilizar. Para acelerar la disolución,
se puede calentar la mezcla y se deja enfriar; el exceso de la sal cristalizará.
g) solución de alcohol etílico al 70 %Reactivos:Alcohol etílico absoluto
Agua
Procedimiento:Se disuelven 30 ml de alcohol etílico absoluto en 70 ml de agua de la llave y se guarda en un
frasco con tapón.
h) hematoxilina concentradaReactivos:Sulfato doble de aluminio y amonio
Alcohol metílico absoluto
Glicerina
Procedimiento:Primero se va a realizar la solución acuosa saturada de alumbre de amonio. Se solubiliza el
sulfato doble de aluminio y amonio en un recipiente, se pone a calentar y se agrega sal,
hasta su disolución, cuando se enfría la solución el exceso cristalizara, se utiliza el
sobrenadante.
Enseguida se pesan 4 grs. de hematoxilina, se disuelven en 25 ml de alcohol y se añaden
400 ml de la solución de de alumbre de amonio, se deja madurar la solución con el tapón
flojo y a la luz del sol durante 15 días, pasados los cuales se agregan 100 ml de alcohol
metílico absoluto y 100 ml de glicerina, ambos químicamente puros. Se vuelven a guardar,
ahora durante un mes expuesta a la luz solar. Antes de usarla deberá filtrarse.
i) solución buffer de fosfatos
Manual de Parasitología General 59
Reactivos:Fosfato monopotásico
Fosfato disódico
Procedimiento:Se pesan 0.49 grs. de fosfato monopotásico y 1.14 de fosfato di sódico, se mezclan y se
disuelven hasta completar un volumen de 1000 ml en un matraz volumétrico.
j) solución de trabajo GiemsaReactivos:Colorante de Giemsa en polvo
Glicerina QP.
Alcohol metílico
Solución buffer de fosfato
Procedimiento:Primero se va a realizar la solución madre de giemsa. Se pesan 3.8 grs. de giemsa en polvo,
se coloca en un mortero de 500 ml, se agregan 250 ml de glicerina, mientras que con el
pistilo se mezcla con mucho cuidado hasta que homogeneice y no haya grumos. Se agregan
250 ml de alcohol metílico absoluto libre de acetona. Se dejan 100 ml de alcohol sin
incorporar. La mezcla se vacía en un frasco oscuro, con el resto del alcohol se enjuaga el
mortero y el pistilo de tal manera que no queden restos del colorante.
Después de haber realizado la solución madre de giemsa, se mezcla volumen a volumen con
la solución buffer de fosfato.
k) Colorante de wrightReactivos:Colorante de wright en polvo
Alcohol metílico absoluto, libre de acetona.
Procedimiento:Se pesan 0.60 grs. de colorante de wright y se disuelven en 360 ml de alcohol metílico
absoluto y libre de acetona.
l) Alcohol, formaldehído, ácido acético (AFA)
Manual de Parasitología General 60
Reactivos Etanol (95%) 30.0ml
Formaldehído 10.0 ml
Agua destilada 50 ml
Ácido acético glacial 10.0ml
La mezcla de etanol, formaldehído y agua destilada dura varios meses. Cuando se agrega el
ácido acético dura un mes.
m) Ziehl-NeelsenCarbolfucsinaSolución AFucsina básica 0.3g
Etanol (95%) 10.0 ml
Solución BFenol (cristales fundidos) 5.0g
Agua destilada 95.0ml
Se mezclan las dos soluciones y antes de su uso se dejan reposar una semana
n) Azul de metileno alcalino de LoêfflerSolución AAzul de metileno 0.3g
Etanol (95%) 30.0 ml
Solución B Hidróxido de potasio (0.10% peso) 100ml
Se mezclan las dos soluciones.
o) Alcohol ácidoÁcido clorhídrico (HCl) 3.0 ml
Etanol (95%9 97.0 ml
Primero se vierte el etanol y se le agrega después el HCl; la reacción provoca calor.
p) Solución de formalina al 5%.Se mezclan 5 ml de formalina y 95 ml de agua de la llave, se envasa en frascos con tapón de
plástico.
Manual de Parasitología General 61
La solución de formalina al 10%, está indicada para preservar muestras en las cuales se
desconoce su contenido parasitario, se recomienda esta solución, aunque losa huevos de
áscaris y tricocéfalos siguen en desarrollo, esto no importa para su identificación posterior.
Para usar adecuadamente esta solución, se mezcla una parte de heces con tres de la
misma. Debido a que el formol es el conservador ideal para quistes, huevos y larvas, se
debe de escoger la parte más consistente de la muestra.
q) Fijador de fenol alcohol y formol (PAF)Esta solución se puede utilizar en lugar del formol; conserva adecuadamente trofozoítos y
quistes de protozoos, así como huevos y larvas de helmintos. El material previamente
preservado con PAF, se puede utilizar para hacer lecturas inmediatas con o sin tinción
temporal, pues si no se utiliza ésta, los núcleos se ponen perfectamente de manifiesto para
observarse sin otro tipo de manipulación. En el caso de que se desee hacer tinciones de
tipo temporal se recomienda el uso de colorantes como el azul de metileno o el de tionina.
Como el primero se encuentra prácticamente en cualquier laboratorio, en este caso se indica
la forma de preparación de la solución de contraste con este fijador. Si se desea utilizar
tionina, se prepara de manera semejante.
ANEXO 2. IMÁGENES
Manual de Parasitología General 62
Manual de Parasitología General 63
Manual de Parasitología General 64
Manual de Parasitología General 65
Manual de Parasitología General 66
Manual de Parasitología General 67
Manual de Parasitología General 68
Manual de Parasitología General 69
Manual de Parasitología General 70
Manual de Parasitología General 71
Manual de Parasitología General 72
Manual de Parasitología General 73
Manual de Parasitología General 74
Manual de Parasitología General 75
Manual de Parasitología General 76
Manual de Parasitología General 77
![[Parasitologia] Atlas de Parasitologia - Color (en)](https://static.fdocuments.in/doc/165x107/5572004c49795991699f2c64/parasitologia-atlas-de-parasitologia-color-en-55ab53c6a9ec9.jpg)
