Manual de Laboratorio Clinico

Pontificia Universidad Católica del EcuadorFacultad Medicina

Av. 12 de Octubre 1076 y RocaApartado postal 17-01-2184

1. DATOS INFORMATIVOS: MATERIA O MÓDULO: LABORATORIO CLÍNICO PRÁCTICAS CARRERA: MEDICINA NIVEL: SEGUNDO N° CRÉDITOS: 1,5 (UNO COMA CINCO) CRÉDITOS TEORÍA: 1 CRÉDITOS PRÁCTICA: 0,5 DATOS DEL PROFESOR: Nombre: Celia Annabel Bowen Fernández Grado Académico o Título Profesional: Dra. Bioquímica y Farmacia opción Bioq. Clínica Breve indicación de la línea de actividad académica: Docencia en diferentes en diferentes ramas de la patología clínica (Laboratorio clínico y Microbiología), coordinadora de los laboratorios en el área de Destrezas Clínico Quirúrgicas Indicación de horario de atención a estudiantes: Martes, Miércoles y Viernes 12:00 a 13.00 horas Correo Electrónico: [email protected] Teléfono: 084678618

PROFESOR: Grado académico o título profesional: Dra. Bioquímica y Farmacia opción: Bioq. Clínica/ Diploma Superior en Pedagogías Innovadoras

2. DESCRIPCIÓN DE LA MATERIA: En este nivel de la carrera se estudian los fundamentos básicos del laboratorio clínico, su estructura y organización dentro de un servicio de salud, sus funciones y se dan las primeras correlaciones de las pruebas de laboratorio con casos clínicos. Se aprende el uso racional de las pruebas más comunes y se pretende incentivar al estudiante a tomar con conciencia crítica las solicitudes de laboratorio y rescatar la interpretación clínica como elemento fundamental de la Medicina de Laboratorio.

3. OBJETIVOS GENERAL: Reconocer la metodología y realización de las pruebas básicas de laboratorio clínico con el fin de corroborar la presencia y las concentraciones de los diferentes analitos en las muestras biológicas, con la morfología y fisiología del individuo normal, estudiadas en las demás áreas de las ciencias morfofuncionales del segundo nivel de la carrera.

4. ESPECÍFICOS: 4.1. ACTITUDINALES:

a. Compartir conocimientos y experiencias durante el proceso de aprendizaje b. Manejar adecuadamente el manejo del microscopio según las normas indicadas c. Identificar y cumplir las normas de bioseguridad



4.2. PROCEDIMENTALES:a. Revisar el método de la punción venosa y capilar y realizar el procedimientob. Aprender a preparar soluciones y diluciones y su aplicación para deducir las

unidades de medida utilizadas en el laboratorioc. Realizar y explicar los pasos del examen elemental y microscópico de orina y

del coproparasitario y su respectiva interpretaciónd. Realizar exámenes de glucosa, colesterol, úrea, transaminasas y bilirrubinas así

como relacionarlos con el respectivo diagnóstico en caso de haber alteraciones

4.3. COGNITIVOS:a. Revisar los anticoagulantes y tubos de ensayo utilizados en las pruebas más

comunesb. Especificar el fundamento de las pruebas bioquímicas enzimo-colorimétricas,

de la espectrofotometría y los cálculos matemáticos necesariosc. Conocer la técnica de electroforesis y las diferentes fracciones proteicas

sanguíneas5. CONTENIDOS

1. Laboratorio clínico: Normas de bioseguridadPRIMERA SEMANA 1ª rotación, DÉCIMA SEMANA 2ª rotación

2. Toma de muestras de sangre, anticoagulantes, tubos al vacíoPRIMERA SEMANA 1ª rotación, DÉCIMA SEMANA 2ª rotación

3. Soluciones y diluciones, unidades de medidaSEGUNDA SEMANA 1ª rotación, DÉCIMA PRIMERA SEMANA 2ª rotación

4. Elemental y microscópico de orinaTERCERA SEMANA 1ª rotación, DÉCIMA TERCERA SEMANA 2ª rotación

5. Parasitología, coprológico-coproparasitarioCUARTA SEMANA 1ª rotación, DÉCIMA CUARTA SEMANA 2ª rotación

6. Carbohidratos: glucosaQUINTA SEMANA 1ª rotación, DÉCIMA QUINTA SEMANA 2ª rotación

7. Lípidos: colesterolQUINTA SEMANA 1ª rotación, DÉCIMA QUINTA SEMANA 2ª rotación

8. Proteínas: electroforesis y examen químicoSEXTA SEMANA 1ª rotación, DÉCIMA SEXTA SEMANA 2ª rotación

9. Función renal: urea SÉPTIMA SEMANA 1ª rotación, DÉCIMA SÉPTIMA SEMANA 2ª rotación

10. Pruebas de función hepática: transaminasas, bilirrubinasOCTAVA SEMANA 1ª rotación, DÉCIMA SÉPTIMA SEMANA 2ª rotación

6. METODOLOGÍA, RECURSOS: 6.1. Métodos didácticos a. Charla de fundamentación teórica b. Explicación práctica y observación c. Realización de prácticas de pruebas de laboratorio

6.2. Recursos a. Uso de manual de prácticas de Laboratorio Clínicob. Toma de fotos con respecto a las prácticas realizadas en clases (smartboard)

Autora: Dra. Celia Bowen

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c. Uso de Atlas de sedimento urinario y parásitos d. Equipos de Laboratorio de Clínico (Microscopios, incubadora,

centrífuga, espectrofotómetro, etc.)e. Reactivos variosf. Muestras biológicas varias

7. EVALUACIÓN:7.1. CRONOGRAMA DE EVALUACIONES:1era. Evaluación (promedio de lecciones): Cada semana 2da. Evaluación (teórica): Octava semana3ra. Evaluación (práctica + carpeta): Novena semana

SISTEMA DE CALIFICACIÓN: EVALUACIONES PARCIALES PRÁCTICA Y TEÓRICA: 30 puntos 10 puntos de cada una de las evaluaciones más trabajos o promedios de lecciones indicadas en el cronograma Nota final: 20 puntos Primera parte: 10 puntos con un examen final del Área de Prácticas en la

semana 8 y 18 de la rotación Segunda parte (examen integrador de la Macroárea de Morfofunción): semana 9 y 18 de la rotación

8. BIBLIOGRAFÍA:

TEXTOS DE REFERENCIA: Ángel M., G. y M. Ángel R., Interpretación Clínica del Laboratorio, 6ª. edición,

Editorial Médica Panamericana, Bogotá, 2.001 Manual de Bioseguridad en el Laboratorio, O. M. S., Ginebra, 1.994

TEXTOS RECOMENDADOS: Henry, J. B., Diagnóstico y Tratamiento Clínicos por el Laboratorio, 9ª. Edición,

Editorial Salvat Médica, México, 1.993 Métodos Básicos de Laboratorio en Parasitología Médica, O. M. S., Ginebra,

1.992 Morán Villaroto, Obtención de Muestras Sanguíneas de Calidad Analítica,

Editorial Médica Panamericana, México, 2.001


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PRÁCTICA No. 1

BIOSEGURIDAD EN EL LABORATORIO CLINICO

Definición: Conjuntos de normas y procedimientos para obtener una situación carente de riesgos o con riesgos limitados.

PRECAUCIONES UNIVERSALES:1. Acceso restringido, permitido solo a personas autorizadas2. Prohibido usar el celular, comer, fumar, beber o almacenar comidas o cualquier

objeto de uso personal dentro del laboratorio. 3. Usar ropa protectora de trabajo como mandil, mascarillas, guantes (de látex) la

misma que debe ser retirada antes de abandonar el laboratorio. Botas y gorra en casos de exposición a microorganismos de alta peligrosidad.

4. Antes de iniciar cualquier actividad en el laboratorio asegurarse de que en la mano no existan escoriaciones. En caso contrario cubrir las mismas de manera adecuada.

5. Cambio inmediato de los guantes en caso de rotura y lavado de manos.6. No tocarse la boca ni los ojos con las manos enguantadas7. Evitar la formación de aerosoles y gotas.8. Manejo adecuados de los objetos corto punzantes. Una vez utilizados se deben

almacenar en recipientes rígidos y eliminarse luego de ser decontaminados.9. Terminantemente prohibido pipetear con la boca. Debe utilizarse los

pipeteadores automáticos.10. Decontaminar las superficies de trabajo una vez terminado el trabajo diario.Se

recomienda el uso de hipoclorito de sodio al 10%11. Evitar conductas inseguras y de riesgo.12. Manejo adecuado de los desechos desde el lugar de origen y realizar tratamiento

adecuado especialmente de los infecciosos.13. Los desechos de los fluidos corporales pueden eliminarse por las cañerias

habituales una vez que hayan sido decontaminados.14. Lavarse las manos con abundante agua y jabón luego de haber terminado el

trabajo diario.15. Plan de inmunizaciones para el personal de laboratorio

TRABAJO EN CLASE:Poner en práctica las normas anteriores durante cada sesión de laboratorio


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PRACTICA No. 2

Tema: Toma de muestras de sangre (venosa y capilar)

Objetivos:1. Conocer la técnica para la obtención de muestras de sangre como medio para

mantener la integridad del profesional de salud y la del paciente 2. Adiestramiento adecuado para el manejo de instrumentos necesarios en la toma

de muestras sanguíneas3. Aplicar las precauciones universales de bioseguridad en el laboratorio con

respecto al manejo de líquidos biológicos y material infeccioso4. Conocer los usos de los diferentes anticoagulantes empleados en el laboratorio

Fundamento teórico:La relativa facilidad con que se obtiene la sangre venosa hace de esta técnica el principal método de obtención de sangre en los laboratorios de análisis clínicos. A partir de la sangre sin anticoagulante se obtiene suero, si la sangre contiene anticoagulante, se obtiene plasma. Del plasma forma parte el fibrinógeno, sustancia de la que carece el suero.

Materiales:-Torniquete-Algodón-Alcohol antiséptico (isopropílico al 70%)-Jeringuillas-Sistema vacutainer: capsula, tubos alvacío, agujas de toma múltiple- Lancetas-Tubos capilares heparinizados-Plastilina

Técnica de la punción venosa:1. Se identifica al paciente comprobando que la solicitud de exámenes corresponda

al mismo2. Si se solicita una muestra en ayunas, debe comprobarse que efectivamente el

paciente no ha ingerido alimentos3. Hay que dirigirse al paciente e informarle sobre el procedimiento a que va a ser

sometido. Se debe tranquilizarle, eliminando en lo posible su tensión.4. Se ha de colocar adecuadamente al paciente, según éste se encuentre sentado, o

en decúbito prono, para tener acceso fácil y cómodo a la fosa antecubital.5. Hay que preparar todo el material, incluidos los tubos para recogida de la

muestra, el torniquete, los objetos que se emplean para limpiar la piel, las jeringas, cuando sea necesario, la aguja estéril para extracción de sangre y dispositivo utilizado para fijar la aguja al tubo de extracción al vacío.

6. Se solicita al paciente que cierre el puño para que las venas resulten más palpables.


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7. Se seleciona una vena adecuada para la punción. Se prefieren las venas de la fosa antecubital, en particular la cubital interna y la cefálica. También pueden utilizarse las venas de la muñeca, el tobillo y la mano. Si existiera ya un catéter intravenoso en un brazo, se utilizará el otro para la extracción de la muestra.

8. Preparar la cápsula insertando la aguja pero dejando un poco flojo la capucha de la parte externa de la misma para retirarlo al momento de la punción.

9. Se aplica un torniquete varios centímetros por encima de la zona de punción (aproximadamente a cuatro dedos sobre el doblez del brazo). No hay que dejar nunca el torniquete más de 1 minuto. En casos excepcionales no debe usarse el torniquete, por ejemplo cuando en el pedido está el Calcio.

10. Se limpia la zona de la venopunción con una torunda embebida en solución en alcohol antiséptico. Se comienza en el punto de la punción y se prosigue la limpieza hacia fuera siguiendo un movimiento en espiral. Se deje que la zona se seque y no se toca con ningún objeto que no haya sido esterelizado previamente.

11. Se fija firmemente la vena tanto por encima como por debajo del lugar de punción, con la ayuda de los dedos pulgar y medio, o índice y pulgar.

12. Se realiza la venopunción. a) Se penetra a través de la piel con la aguja formando un ángulo de aproximadamente 15º con el brazo y con el bisel hacia arriba. Se sigue la dirección de la vena con la aguja. B) Se introduce la aguja con suavidad pero con la suficiente rapidez para reducir las molestias del paciente. No hay que enterrar la aguja. C) Si se utiliza una jeringa, se tira hacia atrás del émbolo, con tensión lenta y uniforme a medida que la sangre va fluyendo en su interior. No debe realizarse este movimiento con excesiva rapidez, ya que podría hemolizarse la sangre o colapsarse la vena. d) Si se utiliza un tubo al vacío, en cuanto la aguja haya penetrado en la vena, se dirigirá el tubo todo lo posible hacia delante en el dispositivo de sujeción. Al mismo tiempo se sujeta tenuemente la aguja en su lugar. Una vez que haya llenado el tubo, se retira, cogiéndolo por su extremo y tirando suavemente de él.

13. Cuando la sangre comience a fluir, se suelta el torniquete.14. Una vez que se haya extraído toda la muestra, hay que indicar al paciente que

relaje el puño y que no bombee con la mano.15. Se coloca suavemente sobre el punto de la punción una bola de algodón estéril.

Se extrae la aguja y a continuación se ejerce presión sobre la zona.16. Se venda el brazo. En general es suficiente una tira de esparadrapo sobre la bola

de algodón, para detener la hemorragia.17. Se mezclan los tubos con el anticoagulante. Si la muestra ha sido extraída con

jeringa, se transferirá la sangre a los tubos correspondientes tomando las debidas precauciones para evitar la hemólisis de las muestras.

18. Se comprobará el estado del paciente; por ejemplo, si se ha mareado y si la hemorragia está controlada.

19. Se elimina el material contaminado: agujas, jeringas, algodones, etc.20. Se marcan las etiquetas y se registra la hora en que se extrajeron las muestras.21. Se envían los tubos de sangre para su análisis a los correspondientes

departamentos del laboratorio. Si es preciso, se hace constar la hora en la solicitud.


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Punción capilar:1. Tener todo el material en perfecto orden: algodón, alcohol, lancetas, tubos

capilares y plastilina.2. Pedir al paciente que se frote el dedo pulgar hasta que obtenga una buena

irrigación de la zona de punción.3. Desinfectar la zona y secarla con otro algodón libre de alcohol4. Sacar la lanceta y realizar la punción de forma rápida y firme.5. Deshechar la primera gota para evitar contaminación con restos de alcohol.6. Colocar el capilar en la zona e ir llenándolo hasta las tres cuartas partes del tubo.7. Retirarlo de la zona y colocar un algodón con poco alcohol y solicitar al paciente

que se sostenga por unos minutos para que deje de fluir la sangre.8. El capilar sellarlo con plastilina y colocarlo en el lugar designado para ese

paciente.

Anticoagulantes utilizados con mas frecuencia

EDTA (tapón lila): Tubo estéril con anticoagulante EDTA: sal de ácido etileno diamina tetracético di o tripotasica o di sódica, concentración: 1,2 a 2,0mg/ml de sangre(4,1 a 6,8mmol/l de sangre) basado en EDTA anhidro. Para uso en hematología

Citrato de sodio (tapón azul 1/9 y tapón negro 1/4): citrato trisódico con 0,100 a 0,136 mol/l de ácido cítrico. Se recomienda 0,105 mol/l para lograr la estandarización recomendada por la WHO para que quede a 3,2%. Se usa para pruebas de coagulación (TP, TTP, fibrinógeno), utilizar l parte de citrato y 9 de sangre entera.

Tapón rojo: Tubo estéril sin anticoagulantes ni aditivos ni geles separadores. Para obtener suero.

Los tapones de colores con una banda Gris agregada indican que el tubo corresponde a uno los anteriores y que además contiene gel separador de suero o plasma

TRABAJO EN CLASE:

Estudiar bien las instrucciones anteriores para ponerlo en práctica con algún compañero de clase

PRACTICA No. 3

Tema: Soluciones y diluciones

Objetivos:- Conocer lo que es un soluto y un solvente para preparar soluciones a diferentes

concentraciones


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- Conocer dos formas de expresar matemáticamente la proporción de soluto a solvente dentro de una solución (p/v y v/v)

- Realizar diluciones simples a partir de una solución

Fundamento teórico:Las soluciones son mezclas homogéneas de dos o más substancias, que pueden separarse por métodos físicos en sus diversas substancias componentes. En una solución, aquella substancia que se encuentra en mayor proporción se conoce como Solvente y las demás como Solutos.

Existen varias formas de expresar la concentración de una solución, esto es, la proporción de soluto a solvente. Para efectos cualitativos, frecuentemente se habla de soluciones diluidas, concentradas, saturadas o sobresaturadas. Aunque existen diversas formas de expresar matemáticamente la proporción de soluto a solvente dentro de una solución, las de uso mas extendido suelen ser Molaridad, el Porcentaje Peso a Volumen, el Porcentaje Peso a Peso y las Partes por Millón.

El porcentaje Peso a Volumen es una relación que expresa los gramos de soluto que se hallan contenidos en cada 100 mililitros de solución.

Materiales y reactivos:Materiales:

- Probeta graduada de 50 ml- Vaso de precipitación de 50 ml- Matraz aforado de 50 ml- Pipetas graduadas de : 1, 2, 5 y 10 ml.- Peras de seguridad- Tubos de ensayo - Gradillas- Balanza- Varilla de vidrio

Reactivos:- Safranina en polvo- Cloruro de sodio en polvo- Agua destilada

Procedimiento:1. Método para preparar soluciones:Unidades de medidas:p/v = peso de soluto sobre volumen de solvente expresado en gr/ 100mlv/v = volumen de soluto sobre volumen de solvente expresado en ml/100 ml.

Ejemplo de soluciones p/v:Preparar 50 ml. de solución de NaCl (cloruro de sodio) al 0.85% en agua destilada Datos


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V1= 50 ml.V2= 100 mlConcentrac. Solución= 0.85% (pesar 0.85 gramos de NaCl y aforar con agua destilada hasta obtener 100 ml de solución)

0.85 gr. NaCl 100 ml agua destilada X 50 ml agua destilada

X= 0.425 gr. de NaCl disolver en agua destilada hasta obtener 50 ml de solución

Ejemplo de soluciones v/v:Preparar 40 ml. de solución de Etanol al 70% en agua destilada

DatosV1= 40 ml.V2= 100 mlConcentrac. Solución= 70% (70 ml de etanol puro diluidos en 100 ml de agua destilada)70 ml de etanol 100 ml agua destilada X 40 ml agua destilada

X= 28 ml. de etanol puro diluir en 12 ml de agua destilada para obtener una solución de 40 ml de etanol al 70%

2. Método para realizar diluciones Partiendo de una solución cualquiera que sea su concentración las diluciones se realizan del siguiente modo: Si se tiene una solución HCl (ácido clorhidrico) y se quiere diluir en agua destilada 1:20 para obtener un volumen final de 50 ml se realiza los siguientes cálculos: 1ml de soluc. HCl 20 ml. de agua destilada X 50 ml de agua destilada X =2.5 ml de HCl se necesita para obtener una solución de 50 ml en agua destilada (medir 47.5 ml de agua)

3. Para obtener el factor de dilución:Utilizando el ejemplo anterior el factor de dilución se obtiene del siguiente modo:

Fd = Volumen mayor = 50 = 20 Volumen menor (alícuota) 2,5

La solución en efecto está diluida 20 veces

PRACTICA No. 4

Tema: Elemental y microscópico de orina


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Objetivos:1. Analizar la orina realizando exámenes macróscopico, químicos y microscópicos

en la misma2. Correlacionar los parámetros analizados con enfermedades renales o del tracto

urinario

Definición de examen rutinario de orina: Es un examen físico y/o químico de la orina y comprende una serie de pruebas químicas y microscópicas para evaluar infecciones del tracto urinario, enfermedad renal y enfermedades de otros órganos que provocan la aparición de metabolitos anormales (productos de descomposición) en la orina.

El examen elemental y microscópico de orina consta de tres partes:1) Macroscópico: color, aspecto2) Químico (tira reactiva): pH, leucocitos, proteínas, glucosa, urobilinógeno,

bilirrubina, cuerpos cetónicos, sangre3) Microscópico: leucocitos, eritrocitos, células bajas, células altas (se reporta

numero por campo en 10 camposcon lente de 40x), moco, bacterias, cristales, parásitos, hongos (se reporta por cruces en 10 campos con lente de 40 x) y cilindros se reporta número por placa (con lente de 10x).

1. Instrucciones para recoger una muestra parcial de orina

a. El frasco tiene que ser suministrado por el Laboratorio, o adquirir en la farmacia uno estéril apropiado para la recolección de orina.

b. Es preferible que la orina sea la primera orina de la mañana. c. Practicar previo aseo genital, con agua y jabón, sin dejar residuos. Esto es

especialmente importante en la mujer que debe lavarse el área entre los labios de la vagina y evitar la contaminación de la muestra con crema, antisépticos y secreciones vaginales. Los hombres y niños deben limpiarse la cabeza del pene

d. Deje escapar la porción inicial de la micción al inodoro, a continuación recolecte en el frasco la porción media (10 ml) y descarte la porción final de la micción nuevamente en el inodoro.

e. Tape bien el frasco y entréguelo rápidamente al Laboratorio (máximo dos horas luego de tomar la muestra).

f. NO recoger la muestra durante el Periodo Menstrual 2. Método para el análisis de orina macroscópico y químico:

a. Después de recibir la orina en el laboratorio, analizarla tan pronto como sea posible. Antes del análisis las muestras de orina deben estar a la temperatura ambiente

b. Realizar la homogenización de la orinac. Con movimientos moderados en el recipiente transportado hasta el laboratorio

(bien mezclada y no agitada)d. Verter en un tubo de ensayo de 16 x 100 mm aproximadamente 10 ml e. Determinar el color, aspecto (nitidez)


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http://www.nlm.nih.gov/medlineplus/spanish/ency/article/000457.htm




f. Registrar la presencia de un olor inusual y de cantidades anormales de espuma coloreada

g. Sumergir brevemente la tira reactiva, no más de un segundo (evitar tocarla con los dedos, ya sea antes o después de sumergirla)

h. Eliminar el exceso de orina en la tira,: limpiar el borde de la misma con el reborde del tubo o con papel secante

i. No permitir que los reactivos de la tira se juntenj. No depositar la tira reactiva directamente sobre la superficie de trabajok. Seguir exactamente las recomendaciones en cuanto al tiempo para cada test

químicol. Mantener la tira reactiva junto a la carta de colores y leer bajo una buena

iluminaciónm. Tener en cuenta las fuentes de error, la sensibilidad y la especificidad de cada

prueba con la tira reactiva2.1. Parámetros que se observan en el examen macroscópico :

En el examen macroscópico se analiza el aspecto como por ejemplo si es trasnparente, ligeramente turbia, turbia, espesa, opaca y el color de la orina que puede ser amarilla pálida, amarilla oscura, ámbar, roja, verde, azul entre otros.

2.2. Parámetros que se observan en el examen químico:

Densidad (ó gravedad específica): Registra la concentracuión iónica de la orina (es decir, qué tan concentrada o diluida se encuentra). Se basa en la liberación de protones por un formador de complejos en presencia de cationes. Esto causa un viraje de color del indicador azul de bromotimol, de azul hacia amarillo, pasando por verde azulado

pH: Indican la acidez o alcalinidad de la orina. Los valores pH más frecuentes en orina fresca de personas sanas se encuentran entre 5 y 6. El test es específico para la detección de iones hidronio, siendo el valor pH el logaritmo decimal negativo de la concentración de iones hidronio. El papel reactivo contiene los indicadores rojo de metilo, fenolftaleína y azul de bromotimol.

Leucocitos: Comprueba la actividad esterásica de granulocitos. Esta enzimas desdoblan un éster de indoxilo a indoxilo, que reacciona con una sal de diazonio formando un colorante violeta. se detectan leucocitos intacto y también los lisados (indicio de IVU)

Nitrito: Los agentes patógenos más frecuentemente causantes de infecciones de las vías urinarias, E. coli y la mayoría de los gérmenes patógenos urinarios, transforman el nitrato absorbido con la alimentación en nitrito. Este es detectado por una coloración del rosa al rojo de la zona reactiva. El ensayo se basa en el principio de la prueba de Griess y es específico para el nitrito. (indicio de IVU)

Proteínas: El test se basa en el principio del error proteico de indicadores de pH y reacciona de manera especialmente sensible a la albúmina.

Glucosa: La detección de glucosa se efectúa según el método específico de la glucosa-oxidasa-peroxidasa.


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Cuerpos cetónicos: La detección se realiza en el principio de la prueba de legal y reacciona más intensamente al ácido acetilacético que a la acetona. Las cetonas son un subproducto del metabolismo de las grasas, presente con inanición y diabetes.

Urobilinógeno: Es un producto de degradación de la bilirrubina. El test se basa en que una sal de diazonio estable produce con el urobilinógeno, casi instantáneamente un colorante azóico rojo

Bilirrubina: En la orina es un producto de degradación de la hemoglobina. La detección se basa en la copulación de una sal de diazonio con bilirrubina para formar un colorante azoico. Incluso los más leves matices rosa ya deben ser considerados como positivos.

Hemoglobina: Es un indicio de hemólisis. La mioglobina cataliza la oxidación del indicador por el hidroperóxido orgánico contenido en el papel reactivo. Puntos verdes aislados hasta acumulados en la zona reactiva amarilla indican la presencia de eritrocitos intactos. La hemoglobina así como los eritrocitos hemolizados o la mioglobina son indicados por una coloración verde homogénea de la zona reactiva.

3. Método para realizar el examen microscópico del sedimento urinario a. Una vez realizado el examen microscópico y químico de la orina, se la

centrifuga por 5-10 minutos a 1500-2000 rpm con la orina previamente homogenizada

b. Eliminar cuidadosamente el sobrenadante. El volumen final utilizado para resuspender el sedimento puede variar según el sistema estandarizado que se use, pero debe ser siempre constante en cualquier laboratorio dado.

c. Resuspender con suavidad el sedimento, eliminar las dos primeras gotas y colocar la tercera gota en una placa portaobjetos, cubrir con un cubreobjetos. Dejar que la orina se deposite durante 30 a 60 segundos.

d. Observar al microscopio con objetivos de pequeño y gran aumento. Para detectar algunas entidades del sedimento con un índice bajo de refracción será necesaria una luz amortiguada o una iluminación de contraste de fase. El foco fino debe variarse continuamente mientras se examina. Progresar de manera sistemática a lo largo de toda la placa, teniendo cuidado de examinar los bordes en busca de cilindros.

e. Recuento del número de cilindros por lo menos en 10 campos de pequeño aumento (10x) y anotar en el informe el número de cilindros por campo. Puede utilizarse un margen razonable, es decir, 0 a 2, 2 a 5, 5 a 10, etc. Usar el gran aumento (40x) para indicar el tipo de cilindros. Los cilindros se apreciarán si se utiliza microscopio de contraste de fase.

f. Identificación y recuento de los eritrocitos, leucocitos y células epiteliales renales utilizando el objetivo de gran aumento (40x). Efectuar el recuento por lo menos 10 campo de gran aumento y expresarlo como células por campo. En el informe puede utilizarse un margen razonable.

g. Reportar:


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h. Las células epiteliales (bajas) y altas si están presentes en gran número o como fragmentos (células transicionales)

i. Bacterias, levaduras, microorganismos. Una bacteriuria detectable a pequeño aumento puede expresarse por lo menos como 2 +.

j. Los cristales se cuantifican bajo pequeño aumento. La presencia de cristales anormales debe confirmarse químicamentey correlacionarse con la historia del paciente

k. Grandes cantidades de moco

OBSERVACIÓN: Para el siguiente literal por favor revisar el atlas para segundo nivel ubicado en el internet cuya página es ftp.puce.edu.ec

3.1. Elementos que se observan en el examen microscópico:

Las bacterias y otros microorganismos (normalmente no están presentes) Cilindros urinarios Cristales Grasa Moco Glóbulos rojos (un indicio de daño en los túbulos) Células tubulares renales Células epiteliales de transición Glóbulos blancos (un indicio de infección del tracto urinario)

TAREA EN CLASE:Cada estudiante debe traer su muestra de orina siguiendo las instrucciones anteriores, realizar el análisis clínico durante la práctica y realizar el reporte de la misma para archivar en la carpeta.

PRACTICA No. 5

Tema: Parasitología : Coproparasitario

Objetivos:1. Observación macroscópica y microscópica de las heces para aprender a

reconocer diferentes patologías gastrointestinales2. Aprender a realizar la técnica para la preparación de un coproparasitario

Materiales y rectivos:A. Materiales-Placa portaobjetos-Placa cubreobjetos-Microscopio-Guantes-Palillos de dientes


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ftp://ftp.puce.edu.ec/



B. Reactivos-Solución fisiológica al 0.85%-Solución de lugol (dilución 1:5 de lugol)-Muestra de heces

Procedimiento:

Recolección de la muestra:Debe recogerse en un recipiente limpio, debe tenerse cuidado de no mezclarse con orina, descartar los provenientes de pacientes tratados con bismuto y bario. Las muestras obtenidas deben enviarse rápidamente al laboratorio especialmente si son líquidas o semilíquidas ya que las formas trofozoicas de los protozoos pierden movilidad y mueren poco después de enfriarse.

Procesar la muestra antes de dos (2) horas. Si esto no es posible, mantener las muestras en refrigeración o temperatura de 4º Centígrados.

1. Examen macroscópico (físico) heces:La inspección de las heces es importante, ya que puede conducir a un diagnósrtico de infectación parasitaria, ictericia obstructiva, diarrea, malabsorción, obstrucción rectosigmoidea, disentería o colitis ulcerosa, o pérdida de sangre en el conducto gastrointestinal.a. Debe anotarse la consistencia (especificando si son pastosas, blandas,

semilíquidas ó líquidas ó duras) y color del excremento (café, amarilla, rojiza, negruzca, verdes, etc)

b. Los proglótides o gusanos adultos se pueden detectar en el examen general, manchas de sangre o moco, y, la presencia de restos alimenticios.

Color: Normalmente las heces son de color pardo de diferente intensidad, este color se debe a la presencia de urobilina, varia de acuerdo a la ingestión de alimentos y medicamentos.Olor: Las sustancias aromáticas provenientes de la desaminación y descarboxilación del triptofano por las bacterias son las que le dan a la materia fecal el olor característico.Consistencia: Normalmente las heces son blandas aunque moldeadas. Se observan heces extremadamente duras en el estreñimiento y líquidas por acción de purgantes, o por causas que originen diarrea. Esta consistencia puede ser : Líquida, blanda o dura.Aspecto: Hay diferentes aspectos como son : Diarreico, cremoso, mucoide, granuloso, pastosa,caprino.Reacción: La reacción y el pH de la materia fecal depende del régimen alimenticio.

2. Exámen Microscópico de las heces:

En una lámina portaobjetos se colocan dos gotas, en la parte izquierda solución salina y en la derecha lugol, luego se toma con un palillo la muestra de materia fecal, se debe


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http://www.monografias.com/trabajos15/proteinas/proteinas.shtml

http://www.monografias.com/trabajos10/carso/carso.shtml

http://www.monografias.com/trabajos10/lamateri/lamateri.shtml

http://www.monografias.com/trabajos/bacterias/bacterias.shtml

http://www.monografias.com/trabajos7/alim/alim.shtml

http://www.monografias.com/trabajos5/colarq/colarq.shtml

http://www.monografias.com/trabajos5/colarq/colarq.shtml

http://www.monografias.com/trabajos/termodinamica/termodinamica.shtml

http://www.monografias.com/trabajos/aireacondi/aireacondi.shtml

http://www.monografias.com/trabajos15/informe-laboratorio/informe-laboratorio.shtml

http://www.monografias.com/trabajos11/dertrat/dertrat.shtml



escoger la parte que tenga elementos anormales como sangre, moco, etc. y de otra parte para que así quede una muestra representativa, se homogeniza en la lámina primero en la solución salina y luego en el lugol, se le colocan los cubreobjetos. La suspensión no debe quedar muy gruesa pero tampoco muy delgada.

Residuos alimenticios: Fibras musculares: Se presentan en forma de cilindros con estrías longitudinales y transversales.Grasas neutras: Aparecen como esferas refringentes de diferentes tamaños.Acidos grasos: Se observan como agujas incoloras.Almidones: Tienen formas irregulares y son refractiles al agregar el lugol.Fibras vegetales: Se caracterizan por ser de doble pared, contienen clorofila y poseen un canal central muy marcado.

Productos de irritación de la mucosa: Moco: Se observa en cualquier patología.Glóbulos Rojos: Su hallazgo indica lesión en la parte baja del aparato digestivo.Células epiteliales: Indican una excesiva irritabilidad.Bacterias: Carecen de significación clínica.Leucocitos: Si hay gran cantidad indica irritación bacteriana.Cristales de Charcot-leyden: Se ven en forma de rombos alargados.

2. Exámen parasitológico

NEMATODOS: Gusanos redondos

Ascaris lumbricoides: Se observan huevos miden aprox. 45-75 x 30-50 mm, presenta una célula rodeada por tres capas, producen una patología de dolor de estómago y desnutrición.

CESTODOS: Gusanos planos

-Taenia: Los huevos miden 20-30 x 30-40 mm, son ovoides con membrana gruesa, amarillenta que se encuentra estriada en forma de empalizada y encierra un embrión de seis ganchos poco visibles. Produce trastornos nerviosos.

PROTOZOARIOS:

Entamoeba histolítica: Se observan quistes miden aprox. 20 mm se observa con cuatro núcleos. Pueden causar lesión de la mucosa intestinal.

Entamoeba coli: Son quistes más grandes que los de histolítica, tiene más de cuatro núcleos. Es considerada como no patógena.

Giardia lamblia: es un protozoo flagelado patógeno que parasita el tracto digestivo de humanos y otros mamíferos. Presenta un tamaño de 20 micras de longitud y 15 de


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http://www.monografias.com/trabajos15/desnutricion/desnutricion.shtml

http://www.monografias.com/trabajos11/lacelul/lacelul.shtml

http://www.monografias.com/trabajos11/apadi/apadi.shtml

http://www.monografias.com/trabajos/sangre/sangre.shtml



ancho. Posee 8 flagelos, 2 anteriores, dos posteriores, dos ventrales y dos caudales, cuya función es la de motilidad. Proyectada en un plano se parece una pera.

OBSERVACIÓN: Por favor revisar el atlas para segundo nivel ubicado en el internet cuya página es ftp.puce.edu.ec

TAREA EN CLASECada estudiante debe realizar un examen coproparasitario y hacer el reporte para archivarlo en la carpeta

PRACTICA No. 6

CARBOHIDRATOS: Determinación de glucosa en sangre

1. Objetivos:

1. Conocer la técnica mediante la cual se determina la glucosa en sangre2. Diferenciar pacientes con hipo e hiperglicemia

2. Fundamento teórico:

La glucosa es la principal fuente de energía de las células en el organismo. La glucosa es un monosacárido con una concentración postpandrial de 90 mg/dl en la sangre y sirve como una fuente de energía indispensable para la función celular.

El diagnóstico de los trastornos del metabolismo de los hidratos de carbono se apoya en parte en la medición de la glucosa plasmática, ya sea en ayuna o tras estimulación o pruebas de supresión.

Los resultados de la glucosa plasmática pueden clasificarse como hiperglucémicos (como la diabetes mellitus) o hipoglucémicos.

Principio de la reacción:

La prueba utilizada se determina mediante el método enzimático colorimétrico, basado en la reacción de Trinder.

Glucosa + O2 + H2O GOD (glucosa oxidasa) ácido glucónico + H2O2

2H2O2 + 4-aminoantipirina + fenol POD (peroxidasa) quinoneimina (rojo) + 4H2O

La glucosa se determina después de la oxidación enzimática en presencia de glucosa oxidasa. El peróxido de hidrógeno formado reacciona bajo la catálisis de peroxidasa con fenol y 4-aminoantipirina formando un complejo rojo violeta llamado quinoneimina.


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ftp://ftp.puce.edu.ec/



Punto final de una reacción: Las reacciones catalizadas por enzimas son únicas en el sentido de que presentan aumentos muy grandes de la velocidad en relación a las reacciones no catalizadas y muestran una cinética de saturación, es decir la velocidad de la reacción alcanza un valor máximo a una concentración determinada de sustrato, no dan por resultado aumento de la velocidad de la reacción. La medida se realiza siempre en las condiciones óptimas de pH, temperatura, presencia de cofactores, etc. En estas condiciones, la velocidad de reacción observada es la velocidad máxima (Vmax). La velocidad puede determinarse bien midiendo la aparición de los productos o la desaparición de los reactivos.

En el caso de la reacción de la glucosa catalizada por la enzima glucosa oxidasa y la peroxidasa llega a su punto final cuando todo el sustrato (glucosa) se ha oxidado, y después se mide el cambio de color.

Espectofotómetro:

La absorbancia y la transmitancia de una sustancia en disolución se miden con un aparato denominado espectrofotómetro, el cual consta básicamente de los siguientes componentes:

Fuente de luz: Lámpara que emite una mezcla de longitudes de onda.

Colimador: Conjunto de lentes que enfocan la luz convirtiéndola en un haz de rayos paralelos.

Monocromador: Dispositivo que selecciona luz de una única longitud de onda.

Detector fotoeléctrico: Transductor de luz en electricidad. La luz provoca el desplazamiento de electrones en el metal del detector, produciendo una corriente eléctrica que es proporcional a la intensidad de la luz recibida.

Registrador: Mide la señal del detector, la compara y genera una medida en una escala determinada.


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A) Esquema de un espectrofotómetro de un solo hazB) Esquema de un espectrofotómetro de doble haz, en el cual se corrigen las variaciones espectrales de los diferentes elementos ópticos que lo componen

El funcionamiento del espectrofotómetro es el que sigue: la luz de una fuente continua pasa a través de un monocromador, que selecciona una banda estrecha de longitudes de onda del haz incidente.

Esta luz “monocromática” atraviesa una muestra de espesor b, y se mide la potencia radiante de la luz que sale. Es necesario calibrar el espectrofotómetro con un blanco antes de medir las absorbancias de la disolución problema. Esta celda o cubeta de referencia sirve para compensar los efectos de reflexión, dispersión o absorción de luz de la celda con el disolvente.

Cuando emerge poca luz de la muestra (absorbancia alta), la intensidad es difícil de medir. Cuando emerge mucha luz de la muestra (absorbancia baja), es difícil detectar la diferencia de absorbancia entre las celdas de muestra y de referencia.

3. Parte experimental:

3.1. Procedimiento:

Ensayo:

Longitud de onda: Hg 546 nm.Paso de luz: 1 cmTemperatura: 20-25ºCMedición: frente a un blanco de reactivo. Se requiere un blanco de reactivo por serie


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Esquema de pipeteo:

Microdeterminación

Pipetear en las cubetas Blanco de reactivo STD ó muestra

STD ó muestra 5 ul

Reactivo para glucosa 500 ul 500 ulMezclar, incubar por 10 minutos de 20-25ºC ó 5 minutos a 37ºC. Medir la absorbancia del STD y las muestras frente a un blanco de reactivo antes de 60 minutos.

Materiales y reactivos:

Materiales Reactivos

Espectrofotómetro Reactivo para glucosa

Tubos de ensayo Estándar de glucosa (100 mg/dl)

Gradilla Muestras de suero sanguíneo (ó plasma)

Pipetas automática

Puntas de plástico para pipetas automát..

Reloj

Cubetas de plástico para espectrofot.

Nota: El espectrofotómetro debe estar encendido 20 minutos antes de leer las absorbancias.

3. Cálculo de la concentración de la glucosa

C (mg/dl)= 100 x ∆A muestra ∆A Estándar

Valores de referencia: 70 – 100 mg/dl Autora: Dra. Celia Bowen

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TRABAJO EN CLASE:

Realizar el análisis de glucosa en un suero sanguíneo y luego reportar los cálculos en la carpeta con la respectiva interpretación del resultado

PRÁCTICA No 7

LÍPIDOS: Determinación de colesterol en sangre

1. Objetivos:

3. Conocer la técnica mediante la cual se determina el colesterol en sangre4. Diferenciar pacientes con hipo e hipercolesteremia

2. Fundamento teórico:

Los principales lípidos del plasma humano son el colesterol, los ésteres del colesterol, los triglicéridos, los fosfolípidos y los ácidos grasos no esterificados. El colesterol es un importante componente estructural de las membranas celulares y un precursor para la biosíntesis de los ácidos biliares y las hormonas esteroideas.

El riesgo cardiovascular es una función continua de la concentración de colesterol y que los individuos situados en el límite superior del margen normal tienen un riesgo mayor que los que están situados en el límite inferior.

La prueba utilizada para determinar colesterol es mediante el método enzimático colorimétrico del siguiente modo:

Principio de la reacción:

Esteres de colesterol + H2O CHE(colesterol esterasa) colesterol + ácidos grasos

Colesterol + O2 CHO (colesterol oxidasa) colesterol- 3-ona + H2O2

2H2O2 + 4-aminoantipirina + fenol POD (peroxidasa) Quinoneimina (rojo) + 4 H2O

El colesterol se determina después de hidrólisis enzimática y oxidación. El indicador es la quinoneimina (complejo rojo) formada por el peróxido de hidrógeno y 4-aminoantipirina en presencia de fenol y peroxidasa.

2. Parte experimental:

2.1. Procedimiento:


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Ensayo:

Longitud de onda: Hg 546 nm.Paso de luz: 1 cmTemperatura: 20-25ºCMedición: frente a un blanco de reactivo. Se requiere un blanco de reactivo por serie

Esquema de pipeteo:

Microdeterminación

Pipetear en las cubetas Blanco de reactivo STD ó muestra

STD ó muestra 5 ul

Reactivo para colesterol 500 ul 500 ulMezclar, incubar por 10 minutos de 20-25ºC ó 5 minutos a 37ºC. Medir la absorbancia del STD y las muestras frente a un blanco de reactivo antes de 60 minutos.

Materiales y reactivos:


Espectrofotómetro Reactivo para colesterol

Tubos de ensayo Estándar de colesterol (200 mg/dl)

Gradilla Muestras de suero sanguíneo (o plasma)

Pipetas automática


Reloj



4. Cálculo de la concentración de colesterol


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C (mg/dl)= 200 x ∆A muestra ∆A Estándar

Valores de referencia: hasta 200 mg/dl

TRABAJO EN CLASE:

Realizar el análisis de colesterol en un suero sanguíneo y luego reportar los cálculos en la carpeta con la respectiva interpretación del resultado

CONSULTA:Criterios de la OMS para:

- Síndromes metabólicos - Factores de riesgo cardiovascular

Nota: Archivar en la carpeta y estudiar para la evaluación parcial

PRÁCTICA No. 8

TEMA: Método para electroforesis de proteínas en suero

Objetivo: Aplicar la técnica de electroforesis para separar las diversas fracciones proteícas del suero humano

Fundamento teórico:La electroforesis es una técnica basada en los movimientos de moléculas cargadas en un campo eléctrico, cada molécula se mueve hacia el electrodo de carga opuesta (cátodo y ánodo), este movimiento denominado “electroforesis” da nombre a la técnica. En el transporte electroforético, a la fuerza del campo eléctrico se opone la resistencia viscosa del medio, produciéndose, cuando se igualan una velocidad constante de desplazamiento de las partículas.

En resumen, puede decirse que cuando una molécula cargada se coloca en un campo eléctrico se moverá hacia uno u otro electrodo dependiendo de: 1) su carga eléctrica, 2) su tamaño, 3) la intensidad del campo eléctrico y 4) la temperatura del medio.

La electroforesis se aplica en el campo de la Bioquímica a la separación de compuestos que poseen grupos ionizables (aminoácidos, péptidos, proteínas, ácidos nucleicos) teniendo en cuenta que la carga neta de estas sustancias depende del pH del medio en que se encuentren. Si la molécula tiene carga positiva migrará hacia el cátodo, si tiene carga negativa hacia el ánodo. La fuerza iónica de la solución tampón tiene una


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importancia fundamental en la electroforesis, puesto que cuando es baja, permite velocidades de migración de los solutos más rápidas y con menor desprendimiento de calor.

Las proteínas están compuestas de aminoácidos que poseen grupos ionizables (principalmente -COO- y –NH+

3), pueden encontrarse cargadas positiva o negativamente, o bien de permanecer eléctricamente neutras según la proporción de los diversos grupos ionizados a un determinado pH. En su punto isoeléctrico (pI o pH I), la proteína tiene carga neta cero. Por debajo de pI las proteínas estarán cargadas positivamente y por encima del pI negativamente.

El porcentaje normal de estas proteínas en el suero humano es:-Albúmina………54-62%-α-globulinas……9-15%-β-globulinas……14-19%-γ-globulinas……14-19%

En el siguiente cuadro se observa la concentración normal en mg/dl , peso molecular (PM) y funciones de las proteínas (el cuadro no presenta una clasificación completa de las proteínas, se observan unos cuantos ejemplos que se encuentran en mayor concentración)PROTEÍNAS PM CONCENTRACIÓN FUNCIÓN1)Albúmina 69000 3500 a 4500 mg/dl Presión oncótica y

transporte2)Globulinas alfa1Alfa1 glucoproteína ácida

40000 55 a 140 mg/dl Proteína de fase aguda

Alfa 1 antitripsina 54000 200 – 400 mg/dl Proteasa inhibidora3)Globulinas alfa2Alfa2 macroglobulina

725000 140 – 420 mg/dl Proteasa inhibidora

Haptoglobina 90000 380 a 780 mg/dl Liga HB circulante3.Globulinas betaTransferrina 76000 200 a 300 mg/dl Transporte del FeHemopexina 5700 50 a 100 mg/dl Liga el hem4.Gama globulinasIgG 150000 700 a 1500 mg/dl AnticuerposIgA 150000 a 300000 - AnticuerposIgM 750000 a 900000 - AnticuerposCrioglobulinas 220 - Desconocido

TRABAJO EN CLASE:Autora: Dra. Celia Bowen

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Realizar el análisis de las proteínas en un suero sanguíneo y luego reportar en la carpeta con una foto los resultados con una posible patología de la respectiva consulta (realizar un ejemplo de cada una en la misma foto)

CONSULTA:Patologías que se presentan cuando hay aumento ó disminución de cada una de las proteinas (albúmina, alfa1 y alfa2 globulina, beta1 y beta globulina, gamma globulina)Nota: Archivar en la carpeta y estudiar para la evaluación parcial

PRÁCTICA No. 9

TEMA: Determinación de urea (Método enzimático-colorimétrico)

Fundamento teórico:La urea es el principal compuesto nitrogenado no proteico más imporatnte en la mayoría de los líquidos biológicos. En el hombre es el principal producto final del metabolismo proteíco. Se produce en el hígado y es excretada en la orina a través de los riñones.

Una elevación de la concentración sérica de urea, se interpreta generalmente como una posible disfunción renal. Sin embargo, no debe dejarse de lado el hecho de que los valores séricos de urea se encuentran íntimamente relacionados con la dieta y el metabolismo proteico, por lo que cualquier alteración en estas variables se traducirá en un cambio de la concentración de urea en suero.

Fundamento del método:La urea se hidroliza por acción de la ureasa en presencia de agua para producir amoníaco y dióxido de carbono. En una reacción de berthelot modificada los iones amonio reaccionan con hipoclorito y salicilato produciendo un complejo verde llamado indofenol que se determina colorimétricamente. ureasa NH2 – CO – NH2 + H2O (NH4

+)2 + CO2

Nitroprusiato (no es enzima)(NH4

+)+salicilato+ClONa+ 2-oxoglutarato Indofenol (verde)

Parte experimental:1.Procedimiento (en suero o plasma):1.1. En cuatro tubos de ensayo marcados como B (blanco), S (Standard), M1 (muestra 1) y M2 (muestra 2) agregar:

B S M1 M2Standard - 10 ulSuero o plasma - - 10 ul 10 ulReactivo 1 1000 ul 1000 ul 1000 ul 1000 ulEnzima ureasa 5 ul 5 ul 5 ul 5 ulMezclar por agitación suave e incubar 10 minutos a 20-25º C o por 3 minutos a 37ºC


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Reactivo 2 1000 ul 1000 ul 1000 ul 1000 ulMezclar por agitación suave e incubar 10 minutos a 20-25º C o por 5 minutos a 37ºC. Leer la absorbancia de la muestra (∆A muestra) y del estándar (∆A Estándar) en espectrofotómetro a Hg 578 nm frente a un blanco reactivo antes de 60 minutos

Cálculos de concentración de urea:C (mg/dl)= ∆A_muestra x 80 ∆A estandar

Valores de referencia en suero: 10 – 50 mg/dl Parámetros a considerar:- El espectrofotómetro debe estar encendido 20 minutos antes de realizar las lecturas de las muestras

2.Materiales y reactivos:2.1. Materiales:-Gradilla-Cuatro tubos de ensayo-Espectrofotómetro-Pipetas automáticas-Puntas de plástico para pipeta automática-Cubetas de plástico para espectrofotómetro-Reloj

2.2.Reactivos:-Reactivo 1: Buffer fosfatos (pH 7.0), Salicilato de sodio, Nitroprusiato de sodio, EDTA-Reactivo 2: Buffer fosfato (pH≤ 13), hipoclorito-Standard: solución de urea 80 mg/dl-Ureasa (enzima): Solución estabilizada y tamponada de alta potencia-Suero sanguíneo

TRABAJO EN CLASE:Realizar el análisis de urea en un suero sanguíneo y luego reportar los cálculos en la carpeta con la respectiva interpretación del resultado

PRÁCTICA No. 10

TEMA: Determinación de transaminasas : TGO y TGP

Las transaminasas son unas enzimas, principalmente localizadas en el hígado. Las más importantes son:


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- TGO: Transaminasa glutámicooxalacética. Está presente en casi todos los órganos, dentro de las células y que cuando se encuentran en sangre en niveles muy elevados significa que ha habido destrucción celular.

- TGP: Transaminasa glutámicopirúvica. Se localiza principalmente en el hígado y su misión es la fabricación de glucosa.

Se utilizan en la clínica para la confirmación diagnóstica del infarto agudo de miocardio y para el estudio de enfermedades hepáticas o musculares.

Para realizar el examen en sangre, previamente es necesario que el paciente, unos días antes, haga una dieta en la que no sobrecargue el hígado, no tomando alcohol, escasas proteínas y grasas y también es necasrio no realizar esfuerzos físicos importantes

Parte experimental:1.Procedimiento (en suero o plasma) tanto para TGO como para TGP:

Longitud de onda: Hg 334 nmTemperatura: 25º CCubeta: 1 cm paso de luzAjuste cero: contra el aire

Reactivo de trabajo 1000 ul colocar en la cubetaMuestra 100 ul colocar en la cubeta

Mezclar e incubar por 1 minuto a temperatura de 25º C, leer en el espectrofotómetro (A1), repetir las lecturas exactamente al 2do.( A2) y 3er. Minuto(A3)

Realizar los cálculos: ∆A/ min = A1 - A2 (usando los dos primeros minutos de lecturas de absorbancia)

∆A1/ min = A1 - A2 (usando los tres minutos de lecturas de absorbancia) ∆A2/ min = A2 – A3 ∆A/ min = (∆A1 + ∆A2)/2 Concentración de TGP = ∆A x 1790 Concentración de TGO= ∆A x 1790 Reportar los resultados en U/l Valores de referencia (varía de acuerdo a la marca comercial del reactivo y a la temperatura de medición):

TGO: Mujeres hasta 32 U/l Hombres hasta 38U/lTGP: Mujeres hasta 31 U/l Hombres: hasta 41 U/l

Parámetros a considerar:


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- Espectrofotómetro encender 20 minutos antes de realizar las lecturas de las muestras

2.Materiales y reactivos:2.1. Materiales:Espectrofotómetro, pipetas automáticas, puntas de plásticos para pipeta, cubetas, reloj

2.2.Reactivos: TGO y TGP

TRABAJO EN CLASE:

Realizar el análisis de TGO ó TGP en un suero sanguíneo y luego reportar los cálculos en la carpeta con la respectiva interpretación del resultado

PRÁCTICA No. 11

TEMA: Determinación de bilirrubina total y directaEl 80-85% de la bilirrubina se origina de la degradación de la hemoglobina con un 15-20% que es derivada del citocromo, mioglobina y catalasas. La bilirrubina no conjugada, la cúal se liga a la albúmina del plasma, es producida en el curso de la degradación en el sistema reticuloendotelial, células Kupffer del hígado, bazo y médula ósea. Los ensayo de bilirrubina son posible para evaluar el grado de severidadad de los síntomas clínicos de la ictericia así como para evaluar la función y el estado del hígado.

Significado de los resultados anormales

La ictericia es la coloración amarillenta de la piel y de la esclerótica del ojo, que ocurre cuando la bilirrubina se acumula en la sangre a un nivel mayor a 2.5 mg/dL aproximadamente. La ictericia se presenta porque los glóbulos rojos se están descomponiendo demasiado rápido para que el hígado los procese, lo cual podría suceder debido a una enfermedad hepática o a una obstrucción de las vías biliares.

Si hay una obstrucción de las vías biliares, la bilirrubina directa se acumulará, escapará del hígado y terminará en la sangre. Si los niveles son lo suficientemente altos, una parte de ella aparecerá en la orina. Sólo la bilirrubina directa aparece en la orina. El aumento de la bilirrubina directa generalmente significa que las vías biliares (secreción hepática) están obstruidas.

El aumento de la bilirrubina indirecta o bilirrubina total pueden ser un signo de:

Síndrome de Crigler-Najjar Eritoblastosis fetal Enfermedad de Gilbert


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Cicatrización de un hematoma grande (moretón o sangrado bajo la piel) Anemia hemolítica Enfermedad hemolítica del recién nacido Hepatitis Ictericia fisiológica (normal en los recién nacidos) Anemia drepanocítica Reacción a una transfusión Anemia perniciosa

El aumento de la bilirrubina directa puede indicar:

Obstrucción de las vías biliares Cirrosis Síndrome de Dubin-Johnson (muy raro) Hepatitis Colestasis intrahepática (acumulación de bilis en el hígado) debido a cualquier

causa

En presencia del acelerador cafeína, la bilirrubina total se acopla con el ácido sulfónico para formar un complejo azobilirrubinado rojo, la intensidad del color es proporcional a la concentración de la bilirrubina. La determinación de la bilirrubina directa es desarrollada sin aditivo de cafeína. La adición de tartrato alcalino causa una transformación del complejo rojo de la azobilirrubina a un complejo azul y las lecturas de las absorvancias son entre 546-578 nm.

Bilirrubina total:Acido sulfanílico + NaNO2 ácido sulfónico diazotizado

Bilirrubina + ácido sulfónico diazotizado cafeína azobilirrubina (rojo)

Azobilirrubina + tartrato complejo verde

1. Esquema de pipeteo:

Bilirrubina total

Microdeterminación

Pipetear en las cubetas Blanco de reactivo Muestra

Reactivo 1 100 ul 100 ul

Reactivo 2 ------ 25 ul


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Muestra 100 ul 100 ul

Mezclar, incubar por 10-60 minutos a temperatura ambiente. Añadir:


Mezclar e incubar a temperatura ambiente por 5-30 minutos. Leer la absorbancia de la muestra contra el blanco

Bilirrubina directa

Pipetear en las cubetas Blanco de reactivo Muestra


Reactivo 2 ------ 25 ul

Solución NaCl 0.9% 1000 ul 1000 ul

Muestra 100 ul 100 ul

Mezclar, incubar por 5 minutos a temperatura ambiente. Leer la absorbancia de la muestra contra el blanco

2. Cálculos:

Bilirrubina total: C (mg/dl)= 10.8 x ∆A bilirrubina totalBilirrubina directa: C (mg/dl)= 13.7 x ∆A bilirrubina directaBilirrubina indirecta: BI= Bilirrubina total (BT) - bilirrubina directa (BD)

3. Materiales y reactivos:


Espectrofotómetro Reactivos para bilirrubina

Tubos de ensayo Muestras de suero sanguíneo (ó plasma)

Gradilla

Pipetas automática


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Reloj



Valores de referencia:Bilirrubina total: hasta 1.0 mg/dlBilirrubina directa: hasta 0.25 mg/dl

TRABAJO EN CLASE:

Realizar el análisis de las bilirrubinas en un suero sanguíneo y luego reportar los cálculos en la carpeta con la respectiva interpretación del resultado

BIBLIOGRAFIA: Ángel M., G. y M. Ángel R., Interpretación Clínica del Laboratorio, 6ª. edición, Editorial

Médica Panamericana, Bogotá, 2.001 Henry, J. B., Diagnóstico y Tratamiento Clínicos por el Laboratorio, 9ª. Edición, Editorial

Salvat Médica, México, 1.993 Manual de Bioseguridad en el Laboratorio, O. M. S., Ginebra, 1.994 Métodos Básicos de Laboratorio en Parasitología Médica, O. M. S., Ginebra, 1.992 Morán Villaroto, Obtención de Muestras Sanguíneas de Calidad Analítica, Editorial Médica

Panamericana, México, 2.001


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Manual de Laboratorio Clinico

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